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重组原型泡沫病毒整合酶纯化过程中核酸酶污染的检测与去除

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DOI：

10.3791/56605

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2017年12月8日

 ,  ,  , 
1Department of Cancer Biology and Genetics, The Ohio State University College of Medicine

本文内容

摘要

重组原型泡沫病毒整合酶蛋白在纯化过程中常被细菌核酸酶污染。本方法可鉴定核酸酶污染并将其从酶的最终制备物中去除。

摘要

逆转录病毒原型泡沫病毒（PFV）的整合酶（IN）蛋白是研究逆转录病毒整合机制的模式酶。与其它逆转录病毒的IN相比，PFV IN具有更高的溶解度，更易于进行实验操作。此外，它对临床上重要的人类免疫缺陷病毒（HIV-1）IN抑制剂敏感，表明PFV IN的催化机制与HIV-1 IN相似。IN在称为链转移的过程中催化病毒互补DNA（cDNA）与靶DNA之间的共价连接。该链转移反应会在靶DNA上引入切口。由于存在同样能够切割DNA的核酸酶，整合反应产物的分析可能受到干扰。已有研究表明，一种细菌核酸酶会与在Escherichia coli（E. coli）中表达的重组PFV IN共同纯化。本文介绍了一种通过肝素亲和层析法将PFV IN与污染性核酸酶分离的方法。可利用超螺旋质粒和琼脂糖凝胶电泳对各组分中的核酸酶污染进行简便筛选。PFV IN与污染性核酸酶对肝素琼脂糖具有不同的亲和性，因此可通过该方法获得无核酸酶污染的重组PFV IN，适用于整合反应的大规模生化分析或单分子分析。

引言

蛋白质与DNA相互作用的生化及单分子研究需要极高纯度的重组蛋白。来自细菌的污染性核酸酶可能掩盖这些实验的结果。已在从大肠杆菌（Escherichia coli，E. coli）中分离得到的重组蛋白——氧清除剂原儿茶酸-3,4-双加氧酶（PCD）和原型泡沫病毒（PFV）整合酶（IN）——的制备样品中发现存在污染性核酸酶1,2,3。

逆转录病毒整合酶活性检测依赖于将超螺旋DNA转化为切口或线性产物，以此作为衡量整合酶（IN）活性的指标4。在细胞感染过程中，整合酶将病毒cDNA的两端连接到宿主染色质上5。每一次末端连接反应称为链转移。重组整合酶活性的检测可通过协同整合反应，将模拟病毒cDNA两端的两个DNA寡核苷酸连接至靶DNA上4,5,6,7,8。或者，重组整合酶也可能仅连接一个DNA末端，发生非生理性的半位点整合反应9,10。当超螺旋质粒DNA作为整合靶标时，协同整合产物为线性DNA，而半位点整合产物为松弛环状DNA。这些反应产物可通过琼脂糖凝胶电泳中相对迁移率的不同进行鉴定1。如果重组整合酶样品中含有污染性核酸酶，则会产生非特异性的松弛环状DNA或可能的线性化质粒，从而干扰实验结果。病毒DNA寡核苷酸可进行荧光标记，以明确区分整合产物与核酸酶降解产物。然而，整合酶对超螺旋DNA靶标具有强烈偏好；若因污染性核酸酶导致超螺旋质粒转化为松弛环状或线性DNA，可能使实验结果和数据分析产生偏差11。因此，从逆转录病毒整合酶制备物中去除细菌来源的核酸酶至关重要。

PFV IN 对肝素琼脂糖的亲和力与细菌核酸酶不同1。PFV IN 与该核酸酶可通过肝素琼脂糖上的线性梯度洗脱实现分离。该核酸酶无法通过 280 nm 处的紫外（UV）吸收峰或分析型十二烷基硫酸钠聚丙烯酰胺凝胶电泳（SDS-PAGE）轻易检测到。相反，需通过核酸酶活性检测来鉴定，该检测基于超螺旋质粒转化为松弛环状或线性产物的能力。肝素琼脂糖层析后的每一份馏分均需检测核酸酶活性。PFV IN 与核酸酶污染物对 Mono-Q 阴离子树脂的亲和力无差异。在对 Mono-S 阳离子树脂的亲和力上仅有微小差异。然而，Mono-S 树脂无法有效分离细菌核酸酶与 PFV IN。最终，肝素琼脂糖亲和纯化是将细菌核酸酶与 PFV IN 实现最佳分离的方法，且具有上样体积不受限制的优势。

