需要JoVE订阅才能观看此内容。 请登录或开始免费试用

方法文章

常温离体心脏灌注的工作模式：心脏功能与代谢评估

13K 次观看

⸱

DOI：

10.3791/58430

⸱

2019年1月12日

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Surgery, Faculty of Medicine, University of Alberta, 2Department of Pediatrics, Faculty of Medicine, University of Alberta, 3Department of Biomedical Engineering, Faculty of Medicine, University of Alberta, 4Department of Mechanical Engineering, Faculty of Engineering, University of Alberta, 5Department of Chemical and Materials Engineering, Faculty of Engineering, University of Alberta, 6Canadian National Transplant Research Program, 7Department of Physiology, Faculty of Medicine, University of Alberta

本文内容

摘要

常温离体心脏灌注（ESHP）可使心脏维持在跳动的、接近生理状态的条件下保存。当以工作模式进行时，ESHP 提供了对供体心脏功能和器官活力进行复杂评估的机会。本文中，我们描述了在 ESHP 期间评估心肌功能表现的方法。

摘要

目前器官保存的标准方法（冷保存，CS）会使心脏经历一段冷缺血时期，这限制了安全保存时间，并增加了移植后不良结局的风险。此外，CS 的静态特性使得在保存期间无法对器官进行评估或干预。常温离体心脏灌注（ESHP）是一种新型的供体心脏保存方法，通过向心脏提供含氧且富含营养物质的灌注液，最大限度地减少冷缺血损伤。研究表明，ESHP 在保存符合标准标准的供体心脏方面不劣于 CS，并已成功实现循环死亡后捐献心脏的临床移植。目前，唯一可用的临床 ESHP 设备以无负荷、非工作状态灌注心脏，限制了对心肌功能的评估。相比之下，工作模式下的 ESHP 能在生理条件下通过评估功能和代谢参数，全面评价心脏功能。此外，早期的实验研究提示，工作模式下的 ESHP 可能有助于改善心脏功能的保存效果。本文描述了在大型哺乳动物（猪）模型中实施离体心脏灌注的实验方案，该方案可重复应用于不同动物模型和不同大小的心脏。本 ESHP 装置的软件程序可实时自动调节泵速，以维持目标主动脉压和左心房压，并能自动评估多种功能及电生理参数，几乎无需人工监督或干预。

引言

临床相关性

自1967年首例心脏移植以来，尽管心脏移植的大多数方面已取得显著进展，冷保存（CS）仍是供体心脏保存的标准方法1。CS使器官经历一段冷缺血期，限制了安全保存时间（4–6小时），并增加原发性移植物功能障碍的风险2,3,4。由于CS处于静态状态，在器官获取至移植期间无法进行功能评估或实施治疗干预。这一局限性在扩展标准供体中尤为突出，包括循环死亡后捐献的心脏（DCD），从而加剧了当前供体资源与临床需求之间存在的巨大差距5,6。为克服这一局限，离体心脏灌注被提出作为一种新型的、半生理性的供心保存方法，通过在保存期间向心脏提供含氧、富含营养的灌注液，最大限度减少冷缺血暴露1,7,8。

离体心脏灌注

离体心脏体外检测最常用的方法之一是朗根多夫灌注。该方法由Oskar Langendorff于1895年提出，在此方法中，血液流入离体心脏的冠状动脉，并从冠状窦流出，此时心脏处于空虚且搏动的状态9,10. 采用 Transmedics 器官护理系统（OCS）装置在离体心脏灌注（Langendorff 模式）下进行临床常温机械灌注（ESHP），在标准标准供体心脏的保存中已显示出非劣效于冷保存（CS）的效果1，并促进了DCD心脏的临床移植11然而，人们对该设备评估器官活力的能力存在担忧，因为一些最初被认为适合移植的供体心脏在OCS上灌注后被弃用。3OCS 在 Langendorff（非工作）模式下支持心脏，因此对心脏泵血功能的评估能力有限3,12越来越多的证据表明，功能参数为评估器官活力提供了更佳的方法，提示心脏功能的评估可能成为体外心脏灌注期间评估和选择供体心脏的可靠工具3,12,13,14此外，我们对 原位之外 灌注的猪心脏表明，工作模式下的ESHP在灌注期间可提供更优的心脏功能保护15,16.

