方法文章

亚细胞分辨率下利用各向同性光片显微镜与自动化细胞谱系分析记录秀丽隐杆线虫胚胎发育

DOI：

10.3791/59533

⸱

2019年6月6日

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Neuroscience and Department of Cell Biology, Yale University School of Medicine, 2Developmental Biology Program, Sloan Kettering Institute, 3Department of Genetics and Genome Sciences and Center for Cell Analysis and Modeling, University of Connecticut Health Center, 4Section on High Resolution Optical Imaging, National Institute of Biomedical Imaging and Bioengineering, National Institutes of Health, 5WormGUIDES.org, 6Instituto de Neurobiología, Recinto de Ciencias Médicas, Universidad de Puerto Rico

本文内容

摘要

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

本文介绍了一种组合方法，结合高分辨率显微镜、计算工具以及活体秀丽线虫（C. elegans）胚胎中的单细胞标记，用于研究神经发育过程中单个细胞的动态行为。

摘要

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Caenorhabditis elegans（C. elegans）是唯一一种能够在体内以单细胞分辨率观察整个神经系统细胞起源的生物。本文介绍了一种用于研究C. elegans 胚胎神经发育的整合性实验方案。该方案结合了活体胚胎发育过程中单个细胞的成像、细胞谱系追踪和神经解剖学标记技术。我们采用双视角倒置选择性平面照明显微镜（diSPIM），实现了对活体C. elegans胚胎的长期四维（4D）成像，并获得了接近各向同性的空间分辨率。通过该方法，对线虫胚胎中的细胞核及神经结构进行成像并各向同性融合，最终获得在三个维度上分辨率均约为330 nm的图像。这些以分钟为时间间隔采集的高分辨率4D数据集可用于在单细胞和亚细胞水平上，将明确的细胞谱系身份与基因表达及形态动态变化相关联。本方案设计为模块化操作，便于分步实施，可有效促进胚胎发生、基因表达或神经发育等相关研究。

引言

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C. elegans 是唯一一种能够在整个神经发育过程中持续观察胚胎中每个细胞的生物体。由于其完整的细胞谱系已被完全阐明且具有不变性1，加之新型工具的开发使得胚胎中单个细胞的标记和连续成像成为可能，生物学家如今能够从多个角度全面研究线虫 nervous system 发育的各个阶段——包括细胞的产生、迁移与分化、神经突的形成、定向生长及束化、突触的形成，以及功能神经回路的精细调节。通过结合稳定表达的报告基因与荧光显微镜技术，对 C. elegans 胚胎中神经元轴突发育动态进行活体成像，对科学界具有重要价值。

发育研究 秀丽隐杆线虫 常利用该物种恒定的细胞谱系和细胞命运图谱，以增强对完整生物体中单细胞水平的背景理解1自动谱系分析——使用 StarryNite2,3,4 和 AceTree5,6,7,8 软件——得益于荧光标记细胞核的高对比度、高分辨率图像。为了实现最佳性能，StarryNite/AceTree 还依赖于在发育过程中成像胚胎具有可预测且受限制的空间取向。共聚焦显微镜在 C. elegans 将胚胎压缩在两张盖玻片之间，十多年来一直是标准的自动谱系追踪显微技术，因其既能提供高对比度和高分辨率，又能使胚胎保持可预测的受限方向7,8我们先前描述了一种基于光片的双视角倒置选择性平面照明显微镜（diSPIM）的构建与使用，用于活体样本成像，例如 秀丽隐杆线虫 胚胎发生9,10,11,12,13光片显微镜通常可对活体三维样本实现低光毒性、高速度和长期成像14,15双视点平面光显微成像（diSPIM）技术能够生成具有近似各向同性空间分辨率（约330 nm）的四维（4D）图像9.

