巨噬细胞内生长的定量分析是一种快速可靠的毒力评估方法 利什曼原虫 寄生虫

摘要

所有致病性利什曼原虫（Leishmania）物种均在其脊椎动物宿主的巨噬细胞内寄居并增殖。本文介绍一种在体外培养的小鼠骨髓来源巨噬细胞中感染利什曼原虫（Leishmania）并精确量化其胞内生长动力学的实验方案。该方法适用于研究影响宿主-病原体相互作用及利什曼原虫（Leishmania）毒力的各个独立因素。

摘要

生命周期 利什曼原虫，利什曼病的致病原，在昆虫和脊椎动物宿主内分别交替存在于前鞭毛体和无鞭毛体阶段。尽管利什曼病的临床症状因感染物种不同而差异显著，可表现为良性的皮肤病变，也可发展为致命性的内脏疾病形式，所有 利什曼原虫 在生命周期的脊椎动物阶段，该物种存在于宿主巨噬细胞内。 利什曼原虫 因此，感染性直接与其侵入、在巨噬细胞内寄生泡（PVs）中存活和复制的能力相关。因此，评估寄生虫在细胞内复制的能力是测定其毒力的可靠方法。利用动物模型研究利什曼病的发展过程耗时长、繁琐且常具挑战性，尤其是针对具有重要致病意义的内脏型利什曼病。本文介绍一种用于追踪细胞内寄生虫发育过程的方法 利什曼原虫 在骨髓来源的巨噬细胞（BMMs）中。感染后72至96小时内，每隔24小时测定细胞内寄生虫数量。该方法可可靠地确定多种遗传因素对 利什曼原虫 毒力。例如，我们展示了如何通过单等位基因缺失的 利什曼原虫 线粒体铁转运蛋白基因（LMIT1) 损害了 Leishmania amazonensis 突变菌株 LMIT1/ΔLmit1 在BMMs内生长，表现出与野生型相比毒力显著降低。该实验方法还可精确控制实验条件，能够单独调控各个因素，以分析不同因素（营养物质、活性氧等）的影响。 等等因此，适当地实施和量化BMM感染研究为传统的动物模型研究提供了一种无创、快速、经济、安全且可靠的替代方法。

引言

利什曼病是一类由利什曼原虫属（Leishmania）原生动物寄生虫物种引起的人类疾病，其临床表现具有广泛的谱系 利什曼原虫约有1200万人目前感染了 利什曼原虫 全球范围内，超过3.5亿人面临风险。该疾病的病理特征取决于 利什曼原虫 物种和宿主因素，并且症状从无害的自愈性皮肤病变到致命的内脏利什曼病不等。若不加以治疗，内脏利什曼病具有致死性，其致死率在原虫寄生虫感染所致的人类疾病中仅次于疟疾¹尽管疾病病理和症状存在广泛差异，所有 利什曼原虫 物种具有双宿主生活周期，分别在昆虫和脊椎动物宿主体内交替进行前鞭毛体和无鞭毛体阶段。在脊椎动物体内， 利什曼原虫 靶向宿主巨噬细胞进行侵袭，并诱导寄生泡（PVs）的形成。寄生泡是一种具有吞噬溶酶体特性的酸性区室，其中高毒力的无鞭毛体形式进行复制。在慢性感染期间，无鞭毛体可在宿主组织中长期存在，并可传递给未感染的白蛉，从而完成传播循环。因此，在人类疾病发展的背景下，无鞭毛体是最关键的 利什曼原虫 生命周期形态²研究无鞭毛体在巨噬细胞吞噬泡内复制的机制对于理解 利什曼原虫 毒力^3,4,5,6,7 以及新型有效疗法的开发。