一种能够以工作模式保存心脏的离体心脏灌注（ESHP）装置必须具备一定程度的自动化，以安全、精确地维持前负荷、后负荷和流量。此外，该系统还应具有足够的灵活性，以支持对心脏功能进行全面评估。本文所使用的ESHP装置配备了定制软件，该软件能够：1）提供并维持所需主动脉（Ao）和左心房（LA）的压力/流量；2）在几乎无需人工监督的情况下，实时分析功能参数并对压力波形进行可视化评估。压力数据通过标准的液体填充式压力传感器获取，流量数据则通过渡越时间多普勒流量探头获取。这些信号分别通过桥式放大器和模拟输入进行数字化处理。心脏水平放置，大血管端略抬高，置于柔软的硅胶膜上。插管连接部分穿过该膜，并整合了一个顺应性腔室，用于缓冲心室射血。本研究的目标是为心脏移植领域的研究人员提供一种在大型哺乳动物（约克夏猪）模型中，于常温、半生理条件下以工作模式进行离体心脏灌注与功能评估的操作方案。

访问受限。请登录或开始试用以查看此内容。

方案

本手稿中所有操作均遵循加拿大动物护理委员会（Canadian Council on Animal Care）以及《实验动物护理与使用指南》的规定。该方案已获得阿尔伯塔大学机构动物护理委员会的批准。本方案已应用于体重在35–50 kg之间的雌性幼年约克夏猪。所有参与ESHP操作的人员均接受过适当的生物安全培训。

1. 术前准备

  1. 将器官舱正确放置在仪器推车上，并在器官舱内安装硅胶支撑膜。可在其中观察到主动脉（Ao）、肺动脉（PA）和左心房（LA）的连接点。 图1.
  2. 安装ESHP管路网络（图中所示） 图2A，B) 氧合器和过滤器。将热交换器的水管和吹扫气体管路连接至氧合器。
  3. 将用于测量冠状窦/肺动脉和左心房血流的流量探头放置在相应的管道上。
  4. 将主动脉（Ao）和左心房（LA）压力传感器连接到电路的对应管线上。
  5. 确保所有管路连接牢固，未连接部位的旋塞和鲁尔锁均已正确关闭。
  6. 用750 mL改良Krebs-Henseleit缓冲液（NaCl, 85; KCl, 4.6; NaHCO₃, 25; KH₂PO₄, 1.2; MgSO₄, 1.2; glucose, 10; EDTA, 0.5；单位均为mM，用去离子水配制，用NaOH调节pH至7.4）预充管路3，25；KH2PO, 1.2；MgSO₄4，1.2；葡萄糖，11；和 CaCl2，1.25 mmol/L）并含有8%白蛋白。通过将主动脉（Ao）和左心房（LA）泵的出口置于入口上方，使空气排出泵室，从而对泵进行脱气处理。图3）。该溶液通常在灌注开始前无需进行氧合处理。
  7. 在Ao泵和LA泵完成排气且管路完成预充后，启动软件。

2. ESHP 软件初始化与调整

注意： 此处使用的 ESHP 装置配备了一套定制软件程序，可用于控制泵速，以达到并维持所需的左心房（LA）和主动脉（Ao）压力。该软件还可分析功能参数，并提供压力波形的可视化评估（图4）。

  1. 启动 ESHP 程序时，单击显示器上的程序快捷方式。
  2. 在“设置”页面，点击“初始化”。初始化消息将显示在面板上。图5).
  3. 在同一页面上，点击“zero LA flow”和“zero PA flow”以校准流量传感器。屏幕上将显示相应提示信息。
  4. 调节压力传感器的高度，使其与硅胶支撑物的高度一致. 将主动脉（Ao）和左心房（LA）压力传感器（以及任何用于检测压力的其他传感器）与大气相通，然后点击“zero all pressures”按钮。此时，屏幕上将显示相应提示信息。
  5. 在“主”页面中，逐渐增加主动脉泵的转速，直至主动脉插管中有液体流入器官腔室。在本系统中，此效果通过900–1000转/分钟（RPM）实现。
  6. 向灌注液中加入 750 mL 血液，使灌注液总体积达到 1.5 L（如“手术、采血及心脏获取 部分），然后提高左心房泵的转速（800–900 RPM），以确保左心房插管及硅胶支撑膜下方的左心房管路中无残留空气。
  7. 在启动控制软件并对ESHP装置进行排气后，可开始供体心脏的获取。