与共聚焦显微镜相比，diSPIM 具有更高的信噪比和成像速度、更接近各向同性的空间分辨率，并且更适合长期观察 体内 成像16因此，我们尝试将diSPIM数据进行适配，以输入至StarryNite/AceTree中，并探究该方法是否能够提升谱系分析的效果。一个主要难点在于，diSPIM样本无法通过卵壳压缩的方式轻易固定，从而难以获得StarryNite/AceTree所期望的标准方向。分析体积中细胞位置的随机取向会降低自动谱系追踪分析的准确性。

因此，我们采用了 CytoSHOW，这是一种由用户引导的界面，允许用户在对双平面光片显微镜（diSPIM）图像进行预处理时，选择胚胎精确的三维方向，从而生成既经过质量优化又具有上下文感知能力的图像数据，供 StarryNite/AceTree 使用。在用户选定成像胚胎后，CytoSHOW 将协调启动一个自动化的数据处理流程。经过裁剪和背景扣除的胚胎图像将按每个位置、时间点和视角分别保存为 TIFF 堆栈文件。随后，CytoSHOW 迭代调用 SpimFusion 程序，利用 Richardson-Lucy17,18 算法对两个预处理后的视角图像进行共配准和联合去卷积，生成各向同性的高分辨率体数据图像。我们已针对 diSPIM 数据优化了一组 StarryNite 参数，以控制其在各向同性融合图像上的图像分割和细胞核追踪行为。融合后的图像和谱系追踪结果随后可在 AceTree 中进行编辑，用户可识别并修正 StarryNite 自动生成谱系轨迹中的任何错误。AceTree 还可展示追踪到的胚胎内细胞核的谱系树以及三维建模渲染图。我们发现，与任一 SPIM 相机获取的原始图像相比，使用各向同性融合图像可显著提高自动谱系追踪的速度和准确性。本方案虽针对文中所述的 C. elegans 应用进行了优化，但也可广泛适用于其他物种或样本的 diSPIM 数据自动谱系分析。若计划将本方案用于此类用途，请注意可能需要根据新样本进一步调整 StarryNite 的参数，具体方法见文献3,4。

成功实施本方案可获得具有四维各向同性分辨率的图像，使生物学家能够在追踪细胞谱系的同时，识别并分析发育中秀丽隐杆线虫（C. elegans）胚胎中的神经元。此外，通过整合多种后期处理算法——其中硬件加速是耗时最长的步骤——我们现在能够几乎实时地分析活体胚胎中的精细亚细胞结构以及细胞谱系和细胞命运。这一新方案使得在体内对分化和形态发生过程进行探究性研究时，能够精确且有针对性地操控和观察细胞行为。在本文中，我们详细阐述了为改进发育中秀丽隐杆线虫（C. elegans）胚胎的谱系追踪与细胞跟踪所开发的优化方案，以促进胚胎发育、基因表达或神经发育相关研究的深入进行。

方案

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1. 使用聚-L-赖氨酸包被的盖玻片组装双平面照明显微镜（diSPIM）钢制成像室

注意：以下步骤均为通过 StarryNite/AceTree 优化并自动化线虫胚胎谱系分析所必需。对于无需追踪C. elegans细胞谱系的实验，若干选项（已特别注明）可省略。

