利用基于荧光素酶的大型肿瘤抑制因子（LATS）生物传感器监测Hippo信号通路活性

摘要

本文介绍了一种基于荧光素酶的生物传感器，用于定量检测大型肿瘤抑制因子（LATS）的激酶活性——LATS是Hippo信号通路中的核心激酶。该生物传感器在基础研究和转化研究中具有广泛的应用前景，可用于研究Hippo信号通路的调控因子。 体外 和 体内.

摘要

Hippo 信号通路是器官大小的保守调控因子，在发育和癌症生物学中具有重要作用。由于技术上的挑战，目前仍难以评估该信号通路的活性并将其置于生物学背景下进行解读。现有关于大肿瘤抑制因子（LATS）的文献依赖于定性方法，难以扩展用于高通量筛选。最近，我们开发了一种基于生物发光的生物传感器，用于监测 LATS（Hippo 激酶级联反应的核心组分）的激酶活性。本文描述了如何利用该 LATS 生物传感器（LATS-BS）来鉴定 Hippo 通路调控因子的操作流程。首先，我们提供了一个详细的实验方案，用于研究过表达候选蛋白（e.g., VEGFR2）对 LATS 活性的影响，该实验使用 LATS-BS 进行检测。接着，我们展示了如何利用 LATS-BS 进行小规模激酶抑制剂筛选。该方案可进一步扩展用于更大规模的筛选，有望发现 Hippo 通路的新调控因子。

引言

Hippo 信号通路最初在Drosophila中被发现，是一种调控细胞生长和动物体型的新型调节因子^1,2。自首次发现以来，越来越多的证据有力地表明，Hippo 通路在发育过程（例如，早期胚胎发育、器官大小控制以及三维[3-D]形态）、肿瘤发生（例如，肿瘤形成、转移、血管生成、免疫逃逸、基因组不稳定性、应激反应和耐药性）以及组织稳态（例如，干细胞自我更新与分化、损伤后组织再生）中发挥着关键作用^{3,4,5,6,7,8,9,10}。Hippo 信号通路在多种癌症中经常出现功能失调^{7,8,9,10,11,12}。因此，阐明 Hippo 通路在癌症生物学、治疗学及再生医学中的功能已成为生物医学研究中最热门的领域之一。

简而言之，在Hippo信号通路中，当上游调控因子激活时（例如，细胞间接触、营养胁迫和细胞外基质（ECM）），MST1/2（MST；哺乳动物同源物） 果蝇 Hippo 丝氨酸/苏氨酸（S/T）激酶磷酸化并激活衔接蛋白 hMOB1 和 WW45，以及 LATS1/2（LATS）激酶；后者继而磷酸化转录共激活因子 YAP 及其同源物 TAZ 保守的 HX(H/R/K)XX(S/T)（H，组氨酸；R，精氨酸；K，赖氨酸；S，丝氨酸；T，苏氨酸；X，任意氨基酸）基序，包括 YAP-S127 和 TAZ-S89^11,12S127位点磷酸化的YAP（YAP-pS127）和S89位点磷酸化的TAZ（TAZ-pS89）通过泛素化降解，或与细胞质蛋白14-3-3结合，从而被阻止进入细胞核与TEAD1-4转录因子相互作用，无法激活参与细胞增殖和凋亡的下游基因图1）。尽管人们对Hippo信号通路具有极大的研究兴趣，但目前可用于检测Hippo信号的工具却十分有限，且现有工具历来仅局限于报告YAP/TAZ/TEAD的转录活性。事实上，直到最近之前，尚无任何工具能够以定量、实时、高通量且非侵入性的方式，同时检测Hippo信号通路组分的动态变化与活性 体外 和 体内.

随着人们对蛋白质-蛋白质相互作用在生理和病理过程中作用的认识不断深入，开发能够以定量且实时方式研究这些相互作用的工具引起了广泛关注^13,14,15,16。事实上，在生物分析策略的开发方面已取得显著进展，包括酵母双杂交（Y2H）¹⁷、表面等离子共振（SPR）¹⁸以及荧光共振能量转移（FRET）¹⁹等检测方法，可用于评估蛋白质-蛋白质相互作用。然而，这些方法存在需要对报告分子取向进行大量优化的局限性，因此必须测试多种构建体才能找到高效的组合。此外，这些方法的信噪比较低，导致难以明确区分真实的阳性信号。