我们在此描述一种本实验室常规使用的方法，用于研究 利什曼原虫 在骨髓来源的巨噬细胞（BMMs）中的感染与复制，涉及对细胞内病原体数量的定量评估 利什曼原虫 随着时间的推移，该过程包括从小鼠骨髓中分离单核细胞，并在体外培养中将其诱导分化为巨噬细胞。 体外 感染具有感染性的形式（前鞭毛体或无鞭毛体）的 利什曼原虫 并在感染后的72至96小时内，每隔24小时对细胞内寄生虫数量进行定量。本实验室已应用该检测方法评估多种环境因素和寄生虫基因的影响，包括鉴定出铁在促进寄生虫生长中的关键作用 L. amazonensis 通过小鼠足垫病变发育研究进一步验证了其毒力^{6,8,9,10,11,12,13,14,15}. 由于所有致病性 利什曼原虫 物种在宿主巨噬细胞内建立其复制生态位，该检测方法可普遍用于所有病原体的毒力测定 利什曼原虫 物种

进行BMM感染可实现对宿主-寄生虫相互作用的单细胞水平分析，从而更深入地理解Leishmania寄生虫与其偏好的宿主微环境——巨噬细胞的PVs之间的相互作用。多个研究团队已成功应用巨噬细胞感染实验^{16,17,18,19,20,21,22}，以探究宿主巨噬细胞和Leishmania特异性基因的功能，及其在表征胞内感染的复杂相互作用中的潜在参与。BMM感染可用于量化寄生虫的生长情况，作为宿主因素影响胞内存活能力的读数指标，例如杀菌性一氧化氮的产生、活性氧物质的生成，以及其他在溶酶体样PVs内遇到的不利条件²³。巨噬细胞感染实验还被用于筛选潜在的抗利什曼药物候选分子，以推动治疗药物的开发^13,24。

的 体外 BMM感染的特性在评估方面相较于其他方法具有多种优势 利什曼原虫 毒力。然而，此前多项研究在考察胞内寄生虫随时间推移的存活机制时，并未将感染量化为速率^20,21,24此外，许多研究集中于追踪 体内 随着时间推移评估感染情况时，仅通过测量皮肤病变大小及其他与寄生虫复制间接相关的生理症状来进行^25,26,27. 体内 感染是评估寄生虫毒力的严格方法，但仅基于足垫肿胀程度测量病灶大小往往不够充分，因为这种测量反映的是感染组织中的炎症反应，而非寄生虫的绝对数量。因此，在足垫病灶发育检测之后，必须对感染组织中的寄生虫负荷量进行定量分析，而这一过程需要耗时较长的有限稀释实验。²⁸此外， 体内 研究通常需要在不同时间点处死多只动物，以获取目标组织^{6,8,9,10,11,13}相比之下，仅需一只动物即可获得大量BMMs，且这些细胞可在允许于不同时间点评估感染情况的条件下进行接种培养。此外，与 体内 研究，执行 体外 BMM感染可实现对实验条件的更精确控制。通过定量感染的巨噬细胞及其所感染的寄生虫，可精确调控感染复数（MOI）和培养条件。对这些因素的精细控制对于鉴定特定细胞通路的特征及其对感染进程的影响至关重要。

鉴于这些优势，目前仅有极少数研究Leishmania毒力的课题组充分利用了巨噬细胞内复制的定量评估方法，这在一定程度上令人意外。本文讨论了可能阻碍该检测方法更广泛应用的一些常见问题，并提供了一步一步的操作流程，以促进其正确实施。考虑到该方法的精确性和多功能性，本文所述的BMM感染实验不仅可用于探索影响Leishmania毒力的宿主-病原体相互作用，还可用于研究其他在巨噬细胞内复制的微生物²⁹。尤为重要的是，该实验还可开发为一种快速且经济的抗利什曼原虫药物研发的临床前筛选方法。

方案

所有实验操作均按照美国国立卫生研究院（NIH）《实验动物护理和使用指南》中的建议进行，并已获得马里兰大学动物照护与使用委员会（IACUC）的批准。第1至第4节中所述的所有步骤均须在生物安全柜内的层流环境中无菌操作。在整个实验过程中操作活体Leishmania寄生虫时，应使用个人防护装备并格外小心。