  1. 用记号笔（或类似笔具）在洁净的矩形盖玻片（1.5号，24 mm × 50 mm）中央画一个小型矩形（2 mm × 5 mm）。
  2. 将盖玻片翻转至未标记的一面，在所标记的矩形区域上滴加10 μL多聚-L-赖氨酸（货号：P1524）。
    注意：用过滤水（或等效溶液）配制1 mg/mL的多聚-L-赖氨酸工作液。如需长期保存，可分装成5–10 mL等份，于−20 °C保存。解冻后，等份溶液可在室温（23 °C）下保存3–4周。
  3. 让多聚-L-赖氨酸在盖玻片上孵育5分钟（图1A）。多聚-L-赖氨酸用于包被玻璃盖玻片，以便固定胚胎，使胚胎卵壳牢固粘附于盖玻片上，即使在物镜浸入成像介质时也不会脱落。
  4. 将包被好多聚-L-赖氨酸的盖玻片放入钢制成像室的下半部分。
  5. 将钢制成像室的上半部分盖在带有盖玻片的下半部分上，并用配套的四个螺丝拧紧。从侧面目视检查，确保上半部分均匀地安装在下半部分上（图1B）。
  6. 向成像室内加入7–8 mL M9缓冲液19，该缓冲液为等渗溶液，有助于防止早期胚胎因异常渗透压而受损。单细胞期甚至双细胞期胚胎对渗透压敏感，若未置于该等渗缓冲液中，可能发育异常。若以水替代M9缓冲液，胚胎通常会在三倍体阶段停止发育。

2. 准备秀丽隐杆线虫（C. elegans）胚胎样品以进行封片

注意：成像前约18小时，将五只年轻成虫（最后一次蜕皮后1天）和十只四龄幼虫（L4） 秀丽隐杆线虫 接种于线虫生长培养基（NGM）琼脂平板上的 E. coli 菌株OP50。使用铂金丝挑取幼虫和年轻成虫 秀丽隐杆线虫 不会对动物造成伤害19.

  1. 在 M9 缓冲液中配制 1% 甲基纤维素（货号 H7509-25G）溶液。
    注意：甲基纤维素必须在温热的 M9 缓冲液中搅拌至完全溶解。配制完成后，该溶液可在室温下保存。
  2. 将 500 µL 的 1% 甲基纤维素-M9 溶液加入凹面载玻片的凹槽中。此黏性缓冲液将用于两个步骤：1）通过解剖成虫线虫收集早期胚胎；2）清洗直接从 NGM 平板上挑取的晚期胚胎。
    注意：使用甲基纤维素可防止胚胎黏附在显微镜载玻片上。
  3. 为观察晚期胚胎，使用睫毛挑针从 NGM 平板（最好选择存在年轻成虫的平板）上挑取已产出的 C. elegans 胚胎，并将胚胎转移至凹面载玻片上的 1% 甲基纤维素中。睫毛挑针有助于减小操作力度，从而在处理过程中最大限度减少对胚胎的应力或损伤。睫毛挑针的制备方法详见 Hart20。
  4. 用另一根睫毛挑针（持于另一只手）轻轻敲击两根睫毛，使胚胎在甲基纤维素中悬浮均匀。
  5. 可选步骤：若计划使用 StarryNite 进行胚胎细胞谱系追踪，则需固定处于 1 细胞至 4 细胞阶段的胚胎。操作时，首先从 NGM 平板上挑选年轻成虫，使用铂金丝挑针将其转移至凹面载玻片上的 M9-甲基纤维素溶液中。
  6. 可选步骤：使用注射针头（18G × 1½）的锋利尖端，在虫体中部进行横向切割，以释放出 1 细胞至 4 细胞阶段的胚胎。

3. 口吸管：将移液管与微毛细移液管组装成吸管装置

注意：我们使用一种吸管装置，将手工拉制的微毛细移液管插入该装置的橡胶垫圈中。这使我们能够将胚胎从解剖载片转移到充满缓冲液的成像室中经多聚-L-赖氨酸包被的表面。

  1. 用手将微毛细移液管在明火上拉制，形成两个带有拉长尖端的半段。
  2. 取其中一半微毛细移液管，将钝端插入吸管器的橡胶垫圈中（图1C）。另一半微毛细移液管暂且保留，以备后续使用（如有需要）。
  3. 将装配好微毛细移液管的吸管器，轻轻敲断其尖端，形成一个可容纳约1–2个胚胎的开口（此后该工具称为“口吸移液管"）。

