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小鼠胸腹主动脉超声成像以测定动脉瘤尺寸

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DOI：

10.3791/59013

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2019年3月8日

 ,  ,  ,  ,  , 
1Saha Cardiovascular Research Center, University of Kentucky, 2Department of Physiology, University of Kentucky

本文内容

摘要

超声成像已成为测定小鼠胸主动脉和腹主动脉瘤管腔尺寸的常用方法。本方案描述了获取小鼠升主动脉和腹主动脉可靠且可重复的二维超声图像的操作流程。

摘要

现代高分辨率超声仪器具有足够的分辨率，可用于测量小鼠主动脉。这些仪器已广泛应用于主动脉瘤小鼠模型中主动脉尺寸的测量。主动脉瘤被定义为主动脉的永久性扩张，最常发生在升主动脉和腹主动脉区域。通过超声对主动脉尺寸进行连续测量，是体内评估主动脉瘤发生与进展的主要方法。尽管许多已发表的研究将超声成像测量主动脉直径作为主要终点指标，但仍存在一些混杂因素，例如探头位置和心动周期，可能影响数据采集、分析和解释的准确性。本实验方案旨在提供一份实用指南，以可靠且可重复的方式使用超声测量主动脉直径。本方案介绍了小鼠与仪器的准备、合适超声图像的获取以及数据分析方法。

引言

主动脉瘤是一种常见的血管疾病，其特征是胸主动脉和/或腹主动脉出现永久性管腔扩张1,2,3,4。目前尚无已确立的药物疗法用于预防主动脉瘤的扩张和破裂，这凸显了深入理解其致病机制的必要性。为了阐明主动脉瘤的发病机制，研究人员广泛使用通过遗传或化学手段构建的小鼠模型4,5,6,7,8,9,10,11,12。对小鼠主动脉直径进行精确量化是主动脉瘤研究的基础。

高频超声技术的发展已显著提高了图像的空间和时间分辨率，从而能够检测主动脉尺寸的微小差异13,14,15。这使得在小鼠中连续测量主动脉直径成为可能，因此该技术已成为小鼠主动脉瘤研究中测量主动脉直径的首选方法。尽管超声成像是一种较为简便的技术，但要获得准确测量、数据分析和解释所需的合适图像，仍需掌握主动脉的解剖学和生理学知识。主动脉是一个具有搏动性的圆柱形器官，在近端胸主动脉区域存在可变的弯曲度16。这可能导致在常规获取的二维（2D）图像中对主动脉尺寸的测量出现偏差。在动脉瘤状态下，主动脉的扭曲可能进一步影响测量的准确性17。为了获得可靠且可重复的主动脉扩张测量结果，本方案提供了一套实用指南，介绍如何使用高分辨率超声系统测量小鼠近端胸主动脉和腹主动脉的直径。

方案

小鼠超声成像实验已获得肯塔基大学机构动物照护与使用委员会（IACUC 协议编号：2018-2967）的批准。成像过程中，小鼠通过吸入1%–3%（体积比）异氟烷进行麻醉，并置于加热平台上，以减少操作应激并防止低体温。同时使用眼用润滑剂，预防因麻醉期间眨眼反射消失而导致的角膜损伤。

1. 仪器设置

  1. 打开超声波仪器、加热平台和凝胶加热器（图1).
  2. 打开超声程序。输入研究信息，例如研究名称和小鼠信息。
  3. 检查异氟烷挥发罐和氧气2 储液罐。如果含量较低，请填充异氟烷蒸发器和/或更换为新的O2 储液罐
  4. 将麻醉废气过滤器连接至诱导室和鼻罩。
  5. 打开诱导室的分支。
  6. 打开 O2 罐
  7. 打开 O2 并将麻醉蒸发器上的异氟烷旋钮分别调至1 L/min和0% vol/vol，以向舱内充入O₂2.