检测核酸酶污染活性的方法可适用于其他蛋白质。目标蛋白质的亲和特性可能与PFV IN不同；目标蛋白质与核酸酶污染物之间的结合特性差异必须通过实验确定。该核酸酶污染检测方法可适用于其他树脂，包括Mono-S阳离子交换树脂或Mono-Q阴离子交换树脂。亲和层析树脂和离子交换树脂可能提供一种可靠方法，用于从核酸酶污染物中分离目标重组蛋白，且在层析过程中对蛋白样品体积无限制。

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方案

1. 在E. coli中诱导PFV IN表达

  1. 加入1 μL PFV IN表达质粒（10 ng/μL）至20 μL中 E. coli BL21(DE3) pLysS（市售细胞，20 μL 分装） >2 × 106 将质粒按每微克CFU数（CFU/μg质粒）加入1.5 mL离心管中。轻轻弹击或轻弹管壁混匀。冰上孵育5分钟。
    1. 在42 ˚C水浴中热激恰好30秒，然后立即放回冰上孵育2分钟。
    2. 加入80 μL室温的含分解代谢抑制的超级优化肉汤（SOC）培养基，在37 ˚C、225转/分钟（rpm）振荡条件下孵育1小时。
    3. 在含有25 mL LB琼脂（1 L LB琼脂：10 g胰蛋白胨、10 g NaCl、5 g酵母提取物、15 g琼脂）和100 μg/mL氨苄青霉素（100 mg/mL储备液）的100 mm × 15 mm培养皿中，加入25 μL混合物进行涂布。
    4. 将剩余的75 μL转化细胞涂布于第二块相同的平板上。将平板倒置，在37 °C下过夜培养。
  2. 取出转化后的平板 E. coli 使用单菌落接种于含有100 μg/mL氨苄青霉素的3 mL LB培养基（1 L LB：10 g胰蛋白胨、10 g NaCl、5 g酵母提取物）中，培养管为14 mL圆底聚丙烯管。在37 ˚C、225 rpm振荡条件下培养约8小时。
    1. 将3 mL培养物加入含有100 μg/mL氨苄青霉素和34 μg/mL氯霉素（34 mg/mL储存液）的50 mL LB培养基中，置于250 mL锥形瓶内。在37 °C、225 rpm振荡条件下过夜培养。
    2. 将53 mL培养物转移至含有1 L LB培养基、100 μg/mL氨苄青霉素和34 μg/mL氯霉素的4 L锥形瓶中。在37 °C、225 rpm振荡条件下培养。
    3. 在 600 nm 处测量光密度（OD600定期检测培养物的 OD 值。最初，检查培养物的 OD600 每小时。当培养物达到目标OD时600，每15分钟检查一次，避免过度生长。将菌液培养至OD600 介于0.9至1.0之间。将锥形瓶转移至冰浴中，轻轻摇动以降低培养物的温度。
  3. 将1 mL培养物转移至1.5 mL离心管中，用于后续的变性SDS-PAGE分析。
    1. 在室温下，于14,000 × g离心1分钟，使1.5 mL离心管中的细胞沉淀。弃去上清液。用移液器将沉淀重悬于150 μL磷酸盐缓冲液（PBS）中。PBS可含或不含CaCl₂。2 和 MgCl2.