3. 准备工作与麻醉

  1. 以肌肉注射方式给予每公斤体重20 mg的氯胺酮和每公斤体重0.05 mg的阿托品作为术前用药。
  2. 将猪转移至手术室，并将其置于带有台面加热功能的手术台上，以维持正常体温。
  3. 根据动物体重和麻醉系统情况，调整面罩诱导时的氧气流速。对于闭合式循环麻醉回路，氧气流速应为20–40 mL/kg。
  4. 开启异氟烷至4–5%；一到两分钟后可将其浓度降至3%。
  5. 评估麻醉深度。若猪对有害刺激无退缩反射，则表明已达到外科麻醉平面。
  6. 确认麻醉深度适当后，进行气管插管。
  7. 将脉搏血氧仪探头置于舌部（首选）或耳部。脉搏血氧测定的血氧饱和度应保持在90%以上。
  8. 剃除左、右肘部及左侧膝关节区域的毛发。用肥皂和水清洗皮肤油脂，再用异丙醇擦拭并彻底干燥。安放心电图电极，避免导线干扰手术区域，并将导联正确连接至相应位置。
  9. 维持麻醉期间，调节氧气流速（20–40 mL/kg）和吸入麻醉气体浓度（1–3%）。心率应维持在80–130次/分钟，呼吸频率应为12–30次/分钟。
  10. 剃毛、清洗并以无菌方式准备切口部位。

4. 血液采集与心脏获取

  1. 每5分钟至少评估一次麻醉深度，以确认达到外科手术平面（无足底反射、无眨眼反射，对疼痛刺激无反应）。
  2. 行胸骨正中切开术。
    1. 以胸骨上窝和剑突作为解剖标志点。
    2. 使用电灼器沿胸骨上窝与剑突之间的中线分离胸大肌纤维间的皮下组织和筋膜，建立正中通路。
    3. 用电灼器在胸骨骨面上标记中线，使用电动或气动锯进行胸骨截骨。为避免损伤下方结构（如心包、头臂静脉和无名动脉），应逐步缓慢操作锯具。
    4. 使用胸骨牵开器逐渐牵开胸骨。为避免过度张力及血管损伤，牵开器位置不宜过于向头侧放置。
    5. 使用电灼器松解胸骨后表面与心包之间的胸骨心包韧带。
    6. 用梅岑鲍姆剪刀（Metzenbaum Scissor）切开心包，并用1-0丝线将心包边缘固定于胸骨上。
  3. 将正中切口向头侧延长2–3 cm，暴露右侧颈总动脉和颈内静脉。
  4. 用2-0丝线环绕血管，以获得血管近端和远端的控制。
  5. 结扎每根血管头侧的环绕线。
  6. 用11号刀片切开每根血管前壁的1/3，随后将5–6 F导管鞘分别插入血管内。用尾侧的环绕线结扎固定每根导管鞘。
  7. 将各导管鞘连接至压力传感器，监测动脉压和中心静脉压。
  8. 静脉注射1,000 U/kg肝素。
  9. 在右心耳周围放置一圈3-0聚丙烯缝线，并用套带（snare）固定。
  10. 在该荷包缝线内，用11号刀片于心耳上做一长约1 cm的切口，将双级静脉插管（28/36 FR）经切口插入，并将远端置于下腔静脉（IVC）。通过收紧套带将插管固定。使用管夹控制插管出口端的血流。
  11. 从置于右心房的双级静脉插管中，在15分钟内逐步采集猪全血750 mL至已灭菌的玻璃容器中，同时以1 L等渗晶体液（如Plasmalyte A）进行等量替换。
  12. 将采集的血液加入灌注回路中（该回路已预先用含8%白蛋白的750 mL Krebs-Henseleit缓冲液预充），使灌注液最终体积达到1.5 L。灌注液为含8%白蛋白的Krebs-Henseleit溶液与供体动物全血按1:1比例混合而成17。
  13. 将心脏停搏针（14–16 F）置入升主动脉（Ao），并用套带固定。
  14. 将心脏停搏插管连接至心脏停搏液袋，将100 mL血液加入400 mL心脏停搏液（St. Thomas Hospital Solution）中，配制成最终体积为500 mL的含血心脏停搏液。
  15. 通过放血法处死猪。若计划在灌注开始后根据研究目的追加血液至灌注液中，则采集血液后加入10–30 U/mL肝素，置于玻璃容器或塑料袋中，在4 °C下短期（数小时）保存。
  16. 用主动脉钳夹闭升主动脉（Ao），并将心脏停搏液注入主动脉根部。
  17. 完成心脏停搏液灌注后，移除主动脉钳，行心脏切除术。
    1. 为便于将主动脉（Ao）和肺动脉（PA）分别连接至对应插管，使用梅岑鲍姆剪刀将升主动脉与肺动脉部分分离。
    2. 横断上腔静脉和下腔静脉，每侧保留约1 cm长度。
    3. 通过横断肺静脉，将心脏从后纵隔分离。
    4. 切除心脏时，确保获取完整的主动脉弓分支血管及一段降主动脉，并保留至肺动脉分叉处。
  18. 称量空心重量。在离体（ex situ）保存期间的心脏重量增加量可作为器官水肿程度的评估指标。