2. 小鼠的准备

  1. 将小鼠放入充满 O2 的诱导室中，以尽量减少麻醉引起的心血管非预期变化。
  2. 打开异氟烷挥发罐（1.5%–2.5% 体积/体积）。
  3. 确认后肢回缩反射消失。
  4. 将小鼠从诱导室中取出，并在每只眼睛中滴加一滴无菌眼用润滑剂。
  5. 将麻醉气体切换至鼻罩，并关闭流向诱导室的气流。
  6. 将小鼠仰卧于加热平台上，使其鼻部置于麻醉鼻罩中。
  7. 使用棉签在胸部或腹部涂抹脱毛膏。尽量减少脱毛膏用量，以避免刺激。
  8. 等待 1 分钟，然后轻轻擦去所有脱毛膏和毛发。
  9. 用温水冲洗该区域，并擦干以彻底清除脱毛膏。
  10. 在平台的四个铜导联上各点涂导电凝胶。
  11. 将每只脚掌（掌心向下）用胶带固定在导联上，以获取心电图（ECG）信号。此操作可在麻醉期间监测小鼠的心电活动和呼吸生理状态。
  12. 确认心率在 450–550 次/分钟之间。由于麻醉会影响心脏功能，进而改变主动脉直径，因此应调节麻醉气体输送速率，使心率维持在适当范围内。
  13. 在准备好的部位涂抹预热的超声耦合剂。
  14. 将探头安装至探头架上。
  15. 旋转平台以获得最佳扫描角度，并降低探头直至其与超声耦合剂接触。

3. 胸主动脉成像

  1. 将平台向小鼠左侧倾斜。
  2. 将探头置于小鼠胸骨的右边缘（图2A）。探头上的参考标记朝向尾侧。
    注意：探头上的参考标记指示探头方向，且与超声系统显示器上的标记一致（图2A-D）。不同超声系统的标记形状可能有所不同。
  3. 使用彩色多普勒在胸主动脉处确认血流信号。
  4. 调整载物台和探头角度，以清晰显示主动脉（图3A,B）。
    注意：主动脉瓣、无名动脉和肺动脉可作为右胸骨旁长轴切面的解剖标志。因此，该切面获取的主动脉图像可在一个画面中同时包含主动脉瓣、无名动脉和肺动脉（图3A）。若因主动脉病变（如主动脉扩张或扭曲）导致难以在一个扫描画面中完整捕获升主动脉，则应分别采集图像。由于分段采集图像可能导致主动脉测量值低估，因此需精细调整载物台和探头位置。右胸骨旁长轴切面是成像整个升主动脉的最佳视角（图3C）。然而，该切面通常难以捕获主动脉窦，尤其是在动脉瘤性主动脉中。左胸骨旁长轴切面可作为替代方法，实现从主动脉根部至近端升主动脉的成像，但该切面无法在一个画面中捕获主动脉弓（图3C）。对于左胸骨旁长轴切面，应将探头置于胸骨左缘（图2B），载物台保持水平或轻微向小鼠右侧倾斜。其余操作步骤与右胸骨旁长轴切面相同。这些探头位置的优缺点详见表2。主动脉图像必须始终采用右胸骨旁或左胸骨旁长轴切面中的一种进行一致采集。
  5. 调节图像深度和宽度旋钮，裁剪超声图像以提高帧率。
  6. 使用焦点深度调节旋钮，将焦点深度调整至升主动脉背侧。
  7. 核对超声参数。本方案的超声设置详见表1。
  8. 使用X轴和Y轴载物台调节旋钮轻柔移动探头，以获取直径最大的纵向主动脉图像。
  9. 储存一段动态图像循环（cine loop）。

4. 腹主动脉成像

  1. 将探头横向放置于胸骨和剑突下方稍低位置（图2C）。探头上的参考标记应朝向小鼠右侧。腹主动脉应位于下腔静脉和/或门静脉旁（图3D）。
  2. 使用彩色多普勒观察腹主动脉，以确认搏动性血流。
    注意：若多普勒角度与血流方向垂直，则主动脉内不会显示彩色多普勒信号。除彩色多普勒成像外，可通过轻微下压探头来区分腹主动脉与下腔静脉和门静脉。下腔静脉和门静脉可被压缩，而主动脉则保持通畅。
  3. 裁剪超声图像以提高帧率。
  4. 调整焦点深度至腹主动脉的后壁。
  5. 将探头向尾侧移动，以观察腹腔干和肠系膜上动脉的分支点。
  6. 定位右肾动脉，并将其作为解剖标志。
    注意：由于腹主动脉瘤可能导致主动脉扭曲，需调整探头角度，使腹主动脉成像时呈垂直切面。作为内部对照，应采集一幅右肾动脉分支点的图像。
  7. 采集腹主动脉最大扩张区域的兴趣区动态图像序列（图3D,E）。
    注意：在不同动物模型中，主动脉瘤的定位存在差异。在血管紧张素II诱导的小鼠模型中，主动脉扩张主要发生在肾上腹主动脉；而在小鼠中，CaCl2或弹性蛋白酶则主要诱导肾下腹主动脉形成主动脉瘤。