    2. 加入150 μL 2x SDS-PAGE上样缓冲液（150 mM Tris-HCl，pH 6.8，1.2% SDS，30%甘油，15% β-巯基乙醇（βME），0.0018%溴酚蓝），用移液器或涡旋仪充分混匀。于100°C加热变性3分钟。置于-20 °C保存。
  4. 向细菌培养物中加入：终浓度为 0.25 mM 的异丙基-β-D-硫代半乳糖苷（IPTG，0.25 M 储存液）和 50 μM ZnCl₂2 （50 mM 储存液）。IPTG 诱导 PFV 的表达 在 来自T7启动子的基因和ZnCl₂2 作为补充剂，用于PFV IN氨基末端锌指结构域的正确折叠。将培养物在25 °C、225 rpm振荡条件下孵育4小时。立即将烧瓶转移至冰浴中。按照1.3节所述相同方案，保留1 mL培养物用于SDS-PAGE分析。
  5. 将细菌培养物转移至适当尺寸的离心管中。例如，1 L 培养物可分装至四个无菌一次性 250 mL 圆锥底聚丙烯离心管中。在4 ˚C条件下，于冷藏台式离心机中以3000 x g离心20分钟。倾倒弃去上清液。
    1. 将1 L细菌培养物的所有沉淀物重悬于总体积为25 mL（每瓶6.25 mL）的预冷PBS（含或不含CaCl）中2 和 MgCl2用移液器吹打混匀。将菌液悬液合并后转移至一个50 mL锥形离心管中。在4 °C条件下，于制冷离心机中以3,000 × g离心20分钟。倾倒或用移液器弃去上清液。
  6. 将细菌沉淀用10 mL重悬缓冲液（50 mM Tris-HCl，pH 7.5，500 mM NaCl，500 μM苯甲基磺酰氟（PMSF）蛋白酶抑制剂）通过移液重悬。将装有样品的离心管浸入盛有液氮的杜瓦瓶中，迅速冷冻。小心取出离心管，并于-80 °C保存。
    注意：细菌沉淀物可在 -80 °C 下保存数月。我们观察到在 -80 °C 保存两年后，活性蛋白未出现损失。
  7. 使用8.3 cm宽、7.3 cm高、0.75 mm厚的SDS-PAGE凝胶分析诱导前和诱导后样品，凝胶包含1.5 mL 6%聚丙烯酰胺浓缩层（125 mM Tris-HCl，pH 6.8，6%丙烯酰胺，0.1% SDS，0.1%过硫酸铵，0.001% TEMED）和3.5 mL 10%聚丙烯酰胺分离层（375 mM Tris-HCl，pH 8.8，10%丙烯酰胺，0.1% SDS，0.1%过硫酸铵，0.001% TEMED）12.
    1. 灌注浓缩胶后，插入10孔梳子。待凝胶聚合后，组装PAGE电泳装置，并加入足量SDS-PAGE电泳缓冲液（25 mM Tris，192 mM glycine，0.1% SDS）。
    2. 上样10 μL每种样品和4 μL预染蛋白质标准品。以16.5 V/cm电压电泳，直至染料前沿迁移至凝胶底部，约60 min。
    3. 拆卸凝胶板并将凝胶转移至塑料容器中。加入足量考马斯亮蓝染色液（0.1% 考马斯亮蓝 R-250，40% 甲醇，10% 乙酸）以完全覆盖凝胶，室温下染色 20 分钟。
    4. 倒掉染色液，加入脱色液（40% 甲醇，10% 乙酸），直至条带清晰可见。倒掉脱色液，更换为去离子水。PFV IN 应在诱导后样品中易于识别。带有六组氨酸标签的 PFV IN 分子量为 47374 Da。
    5. 如果看不到PFV IN，可从转化平板中选择另一个菌落重新开始诱导。