5. 将心脏放置于ESHP装置上并启动灌注

  1. 使用梅岑鲍姆剪刀修剪左心房（LA）周围的多余组织，并在肺静脉之间进行剪切，以形成一个共同的开口。
  2. 使用3-0聚丙烯缝线在左心房开口周围缝合一圈荷包缝合线。
  3. 使用3-0聚丙烯缝线缝合并关闭下腔静脉。在灌注开始时保持上腔静脉开放，以确保右心室（RV）在灌注液升温且出现有规律的心律之前保持去负荷状态。
  4. 将左心房插管插入左心房开口，并用套索固定（图6）。
  5. 轻轻挤压心室以排出心脏内的空气，并将其操作并入步骤5.7：在轻轻挤压心脏的同时，将主动脉（Ao）泵转速提高至1600 RPM。主动脉根部残余的空气将通过无名动脉和锁骨下动脉分支排出。
  6. 将主动脉连接到嵌入硅胶膜中的主动脉插管。使用丝线将主动脉在插管周围结扎固定。修剪主动脉，使其自然平顺贴合，无张力或扭曲。
  7. 将主动脉泵转速提高至1600 RPM。主动脉根部残余的空气将通过无名动脉和锁骨下动脉分支排出。
  8. 将主动脉排气管路连接至无名动脉。使用丝线固定连接处。
  9. 使用丝线结扎左锁骨下动脉开口，并用套索和夹子固定闭合。通过锁骨下动脉开口插入导引鞘管（5F），确保导管长度和方向调整适当，以免影响主动脉瓣功能。
  10. 将主动脉压力传感器连接至导引鞘管的侧端口。
  11. 在监护仪上读取主动脉压力。调节主动脉泵转速，使平均压力达到30 mm Hg。此时（时间0点），灌注将以非工作模式（Langendorff模式）开始，肺动脉（PA）管路中出现暗色脱氧灌注液表明冠状动脉血流已恢复。如需，可设置计时器以记录灌注持续时间。
  12. 开启热交换器，并将温度设定为38 °C。灌注液将在约10分钟内升温至37–38 °C。对于猪心的常温灌注，整个灌注过程中应维持温度在38 °C。
  13. 在灌注的最初一小时内维持非工作模式灌注。调节左心房泵转速，使左心房压力保持在0 mmHg。
  14. 当灌注液温度>34 °C时，评估心脏节律，必要时进行起搏和除颤（5–20 焦耳）。在尝试复律前，确保心脏完全去负荷。
  15. 使用血气分析仪检测溶解气体状态。调节气体混合比例，维持pH值在7.35–7.45之间，动脉二氧化碳分压（PaCO2）为35–45 mmHg，动脉氧分压（PaO2）为100–150 mmHg，血氧饱和度（sO2）≥95%。
  16. 当心脏达到常温并维持稳定节律后，结扎上腔静脉。
  17. 将临时起搏电极连接至右心房壁，以AAI模式以每分钟100次的频率起搏心脏。
  18. 将心外膜心电图电极连接至心脏表面。
  19. 在Langendorff模式灌注1小时后，切换至工作模式。为此，在软件主页面左侧的“目标LAP”区域输入期望的左心房压力（通常为6–8 mmHg），然后点击按钮以启动反馈回路。激活的工作模式将显示为绿色按钮，左心房泵转速将自动调节，以达到并维持目标左心房压力。
  20. 随着心脏开始工作，冠状血管阻力下降，导致舒张压降低。调节主动脉泵转速，使主动脉舒张压在工作模式灌注期间维持在40 mmHg，作为后负荷。