4. 将秀丽隐杆线虫（C. elegans）胚胎接种到聚-L-赖氨酸包被的盖玻片上

  1. 将移液器吸头轻轻含在牙齿之间，先用微毛细移液管吸入 10–15 µL M9 缓冲液，然后轻轻将凹面载玻片上的多个胚胎吸入毛细管中。
  2. 将胚胎转移至盛有 M9 缓冲液的钢制成像室中，调整毛细管管尖位置，使胚胎落入盖玻片的中央矩形区域。
  3. 避免损伤胚胎，使用睫毛挑取工具轻轻移动胚胎，或用口控移液管将胚胎调整为垂直方向，使胚胎的长轴与盖玻片的长轴垂直（图 1B 插图，底图）。
    注意：以这种方向定位胚胎可减少成像所需的切片数量，从而降低光照剂量和数据处理时间，同时提高采集速度。
  4. 将钢制成像室放入显微镜载物台的样品架中（图 1D）。

5. 使用双平面照明显微镜进行胚胎成像的组装、软件设置与激光优化

  1. 参见 Kumar 等人10,11 的文献以及 http://www.dispim.org 网站，了解如何使用市售部件逐步组装完整的光纤耦合双平面照明显微镜（diSPIM）。在 ASI 官网（http://www.asiimaging.com）上也可获取组装 diSPIM 的视频操作指南。
    注意：本实验方案所用仪器的配置与 Kumar 等人10,11 报道的 diSPIM 完全相同，均采用 40 倍、0.8 数值孔径（NA）的水浸物镜进行成像。本方案与 Kumar 等人10,11 的唯一区别是在两个 diSPIM 成像臂上安装的成像分光装置（型号 A12801-01）内部增加了一个二向色镜（分光波长 560 nm）以及红色和绿色带通滤光片。添加图像分光光学元件后，可将分别由 561 nm 和 488 nm 激光激发的两种不同荧光染料的发射光分离至同一相机芯片的两个半区，从而实现双色荧光图像的同时采集。
  2. 仪器组装完成后，在成像前检查 diSPIM 的光学对准情况。
    注意：有关 diSPIM 的正确对准方法，请参见 https://youtu.be/qnOrg30NNuE；有关硬件信息，请访问 http://dispim.org/hardware/objectives 和 http://www.asiimaging.com。
  3. 使用开源平台 Micro-Manager（https://micro-manager.org/）21，该平台已针对高通量细胞成像的光片显微镜操作进行了优化22。我们推荐使用 ASI diSPIM 插件进行多位置采集，该插件可同时对多达 30 个胚胎进行成像，具体方法已有描述23。
  4. 打开 Micro-Manager 后，将 488 nm 激光的强度设置为约 179 µW（0.5），561 nm 激光的强度设置为约 79 µW（0.25）（图 2A，红色矩形框）。
    注意：这些参数是针对以 1 分钟为间隔进行的 C. elegans 胚胎长期成像所推荐的设置。在长时间双色成像过程中，使用 561 nm 激光对细胞核（mCherry::Histone）进行成像直至胚胎发育至豆状期，随后开启 488 nm 激光以同时对 GFP 标记的神经元进行成像。这些成像条件经过优化，可在最小化光毒性的同时确保胚胎存活并正常孵化，从而支持长达 12–14 小时的连续神经发育和细胞谱系数据采集。
  5. 在 Micro-Manager 中，选择菜单 插件 > 设备控制 > ASI diSPIM，以打开 ASI diSPIM 窗口（图 2B）。选择 采集 选项卡。在该选项卡的 数据保存设置 区域（绿色矩形）、体积设置 区域（蓝色方框）和 切片设置 区域（橙色方框）中，确保各参数设置如 图 2B 所示。
    注意：我们的图像分析软件 CytoSHOW 可适配其他可选的输出数据格式，例如通过 Micro-Manager 内置导出功能在采集后生成的批量拼接 OME-TIFF 文件序列或 TIFF 堆栈文件序列。通常采用单时间点堆栈整合的 OME-TIFF 文件格式，因为它允许在原始数据采集完成后立即进行实时查看和图像体积处理。