为了克服这些局限性，人们开发了蛋白质互补检测技术。第一代蛋白质互补检测技术基于分裂的多色荧光蛋白，但未能解决上述限制²⁰。多色荧光蛋白仅包含一个结构域，因此难以将其分裂为两个独立且稳定的片段，同时实现低亲和力和低背景信号²¹。随后，萤火虫荧光素酶被确定为开发分裂蛋白质互补检测技术的新候选分子。在该方法中，萤火虫荧光素酶被分裂为两个片段（N端和C端荧光素酶片段，NLuc 和 CLuc），每个片段分别与目标蛋白融合。当两个目标蛋白发生相互作用时，NLuc 和 CLuc 被拉近，从而恢复荧光素酶活性，并在荧光素底物和 ATP 存在的情况下产生生物发光信号²²。2001年，斯坦福大学的 Paulmurugan 和 Gambhir 通过组合筛选方法，利用包含在不同位点切割的 NLuc 和 CLuc 片段文库，并结合不同连接子与蛋白连接，开发出一种优化的分裂萤火虫荧光素酶片段辅助互补系统，用于检测蛋白质-蛋白质相互作用²³。在该系统中，萤火虫荧光素酶在第398位氨基酸（aa 398）处被切割形成 NLuc 和 CLuc，并通过含八个甘氨酸残基和两个丝氨酸残基的柔性连接子分别与两个目标蛋白相连。

采用类似方法，我们近期开发了一种新的LATS生物传感器（LATS-BS），即将NLuc与围绕YAP蛋白S127磷酸化位点的15个氨基酸序列（YAP15）融合，并将CLuc与14-3-3蛋白融合。未使用全长YAP蛋白，以避免YAP的翻译后修饰产生干扰信号例如，以及其他上游调节因子介导的磷酸化修饰（发生在其他位点）和泛素化修饰。本文所展示的LATS-BS能够以非侵入性方式同时监测Hippo信号通路的活性 体外 在活细胞中 体内 在小鼠中^20,24 (图2在此，我们介绍一种测量LATS激酶活性的详细实验方案 体外 使用LATS-BS。首先，我们展示如何利用LATS-BS研究过表达蛋白对LATS活性的影响；接着，展示如何利用该生物传感器监测经调控Hippo通路的试剂处理后Hippo通路的活性变化。本方案可用于鉴定和表征调控LATS激酶活性的信号通路或刺激因素。

