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方法文章

研究 体内 高脂饮食喂养小鼠的葡萄糖代谢评估：口服葡萄糖耐量试验（OGTT）与胰岛素耐量试验（ITT）

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DOI：

10.3791/56672

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2018年1月7日

 , 
1Department of Laboratory Medicine, Medical University of Vienna

本文内容

摘要

本文描述了以高脂饮食喂养小鼠以建立饮食诱导的胰岛素抵抗和肥胖模型的方法，并对其代谢特征进行表征。此外，文中提供了进行口服葡萄糖耐量试验和胰岛素耐量试验的详细实验方案，用于监测机体整体葡萄糖代谢的变化。 体内.

摘要

肥胖是2型糖尿病发病过程中最重要的单一风险因素，该疾病以胰岛素刺激的葡萄糖摄取抵抗和全身性葡萄糖代谢严重失代偿为特征。尽管在葡萄糖代谢机制的理解方面已取得显著进展，但其在健康与疾病状态下调控的分子机制仍研究不足，同时迫切需要开发预防和治疗糖尿病的新方法。饮食来源的葡萄糖可刺激胰腺分泌胰岛素，胰岛素在进食状态下作为细胞合成代谢过程的主要调节因子，从而平衡血糖水平以维持全身能量稳态。长期过度进食可引发代谢性炎症（meta-inflammation），导致外周胰岛素受体相关信号通路发生改变，进而降低对胰岛素介导的葡萄糖清除的敏感性。这些变化最终导致空腹血糖和胰岛素水平升高以及葡萄糖耐量下降，这些指标可作为胰岛素抵抗的重要判断依据。本文介绍了一种构建并进行代谢表征的高脂饮食（HFD）喂养小鼠的实验方案，该模型常用于研究饮食诱导的胰岛素抵抗。我们详细阐述了口服葡萄糖耐量试验（OGTT）的操作流程，该试验用于监测口服葡萄糖负荷后外周组织对葡萄糖的清除能力及胰岛素分泌随时间的变化。此外，我们还提供了一种胰岛素耐量试验（ITT）的方案，用于评估机体整体的胰岛素作用。上述方法及其后续应用共同构成了强有力的工具，可用于表征小鼠的一般代谢表型，并特异性评估葡萄糖代谢的改变。这些方法在胰岛素抵抗、糖尿病和肥胖的广泛研究领域中尤为有用，有助于更深入理解疾病发病机制，并可用于评估治疗干预措施的效果。

引言

在发达国家，由于缺乏体力活动以及过度摄入加工食品，肥胖和糖尿病已达到流行病的程度，而快速的城市化、工业化和全球化加剧了这一趋势。尽管近几十年来针对胰岛素抵抗及其共病（如高脂血症和动脉粥样硬化）的研究日益受到重视，但调控健康与疾病状态下代谢的复杂生物学机制仍未被完全阐明，目前仍迫切需要开发新的治疗手段以预防和治疗这些疾病1。

胰岛素及其反向调节激素胰高血糖素是细胞能量供应和宏量营养素平衡的主要调节因子，同时也维持着正常的全身血糖浓度2。葡萄糖本身是胰岛β细胞分泌胰岛素的主要刺激物之一，而其他宏量营养素、体液因子以及神经输入也会进一步调节这一反应。胰岛素随后通过促进过量血糖向肌肉和脂肪细胞内的扩散，并分别激活糖酵解以及蛋白质或脂肪酸的合成，从而触发进食状态下的合成代谢过程。此外，胰岛素通过抑制糖异生来减少肝脏葡萄糖的输出。长期的能量摄入过剩和代谢性炎症会导致高胰岛素血症和外周胰岛素抵抗，其机制包括胰岛素受体表达下调以及下游信号通路的改变，从而导致胰岛素介导的葡萄糖清除能力受损，以及肝脏葡萄糖生成抑制不足3,4,5,6。

大量通过遗传、营养或实验手段诱导疾病的动物模型已被证实是研究胰岛素抵抗、各种类型糖尿病及其伴随疾病分子机制的优秀工具7。其中典型的例子是广泛使用且已被充分建立的高脂饮食（HFD）诱导小鼠模型，该模型因饮食摄入增加和代谢效率降低而导致体重迅速增加，并引发胰岛素抵抗8,9。在动物模型和人类中，空腹血糖和胰岛素水平升高，以及对葡萄糖负荷的耐受能力下降，是胰岛素抵抗及其他葡萄糖代谢系统性改变的常用指标。因此，检测基础状态或刺激后的血糖和胰岛素水平是易于获取的观测指标。