6. 长时间成像的优化自动对焦参数 秀丽隐杆线虫 胚胎

  1. 设置 Micro-Manager 的自动对焦参数，以优化用于长期谱系级 diSPIM 成像的 C. elegans 胚胎成像条件。在 ASI diSPIM 窗口中，点击 自动对焦 选项卡（图 2C）。在 通用自动对焦选项 部分（黑色方框）中，精确设置如图所示的参数。请注意，在谱系追踪实验中，自动对焦通道（红色方框）应指定为核染荧光通道。
    注意：如果最大偏移量大于 5 µm，图像容易失焦漂移。
  2. 点击 插件 > 采集工具 > 图案叠加。
  3. 在 图案叠加 窗口中，点击 显示网格。
  4. 在 ASI diSPIM 窗口中，点击 导航 选项卡。
  5. 勾选路径 A 或路径 B 的 光束 和 光片 复选框，然后点击 实时成像。图像采集开始，将弹出一个 实时成像 视图窗口。通过在第 6.1 步选定的通道图像上围绕胚胎绘制一个方框，来选择用于自动对焦分析的胚胎区域。
    注意：我们通常每次成像会话对 10 个胚胎采集 420 个时间点。每次成像会话的原始数据通常为 1.7TB，而经去卷积和 StarryNite 处理后的数据为 1.4TB（见步骤 9 和 10）。我们建议使用大容量硬盘（当前系统为 18TB）进行图像采集，并使用云平台进行图像存储。
  6. 在 "采集 选项卡中点击 开始采集，以启动长期多维图像采集（图 2B）。

7. 在 CytoSHOW 中打开原始 Micro-Manager 图像

  1. 从 http://dispimlineage.wormguides.org 下载软件包。
    注意：软件包将以 .zip 文件形式下载，使用前需解压至“C:\”目录。有关安装的更多详细信息，请访问 http://dispimlineage.wormguides.org/diSPIMlineaging_InstallationInstructions.htm 。
  2. 双击文件 C:\CytoSHOWextrasForC\CytoSHOW_APP.jnlp 以启动 CytoSHOW。
  3. 选择菜单 文件 > 新建 > diSPIM 监控器 (Micro-Manager)。定位到保存采集时间点文件夹的根数据集文件夹，选择任意一个时间点文件夹，然后点击 打开。系统将自动为 SPIMA 和 SPIMB 打开多维导航窗口（称为 diSPIM 监控器 窗口）（图 3A）。
    注意：这些窗口将持续监控根数据文件夹中的新保存原始时间点图像栈（在样本仍在记录过程中）。每次获取新的时间点后，各个监控不同 SPIM 光路和样本位置的窗口将自动刷新，以显示每个胚胎的完整多通道 4D 数据集。

8. 使用 CytoSHOW 生成最大投影图像

即使在去卷积之前，原始数据也可以快速处理以评估样本的整体特征。

  1. 在图像窗口左侧面板上点击 Z-MIP 按钮（图3A，红色矩形框），以对指定位置或SPIM­臂的全深度和全时间序列进行最大强度投影。此时将弹出一个 Z-投影超堆栈 窗口。
  2. 在 Z-投影超堆栈 窗口中，将投影类型设置为 最大强度。根据用户需求，指定需要处理的通道、层面和时间点帧。
  3. 完成后点击 确定。
  4. 在文件对话窗口中选择保存 最大强度 输出结果的文件夹路径，然后点击 确定。请等待一段时间（约15–20分钟，具体时间取决于数据集大小和计算机处理能力），CytoSHOW 将生成投影图像。

