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小鼠远端结肠造口术:C57BL/6 小鼠分流性结肠炎的新模型

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DOI:

10.3791/57616

2018年7月12日

本文内容

摘要

小鼠远端结肠造口术为人类分流性结肠炎提供了一种小鼠模型,该模型表现为粪流绕行的结肠节段中以淋巴细胞性为主的结肠炎。

摘要

倒流性结肠炎(DC)是一种常见的临床病症,发生在因转流性肠造口术导致肠段脱离粪流的患者中。该疾病的病因尚不明确,但似乎与克罗恩病和溃疡性结肠炎等经典炎症性肠病的病因不同。由于缺乏合适的鼠类模型,针对导致该疾病发生机制的研究受到严重阻碍。本方案建立了一种DC的鼠类模型,有助于研究免疫系统在DC发生过程中的作用及其与微生物组的相互作用。在该模型中,使用C57BL/6动物,通过建立远端结肠造口使结肠远端部分脱离粪流,从而在被隔离的肠段中诱发轻度至中度炎症,并重现人类DC的典型病变,同时伴随中等程度的全身性炎症反应。与大鼠模型相比,目前已有大量基于C57BL/6背景的基因修饰小鼠模型可供使用。将这些动物与本模型结合,可评估个别细胞因子、趋化因子或生物活性分子受体(e.g.,白细胞介素(IL)-17;IL-10、趋化因子CXCL13、趋化因子受体CXCR5和CCR7,以及鞘氨醇-1-磷酸受体4)在DC发病机制中的潜在作用。此外,基于C57BL/6背景的同源近交小鼠品系的可获得性,极大地方便了细胞转移实验,以明确不同细胞类型在DC病因学中的作用。最后,该模型还提供了评估局部干预措施(e.g.,局部微生物组的调节或局部抗炎治疗)对受累及非受累肠段黏膜免疫以及全身免疫稳态影响的机会。

引言

近年来,临床上和组织病理学上已鉴定出大量不同于经典炎症性肠病(IBD;,克罗恩病或溃疡性结肠炎)的非感染性结肠炎类型。这些结肠炎类型的发病生理机制尚未完全阐明,部分原因是缺乏合适的动物模型。分流性结肠炎(diversion colitis)便是其中一种新近描述的类型。尽管该术语由Glotzer于1980年首次提出1,但类似表型的最初描述可追溯至1972年Morson的研究2。该疾病发生于50%至91%的转流性肠造口患者中,其临床严重程度存在差异3,4。鉴于美国每年约有120,000例结肠造口患者,这一疾病类型构成了重要的健康问题。

建立本方案的总体目标是提供一种依赖于与人类移植物抗宿主病(DC)相似的结肠炎触发因素的小鼠DC模型,并能够再现人类疾病的主要组织病理学特征。与其他小鼠结肠炎模型相比,本模型在诱导结肠炎时不需要使用基因修饰动物(例如,IL-7转基因小鼠、N-钙黏蛋白显性负性小鼠或TGFβ-/-小鼠)、化学刺激物质(例如,葡聚糖硫酸钠(DSS)诱导的结肠炎或三硝基苯磺酸(TNBS)诱导的结肠炎),也不需要在免疫缺陷小鼠中转移特定细胞群体(如CD45RBhigh细胞转移结肠炎模型)(综述见5)。与其他模型不同的是,本DC模型保留完整免疫系统,因而可用于评估参与DC发展的免疫学机制。黏膜炎症局限于被隔离的肠段,使得研究人员能够评估其对胃肠道其他部位黏膜免疫、肠段其他免疫区室(例如,派尔集合淋巴结和肠系膜淋巴结)免疫稳态以及整个机体免疫稳态的影响。最后,本模型为研究调控局部炎症刺激的机制提供了合适的工具,这些刺激源于局部微环境改变,涉及正常局部微生物组以及食物抗原的变化。

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方案

本文所述所有方法均已获得兽医政府主管部门(梅克伦堡-前波美拉尼亚州农业、食品安全与渔业局,(LALLF M-V))的批准。

1. 动物术前护理与准备

  1. 到达动物设施后,将动物(C57Bl/6)按体型相近分组,同组动物共同饲养,并在整个实验过程中保持分组不变。
    注意:使用同性别的动物。本文所述结果均使用雄性小鼠获得。
    注意:若使用雄性动物,应从7周龄开始将同组动物共同饲养,以建立等级 hierarchy,从而最大限度减少实验期间发生攻击性行为的风险。
  2. 手术前至少一周,更换为高能量(>14 MJ/kg)和高蛋白(>20%)饲料,饲料中需包含所有必需的微量元素和维生素(具体信息见材料清单)。
    注意:确保所有小鼠在手术时体重均不低于25 g。
  3. 通过腹腔注射氯胺酮(87 mg/kg i.p.)和盐酸赛拉嗪(13 mg/kg i.p.)诱导麻醉和镇痛。 等待至小鼠对机械刺激(如夹趾)无运动反应为止。
  4. 将麻醉后的小鼠用胶带固定于手术台上的加热垫上,保持仰卧位,确保手术过程中体位稳定,并避免体温过度散失。
    注意:加热垫表面温度应维持在36 °C至40 °C之间;手术室温度应为21 °C。