1. 骨髓来源巨噬细胞（BMMs）的分离与分化^8,30,31

1. 第0天： 处死4至6周龄雌性小鼠 C57BL/6 或 BALB/c 小鼠置于一氧化碳中₂ 将动物处死并通过颈椎脱位确认死亡。将剪刀和镊子浸泡于70%乙醇中以确保其无菌。用70%乙醇喷洒手套，以保证在骨髓细胞分离过程中全程无菌操作。
2. 将安乐死的小鼠固定在解剖板上，用大头针固定其前肢，并用70%乙醇充分喷洒消毒。
3. 在髋关节附近用剪刀做一个约1厘米的小切口。将剪刀小心插入皮下，分离下方肌肉，并环绕髋关节一周剪开皮肤。
   注意：可旋转解剖板以更好地接触髋关节。
4. 小心地将腿部皮肤向脚踝方向剥离并取下。在踝关节处或低于踝关节的位置切断足部，注意务必保留胫骨完整无损。
   注意：此时腓骨连接较松，可用镊子轻易分离。
5. 通过操作股骨手动定位髋关节，以确定其旋转点。使用剪刀小心地在髋关节上方切断腿部，保留股骨近端头部完整。
6. 用剪刀尽可能去除腿部的肌肉和结缔组织。清除踝关节处残留的皮肤以及髋关节上方多余的骨组织。
7. 将清洗干净的腿骨置于含有青霉素/链霉素（1%终浓度）的无菌RPMI中，放入冰上的培养皿内。
8. 重复步骤 1.4 至 1.6，以分离另一侧后肢的胫骨和股骨。
9. 使用无菌镊子和无菌#10刀片，从浸在RPMI中的骨骼上去除残留的肌肉和结缔组织。
10. 将骨骼置于培养皿盖上。用刀片在踝关节上方小心切割胫骨，以暴露骨髓。在膝关节下方紧邻处切割，将胫骨从腿部其余部分分离。
11. 用10 mL无菌RPMI培养基（添加青霉素/链霉素，终浓度1%）注入10 mL注射器中，并安装25G针头。
12. 用镊子夹住胫骨，垂直置于冰上放置的50 mL锥形管上方。用注射器将约5 mL RPMI培养基缓慢注入骨的一端，使骨髓从另一端冲出并流入锥形管中。总共使用10 mL RPMI冲洗骨髓，直至骨骼变白。
    注意：彻底冲洗后，骨骼应变为白色。若未变白，需继续冲洗以去除骨髓。若胫骨远端过于狭窄而无法插入针头，可能需要用刀片将其末端修剪。
13. 在膝关节上方和髋关节下方立即切断股骨，以暴露骨的两端以便获取骨髓。用总共10 mL RPMI以与胫骨相同的方式冲洗股骨中的骨髓。
14. 重复执行步骤1.6至1.13，对剩余骨骼进行清洗和灌注，并将灌注出的骨髓细胞收集至同一个50 mL锥形管中
    注意：如果在灌洗骨髓之前，解剖过程中骨骼发生任何断裂，请勿使用该骨骼中的骨髓。
15. 将用于收集四根骨骼中冲出的骨髓的锥形管在4 °C、300 x g条件下离心10分钟。
16. 将60 mL无菌BMM培养基（RPMI，含20% FBS、1%青霉素/链霉素、1.2 mM Na-丙酮酸盐、25 µg/mL人M-CSF）加入175 cm²培养瓶中² 带滤膜瓶盖的细胞培养瓶
17. 离心后弃去上清液，用5 mL BMM培养基通过轻柔吹打重悬细胞沉淀。
18. 将细胞悬液转移至培养瓶中，并用培养瓶中的BMM培养基冲洗锥形管两次，以确保最大程度回收细胞。确保细胞悬液充分混入培养基中，并从初始的175 cm²培养瓶中均匀分配30 mL至新的培养容器。² 细胞培养瓶转移至第二个175 cm²培养瓶² 带滤膜瓶盖的细胞培养瓶
19. 将两个分别含有30 mL细胞悬液的烧瓶于37 °C、5% CO₂条件下过夜培养₂ 以分离任何污染的成纤维细胞、常驻巨噬细胞及其他贴壁细胞。
20. 第1天： 将含有未分化骨髓细胞的上清液从培养瓶转移至100 mm × 15 mm非组织培养处理的聚苯乙烯培养皿中，每皿约10 mL，并在37 °C、5% CO₂条件下孵育_2. 弃去培养瓶。
21. 第3天或第4天： 向每个培养皿中再加入5 mL BMM培养基（预热至37 °C），并在37 °C、5% CO₂条件下继续培养₂.