9. 在各向同性高分辨率三维数据中分析细胞谱系

  1. 可选：在 CytoSHOW 中通过 diSPIM monitor 打开原始数据后，选择 多边形选择工具（图 3A，黑色箭头），并按顺序依次点击胚胎前部、后部、背部和腹部边缘的外侧，以在胚胎上方生成一个“领结"图案。对两个视图（SPIM-A 和 SPIM-B，图 3A）均执行此操作。
    注意：此选择定义了以胚胎为中心的椭圆形感兴趣区域（ROI），并记录胚胎的前后轴方向。领结图案提示 CytoSHOW 用户计划进一步精确旋转最终各向同性融合的体积图像，使其方向最有利于 StarryNite/AceTree 进行谱系分析。如果实验设计中不包含 StarryNite 谱系追踪，则可选择其他选择工具和形状来设定图像处理的 ROI。
  2. 如果使用多位置采集选项同时成像了多个胚胎，请打开所有胚胎并执行步骤 9.1。这将允许在一次会话中并行执行后续所有步骤。关闭任何不打算处理的胚胎对应的 SIMA 和 SPIMB 窗口。
  3. 点击 diSPIM monitor 窗口左侧面板上的 diSPIM 按钮（图 3A，黄色高亮部分）。这将显示专用于 diSPIM 处理的子面板控件。
  4. 对每个 SPIM 臂的绿色和红色通道进行对齐。由于使用发射通道分光器在同一相机上同时捕获独立的红色和绿色图像，因此在叠加时必须视觉上对齐这两个物理相邻图像区域的精确像素位置。通常情况下，相同的对齐参数可在多个连续成像会话中重复使用，但仍应进行检查（如步骤 9.4.1–9.4.5 所述）。
    1. 从 SPIMA 面板开始，将 CM 滚动条向左移动以选择红色通道（图 3A，橙色箭头，左侧面板）。
    2. 使用 x、y 和 z 调整器（图 3A，橙色方框）移动红色通道，使其与绿色通道对齐。
    3. 点击 diSPIM 按钮（图 3A，黄色高亮部分），关闭子面板，并触发将相同偏移量传播到所有其他 Position 窗口。
    4. 通过移动“z”滚动条（图 3A，蓝色箭头，左侧面板）和/或“t”滚动条（图 3A，绿色箭头，左侧面板）确认正确的对齐已传播到其他帧和时间点。如果执行了多位置采集并成像了多个胚胎（步骤 5.3），则对齐参数也应已传播至这些胚胎。通过检查所有胚胎 SPIMA 面板中 x、y 和 z 调整器的数值（图 3A，橙色方框，应全部相同）来确认。
    5. 对 SPIMB 的 diSPIM monitor 窗口（图 3A，右侧面板）重复执行步骤 9.4.1–9.4.4。
  5. 点击“diSPIM”按钮，然后点击“Fuse”按钮（图 3A，蓝色矩形），打开名为“Deconvolve/Fuse diSPIM Raw Data Volumes”的对话框（图 3B）。按 图 3B 所示设置参数。以下子步骤简要说明这些参数：
    1. 将 Key registration 设置为通道 1（488 nm 激光）或通道 2（561 nm 激光）。选择信号更密集或更广泛分布的通道。对于谱系追踪实验，始终选择用于成像广泛表达的核组蛋白荧光的通道。
    2. 将 input volumes relative orientation 设置为 +1 或 -1。正确的方向索引取决于特定 diSPIM 系统的相机位置（图 4）。
      注意：若不确定，可通过复制 SPIM A 和 B diSPIM monitor 窗口中的单个时间点，按照步骤 9.1–9.12 并任意选择一个 input volumes relative orientation 值进行测试。错误的方向会产生模糊且带有伪影的图像，而正确的方向会产生清晰图像。产生清晰图像的 input volumes relative orientation 值可被重复用于该 diSPIM 仪器未来的所有数据。
    3. 选择融合后的体积图像应与 A 或 B 输入体积图像方向一致（根据用户偏好）。