2. 远端结肠造口术

  1. 剃除腹部毛发。手术开始前,使用70%酒精和碘伏对术区进行三次消毒。铺巾以确保无菌条件。
  2. 沿腹白线切开腹壁肌肉和腹膜,行15毫米正中剖腹切口,以尽量减少出血。
  3. 使用两把DeBakey无创镊,小心地将盲肠、回肠末端以及升结肠和横结肠从腹腔中取出。
    注意:应严格限制对肠管的机械操作,以避免损伤肠系膜结构。
  4. 确定盲肠极、升结肠和小肠(图1a和1b)。
    注意:正确识别升结肠对于结肠造口的准确定位至关重要。当回盲部解剖结构不明确时,派尔集合淋巴结(Peyer's patches)的存在可确认为小肠,而成形粪便的存在则可判定为结肠。
  5. 使用直尺确定未来结肠造口的位置。对于远端结肠造口,应将其置于回盲瓣远端20 mm处。
  6. 在右上腹象限的腹壁上做第二个3毫米切口。将先前已识别的结肠段经此切口拉出,形成肠袢,注意避免扭曲肠袢。
  7. 小心地将22号柔性静脉导管穿过肠系膜。注意避免损伤肠系膜血管结构。
  8. 将肠管复位至腹膜腔内。
  9. 使用简单的缝合和可吸收缝线将柔性管的两端固定在皮肤上例如,聚乳酸-羟基乙酸共聚物910或聚羟基乙酸4-0 1/2c)。
  10. 在关闭剖腹切口前,通过腹腔内注射0.5 mL 0.9%氯化钠溶液进行液体复苏。
  11. 使用可吸收缝线连续缝合腹膜和肌肉层例如, 使用可吸收缝线(如聚乳酸-羟基乙酸共聚物910或Polyfil 4-0 1/2c)行连续缝合关闭皮肤。
  12. 使用精细剪刀对暴露的结肠袢进行次全横断,打开结肠腔。操作时避免损伤肠系膜,切勿将结肠完全切断。
  13. 使用单丝可吸收缝线,以三个单个全层缝合针将每个结肠造口开口固定于腹膜和皮肤例如,聚对二氧环己酮或单丝6-0 3/8圆针)。此时,传入袢(功能性端结肠造口)与传出袢(黏液瘘)已明确分开(图1c).
    注意:操作时间应少于20分钟,以减少液体和热量的散失。
  14. 手术结束后,根据制造商说明,使用不含醛类的消毒液在超声波清洗仪中对器械进行消毒。

3. 假手术(结肠切开术)

  1. 执行步骤 1.1 至 2.4
  2. 使用直尺确定未来的结肠切开位置。结肠切开位置应距离回盲瓣与实验组中结肠造口相同的距离。
  3. 用精细剪刀将结肠剪开,切口长度至少达到结肠周长的三分之二。
  4. 用单股可吸收缝线进行单层全层间断缝合关闭肠切口例如, 聚对二氧环己酮,单丝6-0 3/8圆针。
    注意:对于有经验的外科医生,手术时间应少于20分钟,以减少液体和热能的丢失。
  5. 执行步骤 2.10、2.11 和 2.14

4. 术后护理

  1. 将动物放回笼中。提供37 °C的适宜环境(例如,使用红外灯),直至小鼠完全清醒。随后,将小鼠置于温度和湿度受控的环境中(21 °C;相对湿度30% ± 10%)。自由供应食物和饮用水。为促进液体摄入,额外提供浸水的动物饲料。
  2. 当动物对机械刺激出现反应时,皮下注射0.1 mg/kg体重的丁丙诺啡,开始术后镇痛。注意避免呼吸抑制。
  3. 在术后第一周内,向饮用水中添加1 mg/mL曲马多,以持续镇痛。
  4. 为弥补因活动减少导致的液体摄入下降,在术后第一周内于笼中提供固体饮水垫。
  5. 术后第一周每日称量动物体重并评估行为学评分,第一个月其余时间每两天一次,第二个月每三天一次,采用Kleinwort et al.6所述的疾病严重程度评分标准。

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结果

手术在实验组(结肠造口术)和假手术组(结肠切开术)中均具有良好的耐受性。若手术操作及围手术期管理得当,围手术期死亡率不应超过10%。术后第一周,实验组和假手术组均出现明显的体重下降。假手术组动物通常在术后第4天达到体重最低点,而实验组则延迟一天出现。实验组的体重下降更为显著,可达初始体重的21.7%;相比之下,假手术组动物的体重下降为初始体重的10.8%。图2)6术后第一周体重降至最低点后,两组实验动物的体重均持续上升,但实验组体重增长斜率较慢。严重肠道炎症的体征和症状(,实验组和假手术组均未出现血性分泌物或液体样排便6)。造瘘组术后前60天的总死亡率约为40%,而肠切开组约为10%。大多数死亡发生在术后第一周(实验组为61%,假手术组为66%)。死亡原因如图所示。 图3.