2. 在盖玻片上接种BMM用于感染（第7或8天）

1. 在每个空的6孔细胞培养板孔底部放置四片（4）无菌的12 mm玻璃盖玻片（经高压灭菌并储存在密闭玻璃容器中）。
   注意：使用连接真空泵的吸头夹取每片无菌12 mm盖玻片。将盖玻片放入孔中时避免重叠，并通过捏紧管子中断真空，使盖玻片在目标位置释放。
2. 吸除已接种贴壁骨髓来源巨噬细胞（BMM）的培养皿中的培养基（及任何非贴壁细胞），并用预热至37 °C的无钙镁氯化物的无菌Dulbecco磷酸盐缓冲液（PBS -/-）轻轻冲洗贴壁细胞2次。
3. 向每个培养皿中逐滴加入5 mL含1 mM EDTA的无菌1×PBS -/-，于37 °C孵育5分钟以解离贴壁的BMM。使用显微镜确认细胞是否已解离。
4. 将所有悬浮于含1 mM EDTA的1×PBS -/-中的解离细胞收集至50 mL锥形管中。用5 mL PBS -/-冲洗每个培养皿2次，并将冲洗液加入细胞悬液中。
   注意：在收集过程中，可使用额外的PBS -/-稀释细胞悬液，以保护巨噬细胞免受EDTA毒性影响。
5. 在4 °C下以300 × g离心10分钟。弃去上清液，用移液器将巨噬细胞重悬于5–10 mL BMM培养基中。将重悬的细胞置于冰上，以防止其贴附于管壁或发生聚集。
6. 使用台盼蓝染色排除法在血细胞计数板中计数活细胞。
   注意：对于重悬于5 mL培养基中的BMM细胞，通常将25 µL细胞悬液与445 µL PBS -/-及30 µL 0.4%台盼蓝溶液混合（相当于最终计算时考虑20倍稀释因子），可在血细胞计数板中实现方便的定量。仅计数未被台盼蓝染色的细胞（活细胞）。若该混合液浓度过高或过低，可调整细胞悬液体积。通常，每只小鼠单次制备的BMM产量在2 × 10⁷至5 × 10⁷个细胞之间。
7. 将细胞悬液用BMM培养基调整至所需接种浓度（5 × 10⁵/mL），并将2 mL细胞悬液分配至6孔板的每个孔中，使每孔含有1 × 10⁶个巨噬细胞。
   注意：此步骤至关重要，可确保每孔获得足够数量的巨噬细胞，使盖玻片表面细胞分布均匀。检查孔内盖玻片是否重叠或漂浮于培养基中，如有，可用无菌移液器吸头轻轻调整。
8. 于37 °C、5% CO₂条件下孵育过夜。

3. 感染性形式的纯化 L. amazonensis

注意：准备用于感染的Leishmania——从静止期前鞭毛体培养物中纯化出环形前鞭毛体^8,13，或使用标准的L. amazonensis无细胞分化方案将前鞭毛体在培养中分化为无鞭毛体形态^6,8。