6. ESHP 期间的代谢支持

注意：器官灌注溶液（包括克雷布斯-亨塞尔特缓冲液）通常含有葡萄糖作为主要能量底物。

  1. 在灌注过程中，定期检测葡萄糖水平（例如通过血气分析）。根据葡萄糖消耗速率，使用标准输液泵通过动脉持续输注和/或推注方式补充葡萄糖，以在整个灌注期间维持动脉葡萄糖浓度在 6–8 mmol/L。
  2. 使用另一个输液泵，在整个灌注过程中向灌注液中输注胰岛素，速率为 2 U/h，并可根据研究目的调整胰岛素输注速率。
  3. 为实现心脏β-肾上腺素能受体刺激，使用标准输液泵以 0.08 µg/min 的速率向灌注液中输注肾上腺素，并持续整个灌注过程。 alternatively，也可使用多巴酚丁胺，输注速率为 4 µg/min。

7. 抗微生物和抗炎药物

  1. 在灌注开始时，向灌注液中加入广谱抗生素（例如 3.375 克哌拉西林-他唑巴坦）。
  2. 根据研究目的，必要时向灌注液中加入抗炎剂（例如 500 毫克甲基泼尼松龙）。

8. 功能评估

注意： ESHP 控制软件会自动每十秒计算并记录一次稳态血流动力学和功能指数。

  1. 稳态收缩与舒张功能的评估
    1. 通过先前置入锁骨下动脉的导入鞘，将充满液体的猪尾导管在工作模式下送入左心室（LV），以评估和记录稳态数据。
      1. 用生理盐水冲洗猪尾导管，并将导丝插入其中。
      2. 轻柔地将导管插入先前置于锁骨下动脉的鞘管内。一旦导管通过主动脉瓣，即缓慢撤出导丝，并将猪尾导管连接至左心室压力监测线路。
      3. 在监护仪上观察左心室压力波形。当导管正确位于左心室内时，压力波形的舒张相部分将降至零。需注意，此步骤仅能在工作模式下进行，因为必须依赖主动脉瓣正常开启，猪尾导管才能进入心室腔。一旦猪尾导管置于左心室内并连接至左心室压力传感器，左心室压力变化的最大与最小速率（dP/dT min 和 dP/dT max）将自动被记录。
    2. 在给定恒定左心房压力（6–8 mmHg）、主动脉舒张压为 40 mmHg 以及心率为 100 次·min–1 的条件下，通过左心房（LA）流量线对心肌功能进行评估，以心肌质量为基准计算流量（mL·min–1·g–1）。假设无主动脉瓣反流，则左心房压力等于心输出量。检查主动脉压力波形，以确认无主动脉瓣反流存在。
  2. 前负荷可募集每搏功（PRSW）的评估
    注意： PRSW 是指舒张末期容积与左心室每搏功（LVSW）之间的线性关系，代表一种不受前负荷、后负荷及心室大小影响的心室功能评价指标18,19。本系统可非侵入性地测量 PRSW，方法如下所述13。
    1. 在进行 PRSW 分析期间，猪尾导管可能诱发心律失常，从而影响结果准确性，因此应从左心室中移除猪尾导管。
    2. 在主界面的“Capture PVL”区域，设置分析过程中左心房泵转速下降的期望速率（通常为 100–200 RPM）以及分析持续的期望时间（通常为 10–12 s）（图 4）。
    3. 完成上述设置后，点击“Record PVL”。软件将自动退出工作模式，并在同步记录左心室每搏功（LVSW）和左心房压力的同时，逐步降低左心房泵的转速。数据采集结束后，软件将对新获取的数据集进行线性回归分析，得出 PRSW。ESHP 软件完成分析后，主界面将显示分析的相关系数。若相关系数（R 值）符合预期（通常 >0.95），则点击“OK”。PRSW 分析结果将被记录。
    4. 完成分析后，如需恢复至工作模式下的灌注状态，请点击“Press To Start Working Mode”；否则软件将继续保持在 Langendorff（非工作）模式。灰色按钮将变为绿色，表示已恢复至工作模式。若需重复进行 PRSW 分析，在每次新的尝试前，应确保左心房压力/流量值恢复至之前的稳态水平。

