本实验方案的目的是提供一种耳蜗植入的动物模型，可用于解决多种科研问题。潜在应用包括评估药物干预或电刺激对听力阈值或电极阻抗的有益作用。
本文内容
摘要
摘要
人工耳蜗是一种高效的装置，能够为重度听力损失的个体恢复听力。由于言语感知效果的改善，过去几十年中，植入适应证的标准已逐步放宽。这包括那些仍保留一定残余听力、且能从同侧耳的电刺激与声学刺激联合应用中获益的患者，因此在人工耳蜗植入过程中保护残余听力成为一个重要的问题。电极阻抗及其相关的能量消耗问题是另一个主要的研究领域，该领域的进展可能为实现完全植入式听觉假体铺平道路。为了系统地解决上述问题，合适的动物模型至关重要。因此，本实验方案的目标是提供一种可用于回答多种科研问题的人工耳蜗植入动物模型。由于豚鼠具有较大的鼓泡结构，便于手术进入内耳，且其听觉范围与人类的听觉范围相对相似，因此在听觉研究中常被选用。豚鼠的人工耳蜗植入术通过耳后入路进行，经鼓泡开窗后钻取耳蜗开窗孔，并将人工耳蜗电极插入鼓阶。该电极可用于电刺激、电极阻抗测定以及听神经复合动作电位的测量。除了上述应用之外，若需将药物直接递送至内耳细胞或内耳液体中，人工耳蜗电极还可作为药物递送装置使用。
引言
全球有超过5亿人患有听力损失。1 听力受损与更高的抑郁率、更低的自尊心以及更低的自我价值感相关，这些因素均会导致生活质量下降。2 尽管助听器在中度听力损失情况下是恢复听觉功能的有效手段，但对于重度听力损失患者而言，最有效的治疗方法是人工耳蜗植入（cochlear implant, CI）。由于人工耳蜗在言语感知方面的效果显著，目前其植入适应证标准也已包括s 低频区域具有显著残余听力但无法从助听器中获益的患者3 由于这些患者在植入耳中可以使用电刺激与声学刺激相结合的方式，因此听力保护已成为人工耳蜗手术医生面临的重要问题。在人工耳蜗植入过程中，电极阵列被插入耳蜗的鼓阶，以对听觉神经进行电刺激。4 电极插入创伤可能导致残余听力受损，并诱发纤维化，从而增加电极阻抗和植入体的电池消耗。因此，建立用于研究药物干预以减轻电极插入所致听力损失和纤维化的模型至关重要。
豚鼠是适用于人工耳蜗植入（CIs）研究的合适且方便的动物模型，与沙鼠、大鼠或小鼠相比，其耳蜗手术通路更易于操作且可重复性更高。5,6,7,8 此外，该物种的听觉范围与人类听觉相对接近。9 虽然较大的物种（如猫或猴）曾被用于解决与人工耳蜗植入相关的特定研究问题，但由于伦理和经费方面的考虑，它们并不适合作为大多数人工耳蜗研究的合理选择。10,11
总之，豚鼠是评估耳蜗植入背景下药物干预效果的一种可靠且相对经济高效的模型。
方案
所有动物实验均经当地动物福利委员会和奥地利联邦科学、研究与经济部批准。
1. 准备手术所需的设备和装置
- 将手术显微镜、钻机、加热板和脉搏血氧仪放置在便于术中操作的位置。根据制造商手册检查各设备的功能是否正常。确保将加热板温度设定为 38 °C，以防止动物在手术过程中发生低体温。
- 戴上头罩和口罩。
- 进行外科手部消毒。用肥皂彻底清洗双手，擦干后使用酒精类手部消毒剂进行消毒。待双手干燥后戴上手套。
- 准备灭菌的外科手术器械及耳蜗植入所需设备。本方案中用于豚鼠耳蜗植入的手术器械和设备详见材料表。
- 若需进行复合动作电位（CAP）测量，使用微型镊子小心去除一段长约 3.5 cm 的聚四氟乙烯绝缘金线两端的部分绝缘层（一端去除约 3 mm，另一端去除约 5 mm）。另准备一段长约 2.5 cm 的金线，两端均裸露约 5 mm。将制备好的导线置于酒精或消毒液中备用。
2. 麻醉、药物与动物准备
- 称量动物体重。