1. 使用密度梯度介质纯化Leishmania前循环型前鞭毛体（材料）³³
   1. 在无菌、无内毒素的水中配制40%的密度梯度介质储备液。
   2. 将密度梯度溶液用10倍浓缩的M199培养基（不含血清）稀释，制备成在M199培养基中浓度为10%的溶液。
   3. 所有溶液均通过0.22 µm滤膜过滤。
      注意：储备液可在避光条件下于4 ^oC保存，但不得超过1个月。
   4. 在15 mL锥形离心管底部加入2 mL 40%密度梯度介质溶液。
   5. 使用巴斯德移液管，小心地将2 mL M199中的10%密度梯度介质溶液叠加在40%密度梯度层上方，避免两层之间混合。
   6. 通过在1,900 × g下离心10分钟，从静止期培养物中收集1 × 10⁹个寄生虫。
   7. 将细胞重悬于6 mL杜尔贝科改良必需培养基（DMEM）中。
   8. 使用巴斯德移液管，轻轻地将2 mL细胞悬液直接叠加在10%密度梯度介质层上方，避免各层之间混合。
   9. 在室温下以1,300 × g离心10分钟。
      注意：由于不同Leishmania物种之间的物理特性差异，每种物种的离心条件可能需要稍作调整，以确保最高得率。
   10. 从上层10%密度梯度介质边界处形成的条带（0%与10%密度梯度介质层之间的界面）收集寄生虫（富含前循环型前鞭毛体）。
   11. 用等体积的DMEM稀释寄生虫，并通过离心（室温下1,900 × g，10分钟）收集。
   12. 重悬于500 µL DMEM培养基中，使用血细胞计数板计数以确定产量。
2. 在无菌培养条件下（低pH/升高温度）生成L. amazonensis无鞭毛体^6,8,13
   1. 将5 mL对数生长期前鞭毛体培养物（pH 7.4，26 ^oC）与等体积的无鞭毛体培养基（pH 4.5）混合，使用25 cm²培养瓶（共10 mL培养基），并在26 °C下过夜培养。
   2. 将培养瓶从26 °C转移至32 °C。
   3. 3或4天后，在32 °C下用无鞭毛体培养基按1:5比例传代培养。
   4. 在接下来的3至4天内（最长7天）检查寄生虫，判断其是否可用于感染实验。
      注意：健康的无菌培养无鞭毛体应呈椭圆形，无可见鞭毛。部分分化的无鞭毛体呈较大椭圆形并带有短鞭毛。培养物中不应出现大量聚集体——大量聚集体表明寄生虫未生长或正在死亡。无鞭毛体培养物可按1:5比例传代，最多维持3周。

4. 利什曼原虫亚马逊种（L. amazonensis）感染

1. 根据所需的感染复数（MOI）稀释寄生虫悬液（通常每巨噬细胞3-5个前鞭毛体无鞭毛型[MOI为1:3或1:5]，每巨噬细胞1个无鞭毛体[MOI为1:1]）。将Leishmania用不含钙镁离子的PBS（PBS -/-）稀释至50–100 µL，加入已含有2 mL培养基的每孔中。
2. 将骨髓来源巨噬细胞（BMMs）与无鞭毛体共孵育1小时，或与前鞭毛体无鞭毛型共孵育3小时，于34 ^oC条件下进行感染。
   注意：最佳感染温度可能因物种而异。
3. 孵育结束后，用预热至37 °C的2 mL不含钙镁离子的PBS（PBS -/-）彻底清洗每孔，共洗3次以去除未结合的寄生虫。
   注意：轻柔分散PBS，防止盖玻片相互重叠。轻轻摇晃培养板后吸出液体。若使用多种寄生虫株，应使用不同的吸头以避免交叉污染。
4. 对1小时或3小时时间点的样本进行固定：每孔加入1.5–2 mL含2%多聚甲醛（PFA）的PBS -/-溶液，孵育10分钟。随后用PBS -/-洗涤3次。最后一次洗涤后不要吸干，将含有盖玻片的培养板置于PBS中并冷藏，直至染色。
5. 对于后续时间点，在每孔中加入2 mL新鲜BMM培养基，并于34 °C继续孵育。
6. 按照步骤4.3所述方法，对剩余时间点的样本进行固定，并将培养板冷藏保存至染色前。