9. 离体灌注心脏的代谢评估

  1. 利用每1–2小时从主动脉（动脉）和肺动脉（静脉）管路采集的灌注液样本进行血气分析，评估ESHP期间心脏及灌注液的代谢状态。
  2. 每1–2小时进行一次血气分析，以监测灌注液的气体和离子状态。调整气体成分（O2 和 CO2）并通过调节扫气速度维持 pH 在 7.35–7.45，paO2 100–150 mmHg，以及paCO2 35–45 mmHg。灌注期间，将灌注液中钾和钙的离子浓度调整并维持在生理范围内例如 必要时可通过添加氯化钙实现。
  3. 利用血气分析和冠状动脉血流获得的信息来计算代谢参数。例如，计算心肌耗氧量（MVO2），以及LV机械效率（ME）如下所示：
    1. 确定微血管阻塞2 （毫升 O2 · 分钟-1 · 100 g-1将冠状动脉血流量（CBF）乘以动脉-静脉血氧含量差（CaO₂ - CvO₂）2 – CvO2).
      MVO2 = [CaO2 - CvO2 （毫升 O2 · 100 mL-1)] × CBF (mL·min⁻¹-1 . 100 克心脏质量），其中；
      动脉血氧含量（CaO₂）2) = [1.34 (mL O2 . g Hb-1) × 血红蛋白浓度（g · 100 mL-1) × 氧饱和度（%）] + [0.00289（mL O2 · mm Hg-1 · 100 mL-1) × PaO2 （毫米汞柱）
      静脉血氧含量（CvO₂）2) = [1.34 (mL O2 · g Hb-1) × 血红蛋白浓度 (g · 100mL-1) × 氧饱和度（%）] + [0.00289（mL O2 · mm Hg-1 · 100 mL-1) × PvO2 （毫米汞柱）
    2. 按下式计算左心室机械效率（ME）：
      ME = LVSW（J·次）-1）/ MVO2 （J. beat-1）其中
      每搏功 = {平均动脉压 (mmHg) - 左心房压 (mmHg)} × {左心房血流量 (mL·min⁻¹)}-1)/ 心率（次/分钟）-1)} × 0.0001334（J·mL-1 . mmHg-1，以及
      MVO2 (J. beat-1) = {MVO2 （mL·min⁻¹）-1)/心率（次·min⁻¹）-1)} × 20（焦耳·毫升）-1)

10. 灌注结束时从 ESHP 装置中取出心脏

  1. 退出工作模式。将左心房泵（LA泵）转速降至零。
  2. 将主动脉泵（Ao泵）转速降至零。
  3. 移除猪尾导管和鞘管。
  4. 迅速拆除心脏上的所有连接装置。
  5. 称量空心心脏，以确定心肌水肿形成程度。
  6. 迅速从左心室和右心室取适当大小的组织样本，分别置于最佳切割温度（OCT）包埋胶中、福尔马林中，和/或在液氮中速冻。将样本妥善保存以备后续检测（OCT包埋样本和速冻样本存于-80 °C冰箱中，福尔马林固定的样本置于密封容器中室温保存）。
  7. 关闭程序；所有记录的数据将自动保存。
  8. 根据机构规定，妥善处理剩余组织、血液、生物活性材料以及使用过的ESHP装置组件。
  9. 使用硬质表面消毒清洁剂（如70%乙醇）彻底清洁ESHP推车。

访问受限。请登录或开始试用以查看此内容。

结果

在灌注开始时（非工作模式下），当系统和灌注液温度接近正常体温时，心脏通常会恢复窦性心律。进入工作模式后，随着左心房（LA）压力接近目标值，应在主动脉（Ao）压力曲线上观察到射血现象，同时左心房流量（反映心输出量）应逐渐增加。在约克夏猪模型（35–50 kg）中，初始心脏重量为180–220克时，初始左心房流量约为2,000 mL/min，在工作模式下灌注的第一小时内，该流量通常会逐渐接近约2,750 mL/min。图7展示了灌注12小时内主动脉压力（A）以及左心房和肺动脉流量（B）的变化趋势。

在生理工作模式下进行离体心脏灌注（ESHP）时，还可对心脏进行多种代谢评估。在ESHP期间获取的灌注液样本进行血气分析/代谢评估，可提供随时间变化的心脏代谢状态的详细信息（表1和表2）以及（图8...