本实验方案详细介绍了高脂饮食（HFD）喂养小鼠的建立方法，以及两种常用于表征代谢表型和研究葡萄糖代谢变化的实验技术：口服葡萄糖耐量试验（OGTT）和胰岛素耐受试验（ITT）。我们对OGTT进行了详细描述，该试验用于评估口服葡萄糖负荷后机体随时间推移对葡萄糖的清除能力及胰岛素的分泌情况。此外，我们还提供了ITT的操作指南，该试验通过监测胰岛素注射后血糖浓度的变化，来评估整体机体的胰岛素作用。本文所述的实验方案均为成熟可靠的方法，已在多项研究中得到应用10,11,12。除了提供一些可能有助于提高实验成功率的微小改进外，我们还给出了实验设计和数据分析的指导原则，以及避免潜在问题的实用建议。本文所述的方案可作为强有力的工具，用于研究遗传、药物、饮食及其他环境因素对全身葡萄糖代谢及其相关疾病（如胰岛素抵抗）的影响。除了使用葡萄糖或胰岛素进行刺激外，还可根据具体研究目的选用其他多种化合物进行刺激。尽管不在本文范围之内，所采集的血液样本还可用于多种下游应用，例如检测除葡萄糖和胰岛素外的其他血液指标（例如，脂质和脂蛋白谱），以及对代谢标志物进行深入分析（例如，通过定量实时聚合酶链式反应（PCR）、蛋白质印迹分析（Western blot）和酶联免疫吸附测定（ELISA））。此外，还可应用流式细胞术和荧光激活细胞分选（FACS）来研究特定单细胞群体中的效应，而转录组学、蛋白质组学和代谢组学方法也可用于非靶向性分析。

总体而言，我们提供了一种简便的高脂饮食诱导小鼠模型的构建方案，并进一步描述了两种用于研究全身代谢变化的有力方法——口服葡萄糖耐量试验（OGTT）和胰岛素耐量试验（ITT）。这些方法可作为研究疾病发病机制及开发新疗法的有用工具，尤其适用于胰岛素抵抗等代谢相关疾病领域。 & 糖尿病

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方案

本文所述所有方法均已获得维也纳医科大学动物护理与使用委员会批准，并依照欧洲实验动物科学协会联合会（FELASA）的规定执行。 请注意，本方案中描述的所有操作必须在获得机构和政府批准后，由具备相应技术能力的人员进行。

1. 高脂饮食喂养的小鼠

注意：所有 C57BL/6J 小鼠均应维持在 12 小时光照/12 小时黑暗循环条件下，并可自由获取食物和水。

  1. 在6周龄时，将小鼠置于高脂饮食（HFD）（40-60% 脂肪热量）中持续8-12周，以诱导肥胖；同时，对照组瘦小鼠喂食低脂饮食（LFD）（10% 脂肪热量）。
  2. 每周测定小鼠的体重。两组小鼠的体重增长曲线应呈现相似趋势，其中HFD喂养组的斜率更高。