5. 扫描后小鼠护理与清理

  1. 擦除超声耦合剂，用温水冲洗胸部或腹部，并轻轻将小鼠擦干。
  2. 将小鼠放回放置在加热垫上的笼子中。
  3. 关闭异氟烷蒸发器和氧气2 储液罐。如果异氟烷液位较低，请及时补充。
  4. 使用柔软的布和异丙醇或戊二醛擦拭布清洁超声设备、探头和平台。
  5. 下载扫描期间收集的所有文件。
  6. 关闭超声设备。
  7. 将小鼠从麻醉中恢复后送回动物饲养室。

6. 分析

  1. 胸主动脉图像分析
    1. 启动分析软件并打开超声数据。分析软件（Vevo LAB 3.0.0）的示例图像见补充图1。
    2. 从动态循环图像中选择一幅主动脉超声图像进行测量（图4A,C,E,G 和 Supplemental Figure 1）。
      注意：本方案通常可在一段动态循环图像中检测到六至七次心跳。由于主动脉直径在收缩期和舒张期存在差异（图4A-G），因此需在心动周期的相同相位进行测量。收缩期定义为从R波至T波结束。通常情况下，小鼠心电图中的T波难以识别，因此应在生理收缩期进行主动脉直径测量，该时相通过目视判断确定（图4I）。主动脉扩张达到最大的心动周期时相应为收缩中期。舒张末期则可在心电图R波处明确定义（图4I）。就区分心动周期而言，舒张末期的主动脉测量比收缩中期更为简便。
    3. 在主动脉管腔中心绘制一条直线。该中心线将用于确保测量线与主动脉垂直（图4B,D 和 Supplemental Figure 1）。
    4. 通过中心线，在主动脉窦部和升主动脉最大扩张处的管腔内缘至内缘之间绘制垂直线（图4B,D 和 Supplemental Figure 1）。
    5. 至少在三个不同的心跳周期中测量主动脉直径，并计算测量值的平均值。
      注意：Vevo2100系统使用Vevo LAB分析软件进行主动脉尺寸测量。各按钮的简要说明如下：测量模式（Supplemental Figure 1A）：必须选择此模式以进行主动脉测量。动态循环滑块（Supplemental Figure 1B）：使用该滑块选择超声帧。轨迹距离（Supplemental Figure 1C）：使用此功能绘制中心线。线性距离（Supplemental Figure 1D）：使用此功能测量主动脉尺寸。
  2. 腹主动脉图像分析
    1. 启动分析软件并打开超声数据。
    2. 从动态循环图像中选择一幅主动脉图像进行分析（图4E,G）。
      注意：与胸主动脉测量类似，心动周期可能影响腹主动脉的直径和面积。测量应在心动周期的固定相位进行。
    3. 在管腔最大直径处，从血管管腔内缘至内缘绘制一条直线（图4F,H）。
    4. 沿主动脉管腔内缘描记轮廓以获取管腔面积（图4F,H）。
    5. 至少在三个不同的心跳周期中获取主动脉测量数据，并计算数据的平均值。

结果

非动脉瘤性的近端胸主动脉和腹主动脉的代表性超声图像分别如图3A和图3C所示。升主动脉位于肺动脉旁，在弓部区域形成一个具有三个分支的弯曲管状结构：无名动脉、左颈总动脉和左锁骨下动脉（图3A）。腹主动脉位于下腔静脉背侧（图3D）。与图3A和图3D中正常直径相比，胸主动脉和腹主动脉动脉瘤伴有显著扩张的代表性图像分别如图3B和图3H所示。所有超声图像均在舒张末期采集。

在收缩中期和舒张末期采集了具有代表性的胸主动脉和腹主动脉超声图像（图4A,C,E,G）。显示测量方法的代表性图像见于图4B,D,F,H。升主动脉中心的绿色线用于标准化主动脉窦和升主动脉直径的测量（图4B,D）。在主动脉窦处（黄色线）和最大升主动脉直径处（红色线），分别作垂直于绿色线的直线，连接管腔内壁两侧边缘。胸主动脉和腹主动脉的管腔直径在收缩期与舒张期之间存在差异（图4A-H）。对于腹主动脉，测量了最大主动脉直径（红色）和管腔面积（绿色）（图4F,H）。图4I展示了监护仪心电图的代表性图像。准确测量需考虑心动周期，其中舒张末期和收缩末期分别以白色虚线和粉红色实线标示。