访问受限。请登录或开始试用以查看此内容。

讨论

灌流成功与否需根据研究目的来确定；然而，通常应包括在目标时间内持续稳定的离体心脏灌流（ESHP），以及在灌流期间完整采集心脏功能相关数据。为此，必须严格遵循本方案中的若干关键步骤。

心脏是一个对氧气和能量需求很高的器官，因此在插管和灌注前尽量缩短缺血时间是一项必须遵循的重要原则。器官获取、将心脏安装到ESHP装置上以及启动灌注的整个过程不应超过20–30分钟。

为了实现有效的灌注和可靠的功能评估，将心脏安装到装置上的过程至关重要。大血管的正确解剖对位在这一过程中起着重要作用。获取心脏时应保留足够长度的肺动脉（PA）和主动脉弓分支，以便在连接相应的插管时不会牵拉这些血管。从灌注开始，有效的冠状动脉灌注在离体灌注期间对心脏保护具有关键作用。在非工作模式下启动灌注后，应监测并调节主动脉压力，至少维持在30 mmHg，以有效支持冠状动脉灌注。肺动脉管路中出现暗色、缺氧的灌注液，是冠状动脉血流恢复的反映。切换至工作模式后，应将主动脉压力调节至40 mmHg，以为工作状态的心脏提供足够的冠状动脉灌注压。<...

访问受限。请登录或开始试用以查看此内容。

披露

DHF 持有以下专利 离体 器官灌注技术与方法。DHF 和 JN 是 Tevosol 公司的创始人及主要股东。

致谢

本研究工作获得了加拿大国家移植研究计划资助项目的资助。SH 获得了医学与牙科学院心脏科学研究生莫蒂尔奖学金。DHF 获得了加拿大自然科学与工程研究理事会和加拿大卫生研究院联合研究项目（CHRP）的资助。

访问受限。请登录或开始试用以查看此内容。

材料

本文使用的材料清单
姓名公司目录编号评论
德贝基-梅岑鲍姆解剖剪Pilling342202
梅奥解剖剪Pilling460420
持针钳（拇指钳）Pilling465165
德贝基直血管组织钳 Pilling351808
库欣格氏敷料钳Pilling466200
约翰逊持针器Pilling510312
德夫持针器Pilling443120
胸骨锯Stryker6207
胸骨牵开器Pilling341162
沃斯导管夹Pilling351377
莫里斯升主动脉钳Pilling353617
外科结扎套（止血带）套装MedtronicCVR79013
2-0 黑色丝线 12" x 18" 股线ETHICONA185H
3-0 蓝色聚丙烯缝线 18" PS-2 切割型ETHICON8687H
Biomedicus 泵驱动装置（改装版）Medtronic540经改装以实现泵速的远程电子控制
Biomedicus 泵MaquetBPX-80
膜式氧合器 D 905SORIN GROUP50513
管路流量模块  TransonicTs410
PXL 夹式流量传感器TransonicME9PXL-BL37SF
TruWave 压力换能器EdwardsVSYPX272
Intercept 导管 3/8" x 3/32" x 6英尺Medtronic3506
Intercept 导管 1/4" x 1/16" x 8英尺Medtronic3108
加热/制冷循环浴槽 GrantTX-150
ABL 800 FLEX 血气分析仪Radiometer989-963
DLP 心肌保护液灌注导管（主动脉根部导管）Medtronics20613994495406
5F 直头猪尾心室导管CORDIS534550S
5F AVANTI+ 套管导入器CORDIS504605A
Emerald Amplatz 导丝CORDIS502571A
双腔起搏器Medtronic5388
除颤器CodeMasterM1722B
输液泵BaxterAS50
外科电凝设备Kls MartinME411
气体混合器SECHRIST3500 CP-G
医用氧气瓶praxair2014408
二氧化碳气瓶praxair5823115
牛血清白蛋白MP biomedicals218057791