方案

1. 利用LATS-BS研究Hippo信号通路的一个假定调控因子

1. 细胞铺板与转染
   1. 细胞培养的制备
      1. 将1×PBS、含10%胎牛血清和1%青霉素/链霉素的DMEM以及0.25%胰蛋白酶-EDTA置于水浴中约37 °C预热30分钟。
      2. 用70%乙醇彻底清洁生物安全柜。
      3. 根据需要将培养皿、巴斯德吸管、血清移液管和移液器吸头放入组织培养超净台中。
      4. 从水浴中取出1×PBS、培养基和胰蛋白酶-EDTA，用70%乙醇擦拭清洁后，放入生物安全柜中。
   2. 细胞的培养与转染铺板
      1. 选择转染效率较高的细胞系（例如，HEK293）用于实验。通过蛋白质印迹检测该细胞系中Hippo信号通路组分的表达，以确认Hippo信号通路处于激活状态。
      2. 在37 °C、5% CO₂培养箱中，于10 cm培养皿内用DMEM培养HEK293细胞₂每天在显微镜下观察细胞。当细胞融合度达到80–90%时，按以下方法进行传代。
      3. 向培养板中加入 5 mL 1× PBS，轻轻摇晃培养板，然后完全吸除液体。
      4. 加入1 mL胰蛋白酶-EDTA溶液至培养板中，轻轻晃动培养板，确保胰蛋白酶均匀覆盖细胞。
      5. 在37 °C、CO₂培养箱中孵育细胞₂ 在培养箱中孵育5分钟，或直至所有细胞脱落。
      6. 加入4 mL培养基（含10% FBS和1%青霉素/链霉素）以中和胰蛋白酶，通过反复吹打重悬细胞，并将十分之一（0.5 mL）细胞悬液接种至新的含9.5 mL完全培养基的100 mm培养皿中（传代比例为1:10）。
      7. 对于 LATS-BS 转染，使用血细胞计数板对细胞进行计数，并接种 2 x 10⁵ 在转染前24小时，将细胞接种至12孔板的每个孔中。
         注意：使用较高的细胞数量可能会增加背景生物发光信号，因为Hippo信号通路活性受细胞汇合度调控；使用较低的细胞数量可能会增加细胞对转染试剂的敏感性，从而导致细胞死亡增加。²⁴.
   3. 转染 LATS-BS 单独或与候选基因一起
      1. 从DH5a菌液培养物中新鲜提取LATS-BS质粒（NLuc-YAP15-pcDNA3.1-Hygro和14-3-3-CLuc-pcDNA3.1-Hygro）（为实现LATS-BS的最佳表达所必需）。
      2. 转染前1小时，吸去培养板中的培养基，向12孔板的每孔中加入500 µL完全生长培养基，将细胞放回培养箱中继续培养。
         注意：以下方案描述了使用 commercially available 基于聚合物的转染试剂进行转染的方法。其他转染试剂也可能适用于转染实验；然而，我们尚未对其进行测试。
      3. 按照所述制备溶液A和溶液B 表1对于 N 次转染，配制 (N + 0.5) × 溶液 B 预混液。
      4. 立即将稀释的聚合物转染试剂（溶液B）加入DNA（溶液A）中。轻轻吹打混匀。
      5. 室温孵育样品15分钟，以使转染复合物形成。
      6. 将转染复合物总体积（76 µL）逐滴加入12孔板的每孔中，轻轻摇晃混匀。
      7. 在37 °C下孵育细胞过夜（18–24 h）。
         注意：对于对聚合物类转染试剂敏感的细胞，孵育时间可缩短至5 h。
      8. 转染后第二天，移除含有转染复合物的培养基，并更换为新鲜的完全培养基。将细胞在37 °C下继续培养一天，随后进行荧光素酶检测。
2. 荧光素酶检测
   注意：该荧光素酶报告基因检测系统可检测萤火虫和 海肾 在同一个实验中联合使用，用于荧光素酶实验。如果 海肾 未用作内参对照时，通过加入LARII而不加入 海肾 检测试剂
   1. 细胞裂解物的制备
      1. 用蒸馏水按下述方法稀释5倍浓度的被动裂解缓冲液（PLB）：
      2. 所需1x PLB的总体积 = N × (50 μL 5x PLB + 200 μL dH2O) = 每个12孔板孔对应N × 250 μL 1x PLB（N = 样本数）。
      3. 完全吸除培养基。每孔加入 1 mL 1× PBS。轻轻摇晃培养板，以去除脱落的细胞和残留的生长培养基。完全吸除 1× PBS。在加入 1× PLB 前，确保无残留的 1× PBS 残留。
      4. 加入 250 μL 的 1x PLB 至每孔。
      5. 将培养板置于摇床上，轻轻摇动，确保细胞单层被1x PLB完全且均匀覆盖。室温下摇动培养板15分钟，使细胞充分裂解。
      6. 将裂解液转移至1.5 mL微量离心管中。
   2. 测量生物发光信号
      1. 从-80 °C取出LARII（20 μL/样本），置于室温平衡。
      2. 准备 海肾 N次检测用试剂：将(N + 1) × 0.4 μL的50x底物加入到(N + 1) × 19.6 μL的缓冲液中。
      3. 预先将每种细胞裂解液各10 μL分装至1.5 mL离心管中。
      4. 为每项双荧光素酶检测设定光度计程序，先进行2秒预测量延迟，随后进行10秒测量期。
         注意：第一次和第二次测量将分别对应于LATS-BS信号和 海肾 内参信号。任何兼容单荧光素酶或双荧光素酶的 luminometer 均可使用。
      5. 将20 μL LARII试剂小心转移至一支离心管中，迅速吹打混匀3次。
      6. 立即将试管放入光度计中并开始读数。
      7. 从发光仪中取出样品管，立即加入 20 μL 的 海肾 试剂，用移液器上下吹打混匀3次。将样品放入光度计中，启动下一次读数。记录测量结果。
      8. 弃去反应管，继续处理下一个样本。