为验证本方案的准确性和可重复性，我们开展了一项预实验研究。代表性胸主动脉超声图像及离体图像如图5A所示。升主动脉直径在两组图像中的测量值无明显差异（超声：1.67 mm vs. 离体：1.65 mm）。由于在离体图像中难以观察主动脉窦，因此未对主动脉窦直径进行离体测量。本方案的观察者间和观察者内可重复性如图5B,C所示。为评估潜在的变异度，由两位观察者（分别为一名经验丰富的心脏病专家和一名正在学习该技术的无经验本科生）在两个不同日期，对同一批小鼠（n = 5）独立进行超声成像。所有数据点均位于图5B,C中均值±1.96 SD范围内，表明本方案不存在显著的观察者间或观察者内变异。

麻醉输送系统示意图；装置包括挥发器、探头、凝胶加热器、诱导室。
图 1： 工作站设置。 工作站包括用于麻醉的诱导室、麻醉气体清除滤器、加热平台、超声耦合剂以及耦合剂加热器。 请点击此处查看此图的放大版本。

啮齿类动物主动脉超声扫描设置，重点展示胸段和腹段视野；超声扫描结果。
图2: 近端胸主动脉和腹主动脉成像的探头放置示例 探针放置位置用于（A右侧和（B) 胸骨旁左长轴切面显示主动脉根部、升主动脉及主动脉弓区域，以及（C腹主动脉的短轴切面。D超声系统典型的监测图像。黑色箭头指示探头上的参考标记，黄色箭头指示参考标记的一侧。 请点击此处以查看此图的放大版本。

胸主动脉和腹主动脉超声图像，右侧/左侧视图，显示动脉瘤样与非动脉瘤样差异。
图3：胸主动脉和腹主动脉的代表性超声图像。（A）非动脉瘤样和（B）动脉瘤样升主动脉，来自右胸骨旁长轴切面。（C）非动脉瘤样升主动脉，来自左胸骨旁长轴切面。（D）非动脉瘤样和（E）动脉瘤样腹主动脉。Asc Ao = 升主动脉，IA = 无名动脉，LCA = 左颈总动脉，LSA = 左锁骨下动脉，PA = 肺动脉，Sinus = 主动脉窦，IVC = 下腔静脉，Abd Ao = 腹主动脉。黄色三角形指示主动脉动脉瘤。请点击此处查看此图的放大版本。

收缩期和舒张期胸主动脉与腹主动脉的超声图像与心电图对比。
图4： 主动脉图像的测量。 胸主动脉在(A) 中收缩期和 (C) 舒张末期采集的图像。显示在中收缩期 (B) 和舒张期 (D) 测量近端胸主动脉区域主动脉直径的图像。绿色线表示升主动脉的中心。黄色线和红色线分别表示主动脉窦和升主动脉的直径。黄色和红色数字分别表示主动脉窦和升主动脉的实际直径。腹主动脉在 (E) 中收缩期和 (G) 舒张末期采集的图像。显示在中收缩期 (F) 和舒张末期 (H) 测量肾上腹主动脉的图像。红线和绿线分别表示腹主动脉的直径和管腔面积。红色和绿色数字分别表示腹主动脉的实际直径和面积。(I) 图像采集期间记录的监护仪心电图（ECG）。绿色线和黄色线分别表示心电图和呼吸周期。白色虚线表示舒张末期，紫色线表示收缩期。P = P波，R = R波。 请点击此处查看该图的放大版本。

超声与离体主动脉测量，Bland-Altman图分析变异性；主动脉研究。
图5： 超声成像的准确性与可重复性。（A）C57BL/6J雄性小鼠（10-12周龄）胸主动脉超声图像与离体图像的代表性示例。Bland-Altman图显示本方案的（B）观察者间与（C）观察者内变异性。Asc Ao = 升主动脉，IA = 无名动脉，LCA = 左颈总动脉，LSA = 左锁骨下动脉，PA = 肺动脉，Sinus = 主动脉窦。绿色线表示升主动脉的中心。黄色和红色线分别表示主动脉窦和升主动脉的直径。红色数字表示在超声和离体图像中测得的升主动脉实际直径。黑色虚线表示均值及均值±1.96标准差（SD）。请点击此处查看该图的放大版本。