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讨论

本方案中介绍的小鼠DC模型能够可靠地再现人类DC的组织病理学特征(例如,在发炎肠段的黏膜下层e.g.de novo形成淋巴滤泡、隐窝缩短以及杯状细胞数量减少)。除这一优势外,该模型由与人类极为相似的触发因素诱导产生,且临床病程表现为轻度至中度的严重程度,这与大多数患者的情况一致。

为了获得可重复的结果并控制围手术期死亡率在可接受范围内,需要具备一定的显微外科技术经验。然而,结肠造口术和假手术(结肠切开术)均可在围手术期死亡率极低(<10%)的情况下完成。以下操作步骤尤为重要:1)明确识别结肠和回肠末端。当回盲部解剖结构不清晰时,可通过是否存在成形粪便来确认结肠,通过是否存在派尔集合淋巴结(Peyer's patches)来确认回肠末端。2)在将结肠造口袢引出体外时,应确保肠系膜未发生扭曲,以避免肠系膜缺血和机械性肠梗阻。3)使用软管穿刺肠系膜时,应选择无血管区域,以防止出血和肠系膜缺血。4)在腹壁上制作小切口时,需检查止血是否充分;必要时,可采用热凝固法止住肌肉内血管的出血。5)确保结肠袢切口至少达到其周长的三分之二,并使后壁充分外翻,...

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披露

所有作者均声明不存在任何利益冲突。

材料

本文使用的材料清单
姓名公司目录编号评论
手术材料
6 瓦加热垫ThermoLux, Witte + Sutor GmbH461265
70% 乙醇(含甲乙酮)格赖夫斯瓦尔德大学医院药房
木制涂药棒,单头小棉签,木柄,150 mm 长Centramed GmbH,德国8308370用于手术区域的消毒
剪刀Aesculap (BRAUN)BC064R
无创 DeBakey 镊子Aesculap (BRAUN)OC021R
持针器Aesculap (BRAUN)BM012R
Vasofix Safety i.v. 导管 22GBraun Melsungen AG,德国4268091S-01
VICRYL Plus 4-0 紫色编织线;V-5 17 mm 1/2 弧;70 cmETHICON, Inc.VCP994H
PDS II 6-0 单股线;V-18 13 mm 3/8 弧;70 cmETHICON, Inc.Z991H
BD Plastipak 1 mL(带针头的一次性无菌注射器)BD Medical305501
Triacid-N(N-十二烷基丙烷-1,3-二胺)ANTISEPTICA,德国18824-01用于超声波清洗槽中手术器械的消毒
药品
氯胺酮 10%,100 mg/mL(盐酸氯胺酮)selectavet, Dr. Otto Fischer GmbH9089.01.0087 mg/kg i.p.
Xylasel,20 mg/mL(盐酸赛拉嗪)selectavet, Dr. Otto Fischer GmbH400300.00.0013 mg/kg i.p.
0.9% 氯化钠Braun Melsungen AG,德国6697366.00.00
Buprenovet 0.3 mg/mL(丁丙诺啡)Bayer,德国PZN: 014988700.1 mg/kg s.c.
Tramal 滴剂,100 mg/mL(盐酸曲马多)Grünenthal GmbH,德国101168381 mg/mL 饮用水
Ceftriaxon-saar 2 g(头孢曲松) Cephasaar GmbH,德国PZN: 0884425225 mg/kg 体重 i.p.
甲硝唑 5 mg/mLBraun Melsungen AG,德国PZN: 0554351512.5 mg/kg 体重 i.p.
饲料
ssniff M-Z Ereichssniff,德国 V1184-3
固体饮料 Dehyprev Vit BIO,袋装TripleATrading,荷兰SDSHPV-75
设备
Nikon Eclipse Ci-LNikon Instruments Europe BV,德国光学显微镜
VetScan HM 5 Abaxis,美国770-9000兽用血液学分析仪,用于 50 µl 静脉 EDTA 抗凝血
Bandelin SONOREX(超声波清洗槽)Bandelin electronics,德国RK 100 H手术器械的消毒
软件
NIS-Element BR4 软件Nikon Instruments Europe BV,德国
GraphPad Prism 版本 6GraphPad Software, Inc.

参考文献

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