5. DAPI 染色与盖玻片封片

1. 吸弃含盖玻片孔中的 PBS，加入 1.5 mL 含 0.1% 非离子型去垢剂的 PBS -/-。室温孵育 10 分钟，随后用 2 mL PBS -/- 洗涤 3 次。
2. 向含盖玻片的孔中加入 1 mL 含 2 µg/mL DAPI（用水将 5 mg/mL 储存液稀释而成）的 PBS -/-，室温再孵育 1 小时。
   注意：DAPI 孵育时间对于正确观察细胞内 Leishmania 寄生虫至关重要。由于巨噬细胞核体积较大且 DNA 含量高，染色较快；而细胞内寄生虫的细胞核染色较慢。因此，需延长孵育时间，超过仅观察 BMM 细胞核所需的时间，以使 DAPI 能够穿透寄生虫的质膜和核膜。适当染色后，除核 DNA 外，还可观察到位于寄生虫鞭毛窝附近的线粒体动基体 DNA。
3. 用 2 mL PBS -/- 对含盖玻片的每孔洗涤 3 次，然后用镊子小心提起并翻转盖玻片，使细胞面朝下，用市售的抗荧光淬灭封片试剂将其封固在玻璃显微镜载玻片上。
   注意：盖玻片极为脆弱，操作需谨慎。提起时避免对其施加压力，尤其不要触碰孔壁。加入数滴 PBS -/- 可降低盖玻片与孔板之间的表面张力，有助于顺利提起。可用细针辅助将盖玻片从孔底撬起。将盖玻片放置于载玻片上后，用镊子轻轻按压，排出封片介质中的气泡。若盖玻片在提起过程中破裂或可能已翻转，请勿重新封片，直接使用备用的第四张盖玻片即可。
4. 将载玻片冷藏保存，直至进行定量分析。

6. 感染定量

1. 在荧光显微镜下观察经DAPI染色的载玻片，使用100倍物镜聚焦于巨噬细胞 使用浸油的物镜（激发波长358 nm；最佳发射波长461 nm）。
   确保聚焦于玻璃载片与盖玻片之间的巨噬细胞层。
2. 定量分析巨噬细胞数量（经DAPI染色的大细胞核）以及围绕每个巨噬细胞核聚集的较小无鞭毛体细胞核数量（参见 图2A，DAPI）的视野数，使用手动计数器进行计数。
   注意：由于无鞭毛体的细胞核体积较小，可能无法在同一焦平面上全部观察到。首先在聚焦于巨噬细胞细胞核时计数可见的无鞭毛体细胞核，然后使用微调焦功能，在巨噬细胞细胞核上下不同焦平面中检查是否存在其他寄生虫细胞核。
3. 移动到另一个视野以重复定量。使用独立的计数键记录已计数的视野数量。在每个盖玻片上以平行排布的方式移动视野，避免重复计数。
4. 每盖玻片至少定量200个巨噬细胞。每个感染时间点设三个复孔（3个盖玻片）进行定量。若因盖玻片重叠、封片质量差或玻片破裂等原因导致其中一个盖玻片不适合计数时，需计数第四个盖玻片。 等等。
   注意：若任一盖玻片上无法计数到200个巨噬细胞，则计数备用的第四张盖玻片。
5. 根据原始定量数据，计算感染率，以每个巨噬细胞内的无鞭毛体数（无鞭毛体/巨噬细胞）或每100个巨噬细胞中的无鞭毛体数（无鞭毛体/100个巨噬细胞）表示，并计算被感染巨噬细胞的百分比。

结果

利什曼原虫 具有两种感染形式——在培养物的稳定期由前循环型前鞭毛体分化而来的前鞭毛体，以及作为细胞内阶段的无鞭毛体（图1）。在某些情况下 利什曼原虫 物种如 L. amazonensis无血清培养条件下，通过将前鞭毛体细胞置于较低pH（4.5）和较高温度（32 °C）环境中，也可诱导其分化为无鞭毛体，该条件类似于骨髓来源巨噬细胞吞噬泡（BMM PVs）内的微环境。^8,34仅利什曼原虫的前鞭毛体或无鞭毛体形式 利什曼原虫 能够诱导PVs的形成，并在被宿主巨噬细胞吞噬后在细胞内进行复制³⁵未分化的对数期前鞭毛体无致病性，且无法促进寄生泡的形成 (图2).