2. 镍亲和层析

  1. 将一管细菌沉淀物置于冰上解冻。
    注意：此步骤将耗费较长时间（约 2 - 3 小时）。当沉淀物解冻至细胞悬液状态时，加入额外的 500 μM PMSF（100 mM 储存液）。
  2. 将装有细菌悬液的50 mL离心管置于冰上。使用直径为0.5英寸、带有直径为0.125英寸锥形微探头、频率为20 kHz、最大功率为400 W的超声破碎仪，对每1 L培养液所得菌体沉淀进行超声处理，超声参数为30%振幅，总时长30 s（工作1 s，间歇1 s）。
  3. 将细胞样品转移至预冷的超速离心管中。使用与Type 60 Ti固定角转子兼容的聚碳酸酯管组件（直径25 mm，高度89 mm）。若能达到相同的离心力，也可使用其他类型的离心管和转子。在4 °C条件下以120,000 × g离心60分钟。离心后应可见明显沉淀。上清液可能呈黄色。
  4. 将上清液通过倾倒或移液转移至预冷的50 mL离心管中。记录体积，该体积应近似等于速冻前用于重悬的缓冲液体积。若上清液黏稠，可能被细菌DNA污染，这会堵塞层析柱。此时，需重复超速离心以沉淀细菌DNA。
  5. 配制 500 mL 缓冲液 A（50 mM Tris-HCl，pH 7.5，500 mM NaCl，500 μM PMSF）和 500 mL 缓冲液 B（50 mM Tris-HCl，pH 7.5，500 mM NaCl，500 μM PMSF，200 mM 咪唑）。
    注意：本实验方案中，应将快速蛋白液相色谱（FPLC）系统、所有缓冲液及样品置于冷室中，保持在 4 °C。
    1. 使用0.2 μm一次性滤器对缓冲液A和缓冲液B进行无菌过滤。根据FPLC系统的要求，分别用缓冲液A和缓冲液B冲洗泵A和泵B。以90%缓冲液A和10%缓冲液B的流动相流经系统，直至电导率和紫外吸收读数稳定。最大流速取决于仪器型号；建议使用5 mL/min的流速，最大压力限制为1.0 MPa。
  6. 准备一根长110 mm、直径5 mm的FPLC柱，装填1.5 mL镍离子螯合树脂（最大结合容量50 mg/mL，最大耐压1 MPa）。可在纯化前一天制备色谱柱，并于4 ˚C保存。
  7. 将色谱柱连接至FPLC仪器。用20 mL含90%缓冲液A和10%缓冲液B（20 mM 咪唑）的溶液以0.5 mL/min的流速平衡色谱柱，最大压力限制为0.5 MPa。仪器应实时采集电导率和280 nm处的紫外吸光度（A280）。电导率和紫外吸收读数应趋于稳定。如果这些读数尚未稳定，请继续用缓冲液冲洗色谱柱，直至读数稳定。
  8. 将蛋白样品（每管约10 mL）以0.15 mL/min的流速上样至层析柱，最大压力限制为0.5 MPa。整个纯化过程中流速和柱压保持不变。用50 mL离心管收集穿流组分。
    1. 用20 mL含90%缓冲液A和10%缓冲液B的溶液洗涤层析柱，收集洗脱液至50 mL离心管中。用20 mL线性梯度洗脱液（缓冲液B比例从10%升至100%，即咪唑浓度从20 mM升至200 mM）洗脱蛋白质。
    2. 最后，用5 mL 100%缓冲液B（200 mM咪唑）洗涤层析柱。收集梯度洗脱液和最终洗涤液于 0.27 mL 份
  9. 将15 μL的2x SDS-PAGE上样缓冲液与15 μL的穿流液、洗涤液和洗脱峰A组分混合280 组分。将样品煮沸3分钟。
    1. 按照步骤1.6所述方法制备两块10% SDS-PAGE凝胶，但使用15孔梳子。每孔上样10 μL样品，并加入4 μL预染蛋白质标准品。按照步骤1.6所述条件进行电泳、染色及凝胶分析。
    2. 根据目测结果，合并含有几乎纯净的PFV IN的组分。使用移液器测量体积，通常为8 - 10 mL。
    3. 使用分光光度计测量 A280 合并组分的蛋白总量并计算PFV IN蛋白的总产量；通常每升诱导培养物可获得约10 mg蛋白。带有六组氨酸标签的PFV IN蛋白的消光系数为59360 cm⁻¹·(mol/L)⁻¹。-1 M-1.
  10. 为去除六组氨酸标签，向PFV IN中加入10 mM二硫苏糖醇（DTT，1 M储存液）和0.1 mM EDTA（pH 8.0，0.5 M储存液）。每毫克PFV IN加入15 μg人鼻病毒（HRV）3C蛋白酶。4 ˚C下孵育过夜。切割后PFV IN的分子量由47374 Da降至44394 Da，可通过10% SDS-PAGE分析验证。