超声B模式图像；心脏测量；窦部、主动脉长度；超声心动图分析。
补充图1：超声分析软件示例图像。 超声数据的分析必须在（A）测量模式下进行。从动态循环图像中选择一幅主动脉超声图像用于分析，选择方式为使用（B）动态循环图像的滑块。中心线通过（C）轨迹距离功能绘制。主动脉尺寸通过（D）线性距离功能进行测量。请点击此处查看该图的放大版本。

讨论

本方案提供了使用高频超声系统对小鼠胸主动脉和腹主动脉进行图像采集的技术指南。超声主动脉成像可能受到多种混杂因素的影响，例如探头位置和心动周期，这些因素可能影响主动脉测量值的准确性，尤其是在近端胸主动脉区域。本方案详细描述了图像采集、测量及数据分析的具体操作步骤和策略，以实现对主动脉尺寸的精确测量。

在成像近端胸主动脉时，探头放置有多种方法。本方案中采用图2A所示的右胸骨旁长轴切面进行超声成像。该切面有助于获取从主动脉窦至主动脉弓段的高质量图像。但由于超声波受到干扰，此切面不适用于降主动脉的成像。本方案适用于大多数胸主动脉瘤小鼠模型，因为这些模型的管腔扩张主要发生在主动脉根部至升主动脉段。这包括通过持续输注血管紧张素II诱导的小鼠升主动脉瘤模型18,19,20,21,22,23。马凡综合征小鼠模型（fibrillin 1C1041G/+ 和 fibrillin 1mgR/mgR 小鼠）表现出主动脉根部和升主动脉的扩张23,24,25。Loeys-Dietz综合征小鼠模型（在平滑肌细胞中出生后删除TGF-β受体1或2）也会在主动脉根部和升主动脉形成动脉瘤18,26,27,28。因此，右胸骨旁长轴切面适用于这些胸主动脉瘤小鼠模型的主动脉成像。另一方面，右胸骨旁短轴切面可能以对角方向获取主动脉图像，而动脉瘤常伴随主动脉扭曲，可能导致直径测量值被高估。与胸主动脉不同，本方案中采用短轴切面成像腹主动脉。由于腹主动脉的弯曲度和扭曲程度较胸主动脉轻微，采用短轴切面成像可减少主动脉直径的低估。需要注意的是，不同的探头位置会提供不同的观察角度，而主动脉直径在不同视角下可能有所不同。因此，在同一项研究中对所有图像使用相同的探头位置，有助于提高主动脉直径测量的可靠性。有趣的是，近年来已有报道实现心脏和主动脉的三维（3D）超声成像29,30,31,32。此外，当前的超声系统能够随时间获取三维图像，形成四维图像33。因此，这些3D成像技术有望更精确地显示主动脉结构，从而解决探头定位带来的问题。

超声图像可以通过二维亮度模式（B模式）或一维运动模式（M模式）进行采集。尽管一些文献曾使用M模式测量主动脉直径，但B模式更为理想15,34,35,36。M模式具备二维成像能力，可提高时间和空间分辨率。然而，该模式依赖于一个假设，即主动脉是一个同心圆柱体，并且超声波垂直于其长轴进行成像。这一假设在动脉瘤状态下可能不成立，而升主动脉的曲率使得该假设即使在非动脉瘤状态下也难以满足。此外，主动脉在整个心动周期中并非保持固定位置37。因此，M模式可能导致测量误差，包括过高或过低估计。

还需要注意的是，心动周期会影响主动脉的管腔直径。正如预期的那样，收缩期的主动脉直径大于舒张期（图4A-H），这与主动脉壁的弹性和应变有关。主动脉壁的弹性和应变可以通过收缩期与舒张期主动脉直径的差异来计算。与正常主动脉相比，动脉瘤性主动脉的弹性和应变均降低31,34,35,38,39,40。主动脉僵硬度无法通过超声直接测量。脉搏波传导速度（PWV）可作为评估其僵硬度的替代指标，据报道在动脉瘤性主动脉中PWV升高31,35,41,42。PWV通过两个动脉部位之间的脉搏波多普勒图像及其对应的距离，结合脉搏波传导时间来计算。在比较主动脉直径时，与临床检查不同，目前在小鼠主动脉测量中尚无关于心动时相的严格标准化标准。因此，尚不明确哪个心动时相最适合用于主动脉测量。然而，为了确保测量结果的可靠性和可重复性，应在定义明确的心动周期时相中测量主动脉直径。