2. 利用LATS-BS筛选Hippo信号通路调控因子

1. 细胞培养与转染
   1. 按照第 1.1 节所述方法培养 HEK293AD 细胞。
      注：HEK293AD 比其他 HEK293 细胞系具有更强的贴壁性，因此适用于筛选实验。
   2. 按照第 1.1.2 节所述方法消化细胞。计数后将 2 × 10⁶ 个细胞接种至 100 mm 培养皿中，转染前 24 小时进行培养。
   3. 转染前 1 小时，吸除培养皿中的培养基，并更换为 5 mL 新鲜的完全培养基。
   4. 按照表 2所述配制溶液 A 和溶液 B。
   5. 立即将稀释后的聚合物转染试剂（溶液 B）加入 DNA（溶液 A）中，用移液器吹打混匀。
   6. 室温孵育 15 分钟，使转染复合物形成。
      1. 将全部体积（500 µL）的转染复合物逐滴加入细胞中，同时轻轻摇动培养皿以混匀。
      2. 将细胞在 37 °C 下过夜孵育。
      3. 次日，用胰酶消化并计数细胞，将 1 × 10⁴ 至 2 × 10⁴ 个细胞接种至 96 孔板的每个孔中，每孔总体积为 100 µL 培养基。再继续培养一天。
   7. 次日，在进行荧光素酶检测前 1–4 小时，向每孔加入终浓度为 10 µM 的调控 Hippo 通路的小分子或试剂。
      注：对于大多数小分子或试剂，10 µM 浓度处理 4 小时不会影响细胞活力。若使用较低浓度，可适当延长处理时间。
2. 荧光素酶检测
   1. 体外荧光素酶检测
      1. 完全吸除细胞中的培养基，每孔用 100 µL 1× PBS 洗涤一次，然后完全吸除。
      2. 向 96 孔板的每孔中加入 20 µL 1× PLB（按步骤 1.2.1.1 所述方法配制）。
      3. 将培养板置于摇床上，室温下轻柔振荡 15 分钟。
      4. 小心地将 20 µL LARII 试剂加入每孔中，用移液器吹打 3 次以混匀。
      5. 立即将培养板放入酶标仪中并开始读数。
   2. 活细胞荧光素酶检测
      1. 配制 11× D-荧光素工作液：将 1.5 mg D-荧光素粉末溶解于 1 mL 正常培养基中。
      2. 向每孔加入 10 µL 11× D-荧光素溶液，并与孔内原有培养基轻轻混匀。
      3. 将细胞放回培养箱中孵育 10 分钟。
      4. 将培养板放入酶标仪中并开始读数。
         注：若在此 D-荧光素浓度下信号强度不足，可向细胞中再添加 10 µL D-荧光素原液。

结果

为评估不同基因对LATS活性的影响，将LATS-BS与这些基因共转染（图3）。本实验中，以Renilla作为内参对照。YAP-5SA（YAP的组成型活性形式）的瞬时表达可导致YAP转录靶基因水平升高，并通过已知的反馈通路继而增强LATS激酶活性²⁵。MST是Hippo通路中LATS的上游激活因子（图1），也可增强生物传感器的信号强度。然而，VEGFR的过表达会激活PI3K/MAPK信号通路，从而抑制LATS并降低LATS-BS的信号强度。

在第二个实验方案中，将LATS-BS转染至HEK293AD细胞中，转染24小时后，将细胞接种至96孔板。转染40小时后，用已知的不同Hippo信号通路小分子调节剂处理细胞，随后进行荧光素酶检测（

讨论

尽管Hippo信号通路在多种生物学过程中发挥着关键作用，且其失调会导致癌症⁶，但目前对Hippo通路如何响应各种刺激而被调控的机制尚未完全阐明。此外，目前尚缺乏可用于定量且实时评估Hippo通路核心组分活性的系统。近期，我们开发并验证了一种新型生物传感器，用于检测Hippo通路中LATS激酶的活性²⁴。该生物传感器不仅可用于在活细胞中对Hippo信号活性进行定量和精确监测，还可用于筛选靶向Hippo通路以治疗癌症的药物。此外，基于该生物传感器的筛选有助于发现调控Hippo通路的新型基因。鉴于Hippo信号在癌症中的重要性，探索其他基因与Hippo通路之间的关键串扰，将是所有癌症生物学家值得开展的一项重要研究。因此，该生物传感器有望推动当前癌症治疗领域的创新，并可能为癌症的有效治疗提供一种有用的新策略。

使用LATS-BS时应考虑若干重要事项。首先，根据我们的经验，当用于转染的质粒为新鲜提取自细菌时，LATS-BS的灵敏度最高。其次，转染质粒的用量 LATS-BS 质粒转染细胞的...

材料

本文使用的材料清单

姓名	公司	目录编号	评论
胰蛋白酶-EDTA	Life Technologies	2520056	0.25%
胎牛血清（FBS）	Sigma	F1051
DMEM	Sigma	D6429-500ml	高糖DMEM
青霉素-链霉素	Life Technologies	15140122
PolyJet 体外 DNA转染试剂	Signagen	SL100688.5
5倍被动裂解缓冲液	Promega	E194A	30 ml
Dual-Glo® 荧光素酶检测试剂盒	Promega	E2940	100 ml 试剂盒
20/20 发光仪	Turner Biosystems	998-2036	单管型发光检测仪
GloMax® Navigator 双注射器型	Promega	GM2010	96孔板型发光检测仪