注：所用动物为雌性Dunkin-Hartley白化豚鼠，年龄约4–6周，体重范围为300至400 g。 - 根据动物体重准备手术所需的麻醉剂和药物。配制0.72 mL麻醉混合液，其中包含0.06 mL氯胺酮（100 mg/mL）、0.18 mL美托咪定（1 mg/mL）、0.12 mL咪达唑仑（5 mg/mL）和0.36 mL芬太尼（50 µg/mL）用于对一只400 g的豚鼠进行手术。参见 表1 用于麻醉剂的体重剂量。
- 使用27 G针头将氯胺酮、美托咪定、咪达唑仑和芬太尼的混合物皮下注射至动物颈部的脂肪垫中。参见 表1 根据麻醉剂的体重剂量给药。盖好笼子，将动物置于安静处10分钟后再进行后续操作。
- 润滑动物的眼睛，并在整个手术过程中保持眼睛湿润。剃除动物头部的毛发，重点是耳后区域，以充分暴露鼓室便于手术操作。
- 将动物俯卧位放置在加热板上，确保动物不与加热板直接接触，以防发生热灼伤。将脉搏血氧仪探头置于动物的足部。随后使用小型喉镜小心打开动物口腔，并用吸管清除口腔内所有食物残渣。
- 用喉镜保持动物口腔张开。小心地将胃管插入动物的食道，并缓慢向胃部方向推进，直至感到阻力。
- 监测 O2-确保动物无呛咳反应，以确认胃管未插入气管。若出现氧饱和度下降，则应立即拔除胃管2 饱和后，在动物完全氧合后再重试。
- 使用23 G针头将生理盐水、5%葡萄糖和恩诺沙星的混合物注射至动物颈部的脂肪垫中。
- 再次使用酒精洗手液消毒双手。戴上新的清洁手套。
- 准备手术区域 用聚维酮碘和70%乙醇交替擦拭并覆盖动物。使用自粘式手术巾或毛巾钳，确保手术过程中仅暴露手术区域。
- 在计划切口区域皮下注射0.1 mL 2%利多卡因溶液以实现充分的局部麻醉，并将动物置于侧卧位。
- 重新给予动物剂量 ¼ 每30分钟追加一次麻醉混合物的初始剂量，以维持足够的麻醉效果。
3. 人工耳蜗植入
- 使用手术刀在耳廓后方3-5 mm处做一条长约2-3 cm的皮肤切口。必要时使用双极电凝以减少出血。
注意：首次切口前应通过检查足底回缩反射消失确认麻醉深度。手术过程中应每15-20分钟重复测试一次，以持续监测麻醉深度。 - 在触诊听泡后，使用15号手术刀或手术剪仔细切开耳后区域的肌肉。
注意：听泡在肌肉下方可触诊为一隆起结构。 - 使用刮匙或棉签轻轻推开肌肉，将其从听泡表面分离。使用牵开器充分暴露切口全长，以便无障碍地接触听泡。
- 使用15号手术刀的尖端在听泡上钻孔。小心旋转手术刀，直至穿透骨质，以便观察中耳结构。
- 根据需要扩大听泡造口，确保能够充分观察耳蜗基转及圆窗隐窝。将动物头部置于屈曲位，以便更好地暴露上述结构。使用一小块敷料覆盖听泡造口区域，防止血液或细胞外液流入中耳。
注意：头部屈曲位可能阻碍动物气道通畅，因此需频繁监测动物的血氧饱和度。 - 将动物置于俯卧位。通过做矩形切口并去除皮肤，暴露动物颅顶。使用手术刀剥离骨膜，并清除骨骼表面所有其他组织或血液。
- 若需进行复合动作电位（CAP）测量，请使用显微镊将3.5 cm长、聚四氟乙烯绝缘的金线末端（去绝缘3 mm）弯成一个小钩，完成电极制备。
- 若需进行CAP测量，请使用显微镊将金线末端（去绝缘5 mm）经18 G外周静脉导管皮下引导至颅顶。另一手持显微镊，小心将带钩端引入中耳。
- 若需进行CAP测量，请屈曲动物头部，通过听泡造口观察圆窗隐窝区域。另一手持显微镊，将金线钩住圆窗隐窝的骨性隆起。
- 保持金线轻微张力，并使用1 mL注射器配27 G针头，将10 - 15 µL组织胶滴于听泡造口颅侧缘固定金线。避免胶水流入中耳。有关金线原位放置的术中图像，请参见图1。
- 若需进行CAP测量，请将金线的去绝缘端连接至听觉电位测量设备，并进行基线CAP测量。有关本实验室常规CAP测量方法的详细描述，请参见Honeder et al., 201612。
- 将动物置于俯卧位。使用1 mm钻头在人字缝前方1 mm处钻两个孔，注意勿损伤硬脑膜。将两枚2 mm不锈钢螺钉植入颅骨。