本方案提供了用于主动脉成像和数据分析的详细操作步骤，以准确测量主动脉的尺寸。采用本方案进行的主动脉测量结果与实际离体主动脉直径具有良好的一致性（图5A）。我们还验证了观察者间和观察者内重复性的一致性（图5B,C）。本方案中的所有步骤，特别是探头位置和心动周期的选择，对于获得准确测量结果均至关重要。然而，即使采用正确的操作流程，超声成像过程中仍不可避免地会出现伪影。肋骨和肺部的位置，以及呼吸运动和心脏搏动，均可能影响胸主动脉的图像质量。肠道气体也可能导致腹部成像时出现伪影。因此，建议在使用本方案时，若主动脉图像质量较差，应预先设定排除标准。

随着高分辨率超声系统的出现，可以对小鼠的主动脉结构进行连续和常规的精细检查，从而极大地促进了对主动脉瘤的理解。按照上述方案进行的超声成像，是一种可靠且可重复的无创方法，用于定量评估小鼠的主动脉瘤。

披露

作者无任何披露事项。

致谢

作者的研究工作由美国国立卫生研究院国家心肺血液研究所资助，资助编号为 R01HL133723 和 R01HL139748，以及美国心脏协会血管疾病专项研究基金（18SFRN33960001）。H.S. 获美国心脏协会博士后奖学金（18POST33990468）支持。J.C. 获国家转化科学促进中心 UL1TR001998 项目支持。本手稿内容仅由作者负责，不一定代表美国国立卫生研究院的官方观点。

材料

本文使用的材料清单
姓名公司目录编号评论
试剂名称
Isothesia (Isoflurane)Henry SchinNDC11695-6776-2麻醉剂
Omnicon F/Air 麻醉气体过滤罐A.M. Bickford Inc.80120麻醉气体清除系统
Puralube Vet 眼膏DechraNDC17033-211-38润滑性眼药水
Aquasonic Parker Laboratories01-08超声耦合凝胶
NairNair脱毛霜
Transeptic 探头清洁液Parker Laboratories341-09-25探头清洗喷雾
设备名称
Vevo 2100VisualSonicsVevo 2100超声成像仪
Vevo LAB 3.0.0VisualSonicsVevo LAB 3.0.0超声分析软件
MS-550DVisualSonicsMS-550D超声探头
EX3 蒸发器Patterson VeterinaryEX 3模拟麻醉蒸发器
加热垫SunbeamE12107加热垫