2. 口服葡萄糖耐量试验（OGTT）

注意：若在口服葡萄糖耐量试验（OGTT）期间选择每15分钟采血一次的时间点，则每次实验最多可同时进行15只小鼠的操作，以确保每只小鼠至少有1分钟的处理时间。

  1. 口服葡萄糖耐量试验（OGTT）前一日的准备工作
    1. 将小鼠转移至铺有新鲜垫料的笼子中，并在测试前过夜禁食（14 小时），同时确保小鼠可自由饮水（例如，于次日早晨 8:00 开始实验时，可在前一天晚上 18:00 撤除食物）。
      注意：过夜禁食是标准操作，但较短时间的禁食（5–6 小时）对小鼠而言更具生理相关性（详见讨论部分）。
  2. 实验当天的准备工作（实验开始前）
    1. 配制 10 mL 的 20% 葡萄糖溶液（将 D-(+)-葡萄糖溶解于蒸馏水中）。
      注意：所有给予动物的试剂均须为药用级且无菌。
    2. 准备用于血浆采集的 96 孔板，为每只小鼠在每个采样时间点对应的一个孔中加入 5 µL NaEDTA（0.5 M EDTA，pH 8.0，溶于 0.9% NaCl，室温保存）。实验期间将该板置于冰上。
      注意：详细检查清单见补充图 1。
  3. 测量所有小鼠的体重，并使用永久性记号笔在尾巴上做标记，以便于区分不同小鼠（例如，小鼠 1 标记为 1 道短线，小鼠 2 标记为 2 道短线，依此类推）。
  4. 血糖测量与采血（图 2）
    1. 使用锋利的剪刀小心剪去尾尖 1–2 mm（图 2 中的"方案 A"）。每次采集新血样前，务必擦去第一滴血液，以避免溶血或组织液污染。用血糖仪采集少量血液样本（约 3 µL），测定基础血糖水平（= 0 时间点）。
      警告：请检查并校准血糖仪试纸的编码。
      注意：作为替代采血方法，可使用锋利的手术刀片在小鼠尾侧静脉处做切口（图 2 中的"方案 B"）。尾侧静脉通常位于距尾尖约三分之一处，多次采样时可向尾根方向移动。建议使用局部麻醉膏。在将动物放回笼子前，需用手指按压软组织至少 30 秒以止血。
    2. 使用新的毛细管采集血液样本（约 30 µL）（保持毛细管水平）。用移液器吸取血液时，将吸头置于毛细管顶端，缓慢推动血液进入 96 孔板中的指定孔，避免产生气泡。对所有小鼠依次重复此操作，每次处理一只。
      注意：除使用毛细管采血外，也可使用预设正确体积（例如，30 µL）的移液器直接采集血液，或将尾部血滴滴于石蜡膜上，再用移液器转移至 EDTA 溶液中。严格避免凡士林接触血液或血糖仪试纸，因其可能影响后续葡萄糖和胰岛素的测定结果。
      警告：OGTT 对小鼠具有高度应激性：瘦型小鼠在过夜禁食期间体重可能下降约 15%。此外，多个时间点的采血会导致显著的失血量。为便于采血，可用凡士林轻轻按摩小鼠尾巴。
      注意：机构指南可能限制特定时间段内允许采集的血液总量。应根据允许的最大采血量调整采样体积和时间点，并依据小鼠体重计算允许的总采血量。
  5. 根据每只小鼠的体重计算所需葡萄糖溶液的体积（1 g 葡萄糖/kg 体重；可增至最高 3 g/kg），用于灌胃给药。例如，一只体重为 30 g 的小鼠需给予 150 µL 的 20% 葡萄糖溶液，以提供 30 mg 葡萄糖。
    注意：根据小鼠体重确定葡萄糖剂量是标准操作流程。若已知体成分数据，OGTT 的葡萄糖剂量应基于去脂体重进行计算（详见讨论部分）。
  6. 葡萄糖给药
    1. 提前准备好整个实验过程中所需的所有物品（计时器、实验记录表、血糖仪及试纸、毛细管、注射器、葡萄糖溶液、96 孔板、手术刀片、计算器、天平、永久性记号笔、实验台纸、带吸头的移液器以及手套）。
    2. 进行葡萄糖给药时，通过牢固抓握小鼠颈背部皮肤来固定小鼠。施加适当力度，防止小鼠扭动逃脱，并使其头部适度后仰。同时确保小鼠呼吸通畅。
      注意：一旦开始给药，良好的时间管理至关重要。
    3. 使用喂食针将葡萄糖溶液（依据步骤 2.5 计算所得）小心地直接注入胃内。将喂食针经口腔缓缓送入食管。让小鼠自然吞咽针头：针头应完全进入下段食管/胃部。随后注入葡萄糖溶液（图 3a）。
      1. 若插入过程中遇到阻力或动物剧烈挣扎，应立即拔出针头并重新定位。在完成第一只小鼠灌胃后立即启动计时器，并以 1 分钟间隔依次对其他小鼠进行葡萄糖给药。
        注意：可从喂食针尖端滴加一滴葡萄糖溶液至小鼠口中，以刺激舔舐和吞咽行为，从而更易插入喂食针。插入喂食针时切勿施加压力，以免严重损伤动物。
  7. 给药 15 分钟后，使用血糖仪测量各小鼠的血糖水平，并按照与给药相同顺序采集血液样本（约 30 µL）（具体操作详见步骤 2.4）。
    注意：时间管理极为重要；应尽可能严格按照灌胃时的时间间隔执行。在整个过程中尽量减少束缚，允许小鼠自由活动，以降低应激反应，避免干扰实验结果。一手轻挤尾部，另一手采集血液。
  8. 根据预期结果，在选定的时间点重复步骤 2.7（例如，葡萄糖给药后 30、45、60、90、120、150 和 180 分钟）。若选定时间点超过 120 分钟，需确保小鼠可自由饮水。 实验全程必须始终保证小鼠可自由饮水。实验结束后，将小鼠放回配有食物和饮水的原饲养笼中。
    警告：OGTT 对小鼠极为消耗体力，因此在进行下一项代谢实验（如胰岛素耐量试验 ITT）前，至少应间隔 1 周。
  9. 实验结束后，将血液样本在 4 °C 条件下以 2,500 × g 离心 30 分钟。将上清液（血浆）转移至新孔板中的空孔中，并于 -20 °C 保存直至分析。
    1. 如存在溶血现象，应记录样本溶血情况（见第 3 节）。
  10. 按照试剂盒说明书，使用市售 ELISA 试剂盒（见材料表）测定血浆胰岛素水平。
    注意：根据小鼠的禁食状态及其代谢特征，本检测可能出现困难：过夜禁食后的胰岛素水平（0 时间点）通常极低，接近检测下限。为避免此问题，可将推荐的血浆用量加倍，并将 ELISA 检测结果相应减半。另一方面，若小鼠在 OGTT 过程中出现胰岛素峰值（尤其在高脂饮食喂养的小鼠中），胰岛素水平可能超出检测范围：此时可将样本稀释（例如，用 0.9% NaCl 稀释 10 倍）后重新进行 ELISA 检测。血浆样本发生溶血可能导致胰岛素降解，从而降低检测信号值。降解程度取决于样本保存时间、温度及血红蛋白浓度。所有溶血样本均应保持低温或置于冰上，以减缓胰岛素降解。