注意：螺钉用于固定电极连接器。应根据连接器尺寸调整螺钉间距。 - 使用18 G外周静脉导管，将电极从连接器经贴近颅骨的组织层引导至听泡。
- 按照制造商说明书，使用刮刀将牙科水泥粉与液剂混合。
- 使用刮刀将0.5 - 0.7 mL半流体牙科水泥置于两螺钉之间。将电极连接器放置于两螺钉之间。
- 保持连接器位置固定，直至牙科水泥完全硬化。确保螺钉被水泥完全包埋，以实现连接器的稳定固定。
- 将动物侧放。使用0.5 mm金刚砂钻头以每分钟5000转的速度，在距圆窗隐窝1 mm处小心钻出耳蜗造口。
- 小心将电极插入鼓阶，深度达4 mm。撤出电极后重复插入操作。有关用于豚鼠耳蜗植入的电极图像，请参见图2。
- 使用直针，用一小块肌肉封闭耳蜗造口区域。使用1 mL注射器配27 G针头，将10 µL组织胶滴于听泡造口颅侧缘固定电极。
- 按步骤3.14所述方法制备牙科水泥。使用刮刀小心用约0.3 mL牙科水泥封闭听泡造口。使用5-0可吸收缝线关闭耳后切口。
- 将动物转为俯卧位。
- 若需进行CAP测量，请使用组织镊夹住动物颅顶矩形切口的后缘。另一手持剪刀，在动物颈部制作一条长约2 cm的皮下隧道。
- 若需进行CAP测量，请使用镊子将2.5 cm长金线皮下植入动物颈部。将较短的去绝缘端焊接到颅顶连接器的指定引脚上。
- 若需进行CAP测量，请将圆窗隐窝电极（金线）焊接到颅顶连接器的相应引脚上。
- 在连接器顶部再涂一层牙科水泥，完全覆盖绝缘引脚及电极。
- 若需进行CAP测量，请根据研究方案进行术后测量。
4. 术后护理
- 手术及测量结束后，皮下注射阿替美唑和氟马西尼，以拮抗麻醉作用。
- 使用生理盐水进行液体替代，以支持动物术后恢复。
- 将动物置于加热灯下，直至其完全从麻醉中恢复，并开始在笼内活动。
- 为防止过热或灼伤，应将加热灯放置在距离动物约50 cm处。确保动物体温始终维持在37.5 °C至39 °C之间。
- 检查动物是否出现眼球震颤、转圈或翻滚等前庭损伤症状。13,14
- 术后继续每天两次给予布托啡诺镇痛，持续两天。
注意：术后首次给予布托啡诺前，需确认动物已完全恢复，且呼吸稳定。若动物仍处于麻醉状态时用药，可能导致呼吸抑制。 - 术后前3天每日称量动物体重，以监测可能的体重下降情况，作为此期间应激反应的替代指标。
注意：术后前3天体重下降约10%属正常现象，应视为常见反应。此体重下降为暂时性，数日内可恢复。
结果
通常情况下，豚鼠模型的手术伤口愈合较快，且无并发症，术后电生理测量所需的接触点在动物头顶位置仍易于接触。图3). 图 4 显示了一只代表性动物术前和术后的点击-听性脑干反应（click-CAP）测量结果。电极插入导致阈值偏移了16分贝（dB）图4A 和 4B). 图4C 展示了同一动物术前和术后的频率特异性听神经复合动作电位（CAP）阈值。低频区域的CAP阈值几乎未发生变化，而在高频区域（从8 kHz开始）实现了约25至30 dB的阈值偏移。
电极插入可能对内耳造成创伤。除了急性手术创伤外，电极引发的异物反应也会对人工耳蜗的性能产生负面影响。 图5 展示了豚鼠在人工耳蜗植入后，经不同组织学处理后的耳蜗。在 图5A 电极已正确置于鼓阶内，予以保留 原位，而 图5B 在组织学处理前移除了电极。在 图5A 几乎看不到异物反应，而在 图5B 鼓阶的大部分区域被纤维组织填充。 图5C 描绘了由于人工耳蜗电极插入导致的骨性螺旋板骨折，同时也造成了该动物螺旋神经节细胞的丢失。此类骨折可解释某些动物中高于预期的阈值偏移。
图1：原位金丝所在的圆窗区域。 星号标记圆窗，x标记耳蜗基回。箭头指示金丝位置。比例尺为2 mm。请点击此处查看该图的放大版本。
图 2：豚鼠耳蜗植入电极。 该电极带有两个触点，插入深度为 4 mm。电极直径从尖端的 0.3 mm 逐渐增至 0.5 mm。图中线条间隔为 0.5 mm。请点击此处查看该图的放大版本。