参考文献

  1. Hiratzka, L. F., et al. 2010 ACCF/AHA/AATS/ACR/ASA/SCA/SCAI/SIR/STS/SVM guidelines for the diagnosis and management of patients with Thoracic Aortic Disease: a report of the American College of Cardiology Foundation/American Heart Association Task Force on Practice Guidelines, American Association for Thoracic Surgery, American College of Radiology, American Stroke Association, Society of Cardiovascular Anesthesiologists, Society for Cardiovascular Angiography and Interventions, Society of Interventional Radiology, Society of Thoracic Surgeons, and Society for Vascular Medicine. Circulation. 121 (13), 266-369 (2010).
  2. Robinet, P., et al. Consideration of Sex Differences in Design and Reporting of Experimental Arterial Pathology Studies-Statement From ATVB Council. Arteriosclerosis, Thrombosis, and Vascular Biology. 38 (2), 292-303 (2018).
  3. Wanhainen, A., Mani, K., Golledge, J. Surrogate Markers of Abdominal Aortic Aneurysm Progression. Arteriosclerosis, Thrombosis, and Vascular Biology. 36 (2), 236-244 (2016).
  4. Lu, H., Daugherty, A. Aortic Aneurysms. Arteriosclerosis, Thrombosis, and Vascular Biology. 37 (6), 59-65 (2017).
  5. Angelov, S. N., Zhu, J., Dichek, D. A. New Mouse Model of Abdominal Aortic Aneurysm: Put Out to Expand. Arteriosclerosis, Thrombosis, and Vascular Biology. 37 (11), 1990-1993 (2017).
  6. Daugherty, A., Manning, M. W., Cassis, L. A. Angiotensin II promotes atherosclerotic lesions and aneurysms in apolipoprotein E-deficient mice. The Journal of Clinical Investigation. 105 (11), 1605-1612 (2000).
  7. Kanematsu, Y., et al. Pharmacologically induced thoracic and abdominal aortic aneurysms in mice. Hypertension. 55 (5), 1267-1274 (2010).
  8. Longo, G. M., et al. Matrix metalloproteinases 2 and 9 work in concert to produce aortic aneurysms. The Journal of Clinical Investigation. 110 (5), 625-632 (2002).
  9. Pyo, R., et al. Targeted gene disruption of matrix metalloproteinase-9 (gelatinase B) suppresses development of experimental abdominal aortic aneurysms. The Journal of Clinical Investigation. 105 (11), 1641-1649 (2000).
  10. Raffort, J., et al. Monocytes and macrophages in abdominal aortic aneurysm. Nature Reviews Cardiology. 14 (8), 457-471 (2017).
  11. Senemaud, J., et al. Translational Relevance and Recent Advances of Animal Models of Abdominal Aortic Aneurysm. Arteriosclerosis, Thrombosis, and Vascular Biology. 37 (3), 401-410 (2017).
  12. Wilson, N. K., Gould, R. A., Gallo MacFarlane, E., Consortium, M. L. Pathophysiology of aortic aneurysm: insights from human genetics and mouse models. Pharmacogenomics. 17 (18), 2071-2080 (2016).
  13. Adam, M., et al. Systemic Upregulation of IL-10 (Interleukin-10) Using a Nonimmunogenic Vector Reduces Growth and Rate of Dissecting Abdominal Aortic Aneurysm. Arteriosclerosis, Thrombosis, and Vascular Biology. 38 (8), 1796-1805 (2018).
  14. Barisione, C., et al. Rapid dilation of the abdominal aorta during infusion of angiotensin II detected by noninvasive high-frequency ultrasonography. Journal of Vascular Surgery. 44 (2), 372-376 (2006).
  15. Trachet, B., et al. Ascending Aortic Aneurysm in Angiotensin II-Infused Mice: Formation, Progression, and the Role of Focal Dissections. Arteriosclerosis, Thrombosis, and Vascular Biology. 36 (4), 673-681 (2016).
  16. Sawada, H., et al. Heterogeneity of aortic smooth muscle cells: A determinant for regional characteristics of thoracic aortic aneurysms. Journal of Translational Internal Medicine. 6 (3), 93-96 (2018).
  17. Davis, F. M., et al. Smooth muscle cell deletion of low-density lipoprotein receptor-related protein 1 augments angiotensin II-induced superior mesenteric arterial and ascending aortic aneurysms. Arteriosclerosis, Thrombosis, and Vascular Biology. 35 (1), 155-162 (2015).
  18. Angelov, S. N., et al. TGF-beta (Transforming Growth Factor-beta) Signaling Protects the Thoracic and Abdominal Aorta From Angiotensin II-Induced Pathology by Distinct Mechanisms. Arteriosclerosis, Thrombosis, and Vascular Biology. 37 (11), 2102-2113 (2017).
  19. Daugherty, A., et al. Angiotensin II infusion promotes ascending aortic aneurysms: attenuation by CCR2 deficiency in apoE-/- mice. Clinical Science. 118 (11), 681-689 (2010).
  20. Fava, M., et al. Role of ADAMTS-5 in Aortic Dilatation and Extracellular Matrix Remodeling. Arteriosclerosis, Thrombosis, and Vascular Biology. 38 (7), 1537-1548 (2018).