3. 胰岛素耐受试验（ITT）

注意：进行胰岛素耐量试验（ITT）时，也必须采取与口服葡萄糖耐量试验（OGTT）相同的预防措施（如小鼠操作、血液处理、血糖仪使用及凡士林的使用）。例如，若同时对15只小鼠进行测试，所有注射操作应在15分钟内完成，每分钟注射一只。在ITT过程中，后续使用毛细管采集血样的步骤为可选操作。

  1. 实验前准备
    1. 在胰岛素注射前至少禁食小鼠 2 小时，同时确保小鼠可以自由饮水（例如，上午 8:00 撤除食物，2–5 小时后进行测试）。
    2. 将胰岛素用 0.9% NaCl 溶液稀释 1000 倍（储备液：100 U/mL 胰岛素；工作浓度：0.1 U/mL），并配制 20% 葡萄糖溶液（D-(+)-葡萄糖溶于蒸馏水中），以备小鼠发生低血糖时使用。
      注意：胰岛素耐量试验（ITT）通常在短期禁食后进行，以避免过夜禁食动物可能出现的低血糖。 所有给予动物的试剂必须为药用级且无菌。
  2. 测量小鼠体重，标记尾巴，使用锋利的剪刀剪去尾尖，然后按照口服葡萄糖耐量试验（OGTT）第 2.4 步所述方法测定基础血糖水平。
  3. 胰岛素注射
    1. 通过颈背部抓握法固定小鼠，进行腹腔注射胰岛素（剂量为 0.75 U/kg 体重，需预先计算）。
    2. 每只动物使用新的无菌 27 或 30 号针头，以避免造成不适及注射部位感染的风险。
      注意：对皮肤进行消毒可能延长胰岛素给药时间，从而对动物造成额外干扰，因此不推荐消毒。
    3. 将小鼠头部略微向下倾斜，以暴露其腹部腹侧。将无菌针头斜面向上，以约 30 ° 角插入小鼠腹部右下象限（图 3b）。在第一只小鼠注射完成后立即启动计时器。
      注意：可采用低剂量胰岛素耐量试验（0.1 U/kg）专门评估肝脏胰岛素敏感性。与 OGTT 相同，根据体重计算注射体积是标准操作；若已有体成分数据，则优先依据去脂体重确定剂量。
  4. 在选定的时间点（例如，注射后 15、30、45、60 和 90 分钟）测量血糖水平。
    注意：由于胰岛素在小鼠体内的半衰期较短，约为 10 分钟13，因此胰岛素给药后较晚时间点的差异（例如，2 小时后）可能并不直接反映胰岛素作用的效果。若小鼠出现低血糖（血糖水平低于 35 mg/dL）并有死亡风险，应立即给予 20% 葡萄糖溶液。
  5. 完成最后一次采样后，将小鼠放回预先准备充足食物和饮水的原饲养笼中。