3. 肝素亲和层析

  1. 配制 250 mL 缓冲液 C（50 mM Tris-HCl，pH 7.5，10 mM DTT，0.1 mM EDTA，500 μM PMSF）和 250 mL 缓冲液 D（50 mM Tris-HCl，pH 7.5，10 mM DTT，0.1 mM EDTA，500 μM PMSF，1 M NaCl）。
    注意：在本实验方案中，FPLC 系统、缓冲液和样品均置于 4 ˚C 的冷室中。
    1. 使用 0.2 μm 一次性滤器对缓冲液 C 和缓冲液 D 进行无菌过滤。根据 FPLC 系统的不同，分别用缓冲液 C 和缓冲液 D 清洗泵 A 和泵 B。以 80% 缓冲液 C 和 20% 缓冲液 D 的比例流经系统，直至电导率和紫外吸收读数稳定。最大流速取决于仪器型号；我们通常使用 5 mL/min 的流速，最大压力限制为 1.0 MPa。
  2. 准备一根长 80 mm、直径 5 mm 的 FPLC 柱，装填 1 mL 肝素 Sepharose 树脂（每毫升树脂最大结合容量为 2.0 mg 牛抗凝血酶 III，最大耐受压力为 1.4 MPa）。该层析柱可在纯化前一天制备，并于 4 °C 保存。将柱子连接至 FPLC 仪器。
    1. 以 0.5 mL/min 的流速，使用 20 mL 含 80% 缓冲液 C 和 20% 缓冲液 D（200 mM NaCl）的混合缓冲液平衡柱子，最大压力限制为 1 MPa。仪器应实时采集电导率和 280 nm 处的紫外吸光度（A280）数据。电导率和紫外读数应趋于稳定。若未稳定，继续用缓冲液冲洗柱子直至读数稳定。
  3. 通过加入 1.5 倍体积的缓冲液 C，将 PFV IN 样品中的 NaCl 浓度降低至 200 mM。例如，向 10 mL PFV IN 中加入 15 mL 缓冲液 C。我们的总体积通常约为 25 mL。
  4. 以 0.5 mL/min 的流速将稀释后的 PFV IN 样品上样至肝素 Sepharose 柱，最大压力限制为 1.0 MPa。在整个纯化过程中，流速和柱压保持不变。用 50 mL 锥形管收集穿流液。
    1. 用 20 mL 含 80% 缓冲液 C 和 20% 缓冲液 D（200 mM NaCl）的混合缓冲液洗涤柱子，洗脱液收集于 50 mL 锥形管中。随后用 30 mL 线性梯度缓冲液（从 20% 至 100% 缓冲液 D，即 NaCl 浓度从 200 mM 升至 1 M）进行洗脱。
    2. 再用 5 mL 100% 缓冲液 D 洗涤柱子。将梯度洗脱液和最终洗涤液按每管 0.37 mL 分部收集。
  5. 按照步骤 2.9 所述方法，通过 8% SDS-PAGE 分析上样液、穿流液、洗涤液及各收集组分。PFV IN 在切除六组氨酸标签后的分子量为 44394 Da，且去除六组氨酸标签后其消光系数仍为 59360 cm-1 M-1。所有组分在完成核酸酶活性检测前均应保存于 4 ˚C。

4. 核酸酶实验

  1. 鉴定肝素琼脂糖层析组分中几乎纯的PFV IN。将3 μL肝素组分与50 ng 3 kb超螺旋质粒DNA在反应缓冲液（10 mM HEPES，pH 7.5，110 mM NaCl，5 mM MgSO₄）中混合4，4 μM ZnCl₂2，10 mM DTT），终体积为15 μL。37 ˚C孵育90分钟。设置不含PFV IN的阴性对照。
    1. 使用 1 mg/mL 蛋白酶 K（20 mg/mL 储存液）和 0.5% SDS（10% 储存液）终止反应。37 °C 孵育 1 小时。样品可于 -20 °C 保存，以备后续分析。
  2. 配制125 mL 1% 质量体积比（w/v）的琼脂糖凝胶，溶剂为1x TAE 缓冲液（40 mM Tris-乙酸盐，1 mM EDTA），含 0.1 µg/mL 溴化乙锭（10 mg/mL 储存液）13将琼脂糖溶液融化后倒入15 cm × 10 cm的凝胶制备板中。插入一个具有15个加样孔的梳子，加样孔宽度为5 mm，厚度为0.75 mm。与1.5 mm厚的加样孔相比，较薄的加样孔可获得更好的条带分辨率。在室温下静置，使凝胶完全凝固。
    1. 将凝胶浸入1x缓冲液中 含0.1 µg/mL溴化乙锭的TAE缓冲液。向核酸酶反应体系中加入3.5 μL 6x上样缓冲液（50%甘油，0.15%橙G染料）。将全部反应产物上样至凝胶。在室温下以恒定电压（每厘米10伏，即100 V）电泳1小时，或直至橙G染料前沿迁移至凝胶末端。
  3. 立即使用荧光扫描仪对琼脂糖凝胶成像，检测溴化乙锭。线性DNA应按3 kb大小正确迁移，超螺旋DNA迁移较快（约2 kb），松弛环状DNA迁移较慢（约3.5 kb）。
    1. 使用图像分析软件，计算每条泳道中超螺旋、线性和松弛环状质粒的像素体积。将这三种DNA形式的像素体积之和称为 "总DNA" 将该值用于计算线性化和松弛环状DNA的百分比。例如，用该泳道中松弛环状DNA的像素体积除以总DNA像素值，再将所得数值乘以100，即可得到百分比。含有核酸酶污染的组分相较于阴性对照，其线性化和松弛环状DNA的百分比更高。
  4. 合并不含有核酸酶污染活性的肝素琼脂糖层析组分。将合并后的组分装入截留分子量为6–8 kDa的透析袋中，在4 °C条件下，用1 L含50 mM Tris-HCl（pH 7.5）、200 mM NaCl和50 μM ZnCl₂的缓冲液透析过夜。2，10 mM DTT，20% 甘油。
  5. 从透析袋中回收无核酸酶的PFV IN样品。测量A280 并计算最终蛋白质浓度。分装后在液氮中速冻，于 -80 °C 保存分装样品。