    4. 选择 "Fresh registration for every volume"。该选项控制 SpimFusion 如何为每个时间点的每对体积图像计算配准矩阵。“Fresh”选项允许算法在每个时间点自适应地优化配准。
    5. 将去卷积迭代次数设置为 10。该数值通常能在较短时间内可靠地获得所需高分辨率。
    6. 可选：如果希望自动谱系追踪（强烈推荐），勾选 Auto-launch StarryNite lineaging of Fused Volumes。此选项将自动启动 StarryNite，对 SpimFusion 生成的成像体积图像进行细胞分割与追踪。
    7. 可选：为获得最高精度的自动谱系追踪，最好将各向同性融合的胚胎体积图像重新定位至标准的 "ADL"（Anterior[x-西], Dorsal[y-北], Left[z-近]）方向。选择 Define volume output orientation in preview 选项以表明此选择。CytoSHOW 将处理一对初始的各向同性融合体积图像，允许用户仔细观察并指定实现 ADL 配准所需的旋转。
    8. 设置完所有参数后，点击 Yes。
  6. 指定用于保存处理后文件的 输出目录。点击 OK。
  7. 可选：如果选择了 Define volume output orientation in preview 选项，将 SPIM-A 窗口中的 t 滚动条（图 3A，绿色箭头，左侧面板）设置为 ABa 和 ABp 细胞进入有丝分裂中期的早期时间点。将 SPIM-B 窗口中的 t 滚动条设置为发育后期的“逗号”阶段。这有助于确定 ADL 方向。
  8. 可选：准备就绪后点击 OK。如果上文步骤 9.5.7 中选择了预览选项，则仅对 SPIM-A 和 SPIM-B 图像窗口中 t 滑块所指示的时间点进行两个预览体积图像的各向同性融合。这两个预览时间点可用于精确重新对齐输出胚胎体积图像至 ADL 方向，如下所述。
    1. 找到新显示的 3DProjY_Decon-Fuse_.... 窗口。将该预览窗口中的 t 滚动条移至时间点 2。移动 Z 滑块，直到显示沿胚胎长轴正下方的视图。
    2. 将 3DProjY_Decon-Fuse_.... 窗口中的 t 滚动条移回时间点 1。选择线段选择工具，从 EMS 细胞（最腹侧的圆形细胞核）穿过 AB 细胞有丝分裂板平面画一条线。
    3. 点击 3DProjY_Decon-Fuse_.... 窗口上的橙色 diSPIM Preview 按钮。对预览图像体积方向的精细调整将被保存，用于完整数据集的处理。
  9. 可选：与上述步骤 9.5 一样，“Deconvolve/Fuse diSPIM Raw Data Volumes”对话框将再次出现。点击 Yes，但不要选择Define volume output orientation in preview 选项。为完整数据处理运行指定输出文件夹。
  10. 将 diSPIM monitor 窗口中的 t 滚动条（图 3A，绿色箭头，左侧面板）设置为要处理图像序列的起始时间点（SPIMA）和结束时间点（SPIMB）。然后点击 Ok。
  11. 随着 SpimFusion 的进行，CytoSHOW 将打开并刷新一个多维窗口，显示每个胚胎的切片式四维各向同性融合体积图像，以及两个显示各向同性体积图像的旋转四维最大强度投影窗口。在此期间，请勿中断或关闭任何 CytoSHOW 窗口，直到各向同性融合和谱系追踪完成。
  12. 可选：请注意，一旦 StarryNite 启动画面出现并随后消失，即表示完整的数据处理流程已完成。在处理过程中不得关闭此窗口，否则 StarryNite 将被中断。

10. 在 AceTree 中打开 StarryNite 系谱追踪序列（可选）

  1. 打开提供的“AceTree_16BitCompat.jar”定制版本。
  2. 选择菜单 文件 > 打开配置文件。找到之前指定给 CytoSHOW 的 输出目录，打开其中的 Decon_Fuse_..._Pos[n] 子文件夹（对应胚胎 [n]），选择