讨论

上述BMM感染实验所产生的定量数据，可使研究人员在相对较短的时间内（最长2周，而传统方法需2个月）获得感染率，并可靠地确定毒力特性的变化。 体内 实验）。该方法依赖于DNA特异性染料DAPI，可特异性地染色巨噬细胞和寄生虫的细胞核，从而实现对感染细胞的快速鉴定与定量。相比之下，其他染料（如吉姆萨染液）会以不同的强度结合多种不同的细胞组分，使显微观察分析变得复杂³⁷使用DAPI可识别细胞内寄生虫，并将其与细胞结构清晰区分开（仅宿主细胞的细胞核会被染色，且其大小比寄生虫细胞核大数个数量级），从而更简便、快速地对感染进行定量分析。

与任何实验方法一样，本方法存在一些局限性，并包含若干需要谨慎操作的关键步骤。In vivo 条件下，Leishmania 感染在吞噬作用发生前会引发复杂的先天免疫应答，从而决定感染的最终进程³⁸。因此，实验设计中模型小鼠品系的选择至关重要。本方案中使用的 C57BL/6 和 BALB/c...

材料

本文使用的材料清单

姓名	公司	目录编号	评论
6孔细胞培养板	Cellstar	657160
腺嘌呤	Acros Organics	AC147440250
气溶胶屏障移液器吸头（100–1000 μL）	Fisherbrand	02-707-404
气溶胶屏障移液器吸头（20–200 μL）	Fisherbrand	02-707-430
气溶胶屏障移液器吸头（2–20 μL）	Fisherbrand	02-707-432
Bard-Parker肋纹碳钢手术刀片 #10	Aspen Surgical	371110
BD鲁尔锁头10 mL注射器	Becton Dickinson (BD)	309604
BD PrecisionGlide针头，25G	Becton Dickinson (BD)	305124
细胞培养皿 35 mm × 10 mm	Cellstar	627 160
细胞培养瓶	Cellstar	660175
盖玻片：12 mm圆形	Fisherbrand	12-545-80
DAPI（4',6-二脒基-2-苯基吲哚，二盐酸盐）	Invitrogen	D1306
D-生物素	J.T. Baker	C272-00
EDTA	Sigma Aldrich	EDS
200度乙醇	Pharmco-AAPER	111000200
Falcon 100 mm × 15 mm 非组织培养处理聚苯乙烯培养皿	Corning	351029
胎牛血清	Seradigm	1500-500
Ficoll400	Sigma Aldrich	F8016
荧光显微镜	Nikon	E200
山羊抗小鼠IgG Texas Red	Invitrogen	T-862
山羊抗兔IgG AlexaFluor488	Invitrogen	A-11034
血红素	Tokyo Chemical Industry Co. LTD	H0008
HEPES（1 M）	Gibco	15630-080
Isoton II稀释液	Beckman Coulter	8546719
L-谷氨酰胺	Gemini	400-106
Medium 199（10倍浓缩）	Gibco	11825-015
丙酮酸钠（100 mM）	Gibco	11360-070
多聚甲醛	Alfa Aesar	43368
青霉素/链霉素	Gemini	400-109
磷酸盐缓冲液（不含钙镁）	ThermoFisher	14200166
聚丙烯圆锥形离心管 15 mL	Cellstar	188 271
聚丙烯圆锥形离心管 50 mL	Cellstar	227 261
ProLong Gold抗荧光淬灭封片剂	ThermoFisher	P36930
大鼠抗小鼠Lamp-1抗体	发育研究杂交瘤库	1D4B
重组人M-CSF	PeproTech	300-25
Reichert Bright-Line  血细胞计数板	Hausser Scientific	1492
RPMI 1640培养基（1倍浓度）	Gibco	11875-093
表面活性剂Triton X-100	Millipore Sigma	TX1568-1
台盼蓝	Sigma Aldrich	T8154
精细剪刀，4 1/2"	VWR	82027-582
解剖镊，细尖头	VWR	82027-386
显微镜载玻片	VWR	16004-368
Z1库尔特颗粒计数器，双阈值	Beckman Coulter	6605699