图3：豚鼠耳蜗植入术后约两周。 CI电极是 原位 动物顶点处的电生理测量接触点易于接近。 请点击此处以查看此图的放大版本。
图4：代表性CAP阈值（A） 一只代表性动物术前的短声CAP阈值。（B） 同一动物术后的短声CAP阈值，显示阈值偏移为16 dB。线条表示10 dB间隔。（C） 术前和术后的频率特异性CAP阈值。低频部分几乎无变化，而在8至32 kHz频率范围内可观察到25–30 dB的阈值偏移。请点击此处查看此图的放大版本。
图 5：人工耳蜗电极植入可能引起的局部影响。（A） 一只豚鼠耳蜗基底回的显微图像，显示人工耳蜗电极原位（#），仅见轻微异物反应。组织学分析采用树脂包埋后研磨抛光技术，并经吉姆萨染色。15 比例尺 100 µm （B） 耳蜗上基底回鼓阶的显微图像，可见组织反应在移除人工耳蜗电极（#）后形成通道。比例尺 100 µm （C） 耳蜗下基底回，显示骨性螺旋板断裂（粗箭头）及邻近组织反应：（i）Rosenthal管内螺旋神经节细胞缺失（箭头）；（ii）前庭阶纤维化及成骨现象（●）；（iii）Corti器缺失（*）。人工耳蜗植入钻孔（○）及邻近成骨现象。比例尺 500 µm。图5B和图5C采用苏木精（蓝色）和伊红（红色）染色。 请点击此处查看该图的放大版本。
讨论
本文所述方案介绍了如何在豚鼠模型中进行耳蜗植入。该方案可用于评估不同干预措施对残余听力及耳蜗植入电极异物反应的影响。为确保实验具有较高的可重复性和准确性，需采取多项预防措施。
应使用例如听觉脑干反应在术前测量所有豚鼠的基线听阈。一些 commercially available 豚鼠存在明显的听力损失，因此不应纳入实验队列。根据手术时长和实验方案的不同，该评估可在手术前立即进行，或在耳蜗植入术前数天完成，以使动物有足够时间从麻醉中恢复。
在自主呼吸动物上实施全身麻醉手术时，手术速度至关重要。因此，术前必须做好充分准备，同时选择合适的麻醉方案。使用氯胺酮、美托咪啶、咪达唑仑和芬太尼联合局部麻醉，可在保证动物自主呼吸的同时，达到充分的麻醉和镇痛效果。与常用的氯胺酮和赛拉嗪组合相比，该方案可提供更佳的镇痛效果，并降低围手术期的发病率和死亡率。在对动物实施麻醉前，必须将所有器械和药物（包括麻醉药的追加剂量）准备就绪。
由于动物在手术过程中体位会发生改变（从俯卧位转为侧卧位，再恢复），存在胃内容物吸入肺部的风险。因此，本方案还包括放置胃管的操作，这是一种快速且简便的方法，可保护动物免受误吸危害，并降低围手术期死亡率。
在重新定位动物时，为保持无菌状态，接触动物的部位需用无菌巾覆盖，操作人员需更换手套，或由另一位非无菌人员进行重新定位操作。
O2- 手术期间，血氧饱和度监测也至关重要。为观察鼓岬和圆窗龛而采取的头部体位可能导致气道阻塞，若能及早发现，此情况通常易于处理。
通常，动物在手术过程中会丢失大量体液（例如血液、细胞外液、尿液）。因此，本文介绍的液体补充方案是一种耐受性良好的方法，可稳定动物的血流动力学，并促进其从麻醉中快速恢复。
为避免进行听力测量时出现错误，建议在每次手术中将连接器的同一针脚连接至特定电极。
该方法的一个局限性是术后听力阈值偏移的变异性相对较高，且通常与术者的主观感知相关性较差。尽管这种结果的变异性与保留残余听力的人工耳蜗植入患者的情况相似，但目前尚未完全明确导致这种差异的具体原因。16,17,18 总体而言，随着手术时间的积累和术者经验的增加，这种变异性会逐渐降低。在插入电极时应避免施加过大的力量，可通过缓慢的插入速度来实现。由于谨慎地插入人工耳蜗电极可能仅导致极轻微的听力损失，因此本方案描述的是对电极进行重复插入，以造成更显著且更可预测的听力损失。这种听力损失在高频区域（16 至 32 kHz 之间）最为明显。