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结果

图1展示了小鼠饮食代谢表型分析的示意图时间表。大约在6周龄时，应将小鼠置于高脂饮食（HFD）中，而低脂饮食（LFD）组可作为对照组。重要的是，应每周测定体重，以观察是否出现预期的体重增加。任何形式的压力（例如，噪音或雄性攻击性行为）都可能干扰体重增长，应立即予以消除。每组饮食实验的小鼠数量应至少为10只，因为此类饮食实验耗时较长，且常出现异常值（例如，体重未增加的小鼠或葡萄糖或胰岛素水平异常的小鼠）。在选定的时间段后（取决于研究假设及预期变化的时间点），可进行口服葡萄糖耐量试验（OGTT）和胰岛素耐受试验（ITT），以评估葡萄糖耐受性和胰岛素作用。本文中选择了较晚的时间点进行代谢测试。

重要的是，口服葡萄糖耐量试验（OGTT）与胰岛素耐量试验（ITT）之间应至少间隔1周的恢复时间，因为这些实验会导致小鼠大量失血，对其造成显著应激。如果减少采血量（例如...

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讨论

鉴于糖尿病及其相关疾病在全球人群中高发，亟需开展针对其分子机制、预防和治疗的研究19. 本文所述方案介绍了高脂饮食（HFD）小鼠模型的成熟制备方法，该模型是代谢研究中广泛使用的可靠动物模型，同时介绍了口服葡萄糖耐量试验（OGTT）和胰岛素耐量试验（ITT）的操作流程，这两种方法是评估全身性代谢改变（如胰岛素抵抗）的有力工具。本文所呈现的方法可用于研究特定基因、环境因素以及药物、饮食、运动或基因治疗对全身葡萄糖代谢的影响。9,10虽然葡萄糖是口服葡萄糖耐量试验（OGTT）中胰岛素分泌的主要刺激物，但本方案可通过联合应用其他已知可调节胰岛素反应的物质（如其他宏量营养素和激素）进行修改2同样，ITT方案也可通过联合应用其他物质进行修改（例如，根据具体的研究问题，还可检测胰高血糖素或儿茶酚胺等指标。所述口服葡萄糖耐量试验（OGTT）和胰岛素耐量试验（ITT）方案的主要检测指标为血糖和胰岛素浓度；然而，根据研究目的的不...

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披露

作者无任何利益冲突需要披露。

致谢

本研究得到了维也纳市市长医学科学基金和奥地利实验室医学与临床化学学会的资助。

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材料

本文使用的材料清单
姓名公司目录编号评论
小鼠品系：C57BL/6J杰克逊实验室664LFD/HFD
Accu Chek Performa - 血糖仪罗氏6870228OGTT/ITT
Accu Chek Performa - 试纸罗氏6454038OGTT/ITT
D-(+)-葡萄糖溶液Sigma-AldrichG8769OGTT
Actrapid - 胰岛素诺和诺德417642ITT
可重复使用饲喂针头精细科学工具公司#18061-22OGTT；22号（幼鼠使用24号）
Omnifix-Fine定量注射器贝朗9161406VOGTT/ITT
Sterican胰岛素针头（30G x 1/3"; ø 0.30 x 13 mm）贝朗304000ITT；瘦型小鼠
Sterican（G 27 x 3/4"; ø 0.40 x 20 mm）  贝朗4657705ITT；高脂饮食小鼠
96孔PCR板，无裙边，柔性布雷因特里科学公司SP0016OGTT
超敏小鼠胰岛素ELISA试剂盒Crystam Chem90080OGTT
含60%千卡脂肪的啮齿类动物饲料Research Diets公司D12492高脂饮食小鼠
含10%千卡脂肪的啮齿类动物饲料Research Diets公司D12450B低脂饮食小鼠
BRAND微量压积毛细管Sigma-AldrichBR749321OGTT/ITT
凡士林乳膏RivieraP1768677OGTT/ITT

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