参考文献

  1. Ardehali, A., et al. Ex-vivo perfusion of donor hearts for human heart transplantation (PROCEED II): a prospective, open-label, multicentre, randomised non-inferiority trial. Lancet. 385 (9987), 2577-2584 (2015).
  2. Collins, M. J., Moainie, S. L., Griffith, B. P., Poston, R. S. Preserving and evaluating hearts with ex vivo machine perfusion: An avenue to improve early graft performance and expand the donor pool. European Journal of Cardiothoracic Surgery. 34 (2), 318-325 (2008).
  3. Freed, D. H., White, C. W. Donor heart preservation: Straight up, or on the rocks? Lancet. 385 (9987), 2552-2554 (2015).
  4. Guibert, E. E., et al. Organ preservation: Current concepts and new strategies for the next decade. Transfusion Medicine and Hemotherapy. 38 (2), 125-142 (2011).
  5. Collins, M. J., et al. Use of diffusion tensor imaging to predict myocardial viability after warm global ischemia: Possible avenue for use of non-beating donor hearts. Journal of Heart and Lung Transplantation. 26 (4), 376-383 (2007).
  6. White, C. W., et al. A cardioprotective preservation strategy employing ex vivo heart perfusion facilitates successful transplant of donor hearts after cardiocirculatory death. Journal of Heart and Lung Transplantation. 32 (7), 734-743 (2013).
  7. Iyer, A., et al. Normothermic ex vivo perfusion provides superior organ preservation and enables viability assessment of hearts from DCD donors. American Journal of Transplantation. 15 (2), 371-380 (2015).
  8. Peltz, M., et al. Perfusion preservation maintains myocardial ATP levels and reduces apoptosis in an ex vivo rat heart transplantation model. Surgery. 138 (4), 795-805 (2005).
  9. Liao, R., Podesser, B. K., Lim, C. C. The continuing evolution of the Langendorff and ejecting murine heart: New advances in cardiac phenotyping. American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 303 (2), H156-H167 (2012).
  10. Rivard, L., Gallegos, R., Ogden, I., Bianco, R. Perfusion Preservation of the Donor Heart: Basic Science to Pre-Clinical. Journal of Extra Corporeal Technology. 41 (3), 140-148 (2009).
  11. Dhital, K. K., et al. Adult heart transplantation with distant procurement and ex vivo preservation of donor hearts after circulatory death: A case series. Lancet. 385 (9987), 2585-2591 (2015).
  12. Messer, S., Ardehali, A., Tsui, S. Normothermic donor heart perfusion: Current clinical experience and the future. Transplant International. 28 (6), 634-642 (2015).
  13. White, C. W., et al. Assessment of donor heart viability during ex vivo heart perfusion. Canadian Journal of Physiology and Pharmacology. 93 (10), 893-901 (2015).
  14. Messer, S. J., et al. Functional assessment and transplantation of the donor heart after circulatory death. Journal of Heart and Lung Transplantation. 35 (12), 1443-1452 (2016).
  15. Hatami, S., et al. Endoplasmic reticulum stress in ex vivo heart prfusion: A comparison between working vs non-working modes. Canadian Journal of cardiology. 33 (10), (2017).
  16. White, C. W., et al. Ex vivo perfusion in a loaded state improves the preservation of donor heart function. Canadian Journal of cardiology. 31 (10), s202(2015).
  17. White, C. W., et al. A wholeblood-based perfusate provides superior preservation of myocardial function during ex vivo heart perfusion. Journal of Heart and Lung Transplantation. (14), (2014).
  18. Lips, D. J., et al. Left ventricular pressure-volume measurements in mice: comparison of closed-chest versus open-chest approach. Basic Research in Cardiology. 99 (5), 351-359 (2004).
  19. Morita, S. Is there a crystal ball for predicting the outcome of cardiomyopathy surgery? Preload recruitable stroke work, may be a possible candidate. Journal of Cardiology. 71 (4), 325-326 (2018).
  20. Hatami, S., et al. Canadian Society for Transplantation. , Halifax. (2017).
  21. Anthony, C., et al. Ex vivo coronary angiographic evaluation of a beating donor heart. Circulation. 130 (25), e341-e343 (2014).
  22. Sandha, J. K., et al. Steroids Limit Myocardial Edema During Ex vivo Perfusion Of Hearts Donated After Circulatory Death. Annals of Thoracic Surgery. , (2018).

访问受限。请登录或开始试用以查看此内容。

重印与许可

标签

recruitable
常温离体心脏灌注的工作模式：心脏功能与代谢评估
联系我们
向图书馆推荐

隐私政策

使用条款

政策

版权所有 © 2026 MyJoVE Corporation。保留所有权利。