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结果

重组PFV IN常被一种细菌核酸酶污染1。生化整合实验依赖于定量超螺旋质粒DNA转化为松弛环状和线性产物的过程。若存在污染性核酸酶，可能导致这些实验的定量结果出现偏差。在E. coli中诱导表达带有六聚组氨酸标签的PFV IN（图1），并首先通过镍亲和层析进行纯化（图2）。将含有几乎纯化PFV IN的组分合并后，利用蛋白酶切除六聚组氨酸标签。我们已确定PFV IN与污染性核酸酶对肝素Sepharose层析具有不同的亲和力（图3）1。将经过肝素Sepharose层析后的PFV IN组分与超螺旋质粒共同孵育，以检测是否存在松弛环状和线性质粒——即核酸酶活性的产物（图4）。该检测方法可用于鉴定不含核酸酶的蛋白组分（图5）。这些组分可合并...

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讨论

与DNA相互作用的重组蛋白（如DNA修复蛋白、单分子显微镜应用中的氧清除剂或逆转录病毒整合酶）应不含污染性的细菌核酸酶2,3。这些污染物可能会干扰在整体生化实验或单分子检测中对实验结果的解读。

我们发现，一种细菌核酸酶经常与PFV IN共同纯化。然而，PFV IN对肝素琼脂糖的亲和力与细菌核酸酶污染物明显不同1。制备无核酸酶污染的PFV IN的关键在于，在肝素琼脂糖梯度洗脱后的每一组分中，仔细定量其核酸酶活性。梯度必须足够平缓，以实现PFV IN与核酸酶污染物的有效分离；若梯度过陡，则无法实现高效分离。此外，质粒DNA底物中松弛环状结构的比例应尽可能低，以降低核酸酶检测的本底信号。如果质粒DNA底物中松弛环状结构的本底较高，应重新纯化质粒DNA。核酸酶活性检测可揭示污染物核酸酶的存在，并确定应弃去的组分。

在某些情况下，尺寸排阻色谱法（SEC）可能是去除污染性核酸...

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披露

作者无任何利益冲突需要披露。

致谢

本工作由美国国立卫生研究院（NIH）资助，项目编号为AI099854和AI126742，授予KEY。

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材料

本文使用的材料清单
姓名公司目录编号评论
BL21/DE3 Rosetta 大肠杆菌EMD Millipore70956-4
LB 培养基EMD biosciences1.10285.0500
氨苄青霉素Amresco0339
氯霉素 Amresco0230
PBSSigma-AldrichD8537
IPTG Denville ScientificCI8280
氯化锌（ZnCl₂）Sigma-Aldrich208086
Tris 超纯级Gojira Fine ChemicalsUTS1003
氯化钠（NaCl）P212121RP-S23020
PMSF Amresco0754
咪唑 Sigma-AldrichI0250
DTT P212121SV-DTT
UltraPure EDTAInvitrogen/Gibco15575
MgSO4Amresco0662
琼脂糖 Denville ScientificCA3510
溴化乙锭Thermo Fisher ScientificBP1302
甘油Fisher ScientificG37-20
Ni-NTA SuperflowQiagen30430
肝素 Sepharose 6 Fast FlowGE Healthcare Life Sciences17-0998-01
HRV14 3C 蛋白酶 EMD Chemicals71493-3

参考文献

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SDS PAGE DNA

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