由于耳蜗内的创伤程度取决于电极插入深度、耳蜗形态以及入路方式（开窗法 versus 圆窗入路），这些因素均需予以考虑。在人类保留听力的人工耳蜗植入术中通常采用经圆窗膜插入电极的方式，该方法也已被应用于豚鼠模型中。19 然而，由于豚鼠的圆窗膜位置隐蔽，且经圆窗膜插入电极会导致不利的插入角度，因此钻取耳蜗开窗可获得更可预测的听力阈值偏移。本方案建议使用手术刀而非钻头打开鼓泡，因为这种方法可减少待植入耳所受的噪声暴露。应对所有植入耳的内耳组织进行组织学评估，包括电极引起的异物反应、毛细胞和螺旋神经节细胞的数量，以及对骨螺旋板等结构的损伤情况和电极移位率，这些结果有助于更好地理解所测得的功能性结果。12,20
披露
Christoph Arnoldner 和 Clemens Honeder 持有来自 MED-EL 奥地利的研究资助。本出版物中使用的电极由 MED-EL 奥地利提供。其余作者无任何利益冲突需要披露。
致谢
作者感谢Sandra Peiritsch在动物护理方面的帮助以及Noelani Peet在医学写作方面的协助。谨此感谢奥地利科学基金（FWF grant P 24260-B19）和MED-EL奥地利公司提供的经费支持。
材料
| 姓名 | 公司 | 目录编号 | 评论 |
|---|---|---|---|
| 量表 | |||
| 氧气灌注装置 | |||
| 组织削切器 | |||
| 吸引器 | |||
| 聚维酮碘溶液 | |||
| 酒精 | |||
| 喉镜 | |||
| 胃管 | Fr 06，长度 80 cm | ||
| 外科双目显微镜 | |||
| 钻头 | |||
| 0.5 mm 金刚砂钻头 | |||
| 1 mm 金刚砂钻头 | |||
| 加热板 | |||
| 脉搏血氧仪 | |||
| 组织粘合剂 | |||
| 牙科水泥粉末 | |||
| 牙科水泥液体 | |||
| 双极电凝器 | |||
| 纱布敷料 | |||
| 棉签 | |||
| 水泥混合碗 | |||
| 聚四氟乙烯绝缘金丝 | 纯度 99.99% 金，直径：0.125 mm，绝缘层厚度：0.016 mm，PTFE（聚四氟乙烯） | ||
| 带10号刀片的手术刀 | |||
| 带15号刀片的手术刀 | |||
| 剪刀 | |||
| 蚊式止血钳 | |||
| 敷料钳 | |||
| 组织钳 | |||
| 精细敷料钳 ×2 | |||
| 微型钳 | |||
| 螺丝刀 | |||
| 不锈钢螺钉 | 直径：1 mm | ||
| 牵开器 | |||
| 针状探针 | |||
| 刮匙 | |||
| 持针器 | |||
| 5-0 可吸收缝线 | |||
| 23G 针头 | |||
| 27G 针头 | |||
| 美托咪定 1 mg/mL | 0.36 mg/kg | ||
| 咪达唑仑 g mg/mL | 1.2 mg/kg | ||
| 芬太尼 50 µg/mL | 0.036 mg/kg | ||
| 氯胺酮 100 mg/mL | 12 mg/kg | ||
| 利多卡因（局部麻醉） | 4 mg/kg | ||
| 阿替美唑 5 mg/mL | 1 mg/kg | ||
| 氟马西尼 0.1 mg/mL | 0.1 mg/kg | ||
| 恩诺沙星 100 mg/mL | 7 mg/kg | ||
| 丁丙诺啡 0.3 mg/mL | 0.05 mg/kg | ||
| 生理盐水（体温条件下） | 12.5 mL/kg（术前） | ||
| 5% 葡萄糖溶液（术前，体温条件下） | 12.5 mL/kg | ||
| 生理盐水（体温条件下） | 25 mL/kg（术后） |
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