  21. Rateri, D. L., et al. Angiotensin II induces region-specific medial disruption during evolution of ascending aortic aneurysms. The American Journal of Pathology. 184 (9), 2586-2595 (2014).
  22. Huang, X., et al. MicroRNA-21 Knockout Exacerbates Angiotensin II-Induced Thoracic Aortic Aneurysm and Dissection in Mice With Abnormal Transforming Growth Factor-beta-SMAD3 Signaling. Arteriosclerosis, Thrombosis, and Vascular Biology. 38 (5), 1086-1101 (2018).
  23. Galatioto, J., et al. Cell Type-Specific Contributions of the Angiotensin II Type 1a Receptor to Aorta Homeostasis and Aneurysmal Disease-Brief Report. Arteriosclerosis, Thrombosis, and Vascular Biology. 38 (3), 588-591 (2018).
  24. Habashi, J. P., et al. Losartan, an AT1 antagonist, prevents aortic aneurysm in a mouse model of Marfan syndrome. Science. 312 (5770), 117-121 (2006).
  25. Hibender, S., et al. Resveratrol Inhibits Aortic Root Dilatation in the Fbn1C1039G/+ Marfan Mouse Model. Arteriosclerosis, Thrombosis, and Vascular Biology. 36 (8), 1618-1626 (2016).
  26. Hu, J. H., et al. Postnatal Deletion of the Type II Transforming Growth Factor-beta Receptor in Smooth Muscle Cells Causes Severe Aortopathy in Mice. Arteriosclerosis, Thrombosis, and Vascular Biology. 35 (12), 2647-2656 (2015).
  27. Li, W., et al. Tgfbr2 disruption in postnatal smooth muscle impairs aortic wall homeostasis. The Journal of Clinical Investigation. 124 (2), 755-767 (2014).
  28. Yang, P., et al. Smooth muscle cell-specific Tgfbr1 deficiency promotes aortic aneurysm formation by stimulating multiple signaling events. Scientific Reports. 6, 35444(2016).
  29. Dawson, D., et al. Quantitative 3-dimensional echocardiography for accurate and rapid cardiac phenotype characterization in mice. Circulation. 110 (12), 1632-1637 (2004).
  30. Grune, J., et al. Evaluation of a commercial multi-dimensional echocardiography technique for ventricular volumetry in small animals. Cardiovascular Ultrasound. 16 (1), 10(2018).
  31. Phillips, E. H., Di Achille, P., Bersi, M. R., Humphrey, J. D., Goergen, C. J. Multi-Modality Imaging Enables Detailed Hemodynamic Simulations in Dissecting Aneurysms in Mice. IEEE Transactions on Medical Imaging. 36 (6), 1297-1305 (2017).
  32. Soepriatna, A. H., Damen, F. W., Vlachos, P. P., Goergen, C. J. Cardiac and respiratory-gated volumetric murine ultrasound. The International Journal of Cardiovascular Imaging. 34 (5), 713-724 (2018).
  33. Vevo3100 - the ultimate preclinical imaging experience. FUJIFILM VisualSonic Inc. , Available from: https://www.visualsonics.com/product/imaging-systems/vevo-3100 (2018).
  34. Shen, M., et al. Divergent roles of matrix metalloproteinase 2 in pathogenesis of thoracic aortic aneurysm. Arteriosclerosis, Thrombosis, and Vascular Biology. 35 (4), 888-898 (2015).
  35. Trachet, B., et al. Performance comparison of ultrasound-based methods to assess aortic diameter and stiffness in normal and aneurysmal mice. PLoS One. 10 (5), 0129007(2015).
  36. Wang, Y., et al. TGF-beta activity protects against inflammatory aortic aneurysm progression and complications in angiotensin II-infused mice. The Journal of Clinical Investigation. 120 (2), 422-432 (2010).
  37. Goergen, C. J., et al. In vivo quantification of murine aortic cyclic strain, motion, and curvature: implications for abdominal aortic aneurysm growth. Journal of Magnetic Resonance Imaging. 32 (4), 847-858 (2010).
  38. Ben-Zvi, D., et al. Local Application of Leptin Antagonist Attenuates Angiotensin II-Induced Ascending Aortic Aneurysm and Cardiac Remodeling. Journal of the American Heart Association. 5 (5), (2016).
  39. Goergen, C. J., et al. Influences of aortic motion and curvature on vessel expansion in murine experimental aneurysms. Arteriosclerosis, Thrombosis, and Vascular Biology. 31 (2), 270-279 (2011).
  40. Phillips, E. H., et al. Morphological and Biomechanical Differences in the Elastase and AngII apoE(-/-) Rodent Models of Abdominal Aortic Aneurysms. BioMed Research International. 2015, 413189(2015).
  41. Di Lascio, N., Kusmic, C., Stea, F., Faita, F. Ultrasound-based Pulse Wave Velocity Evaluation in Mice. Journal of Visualized Experiments. (120), e54362(2017).
  42. Lee, L., et al. Aortic and Cardiac Structure and Function Using High-Resolution Echocardiography and Optical Coherence Tomography in a Mouse Model of Marfan Syndrome. PLoS One. 11 (11), 0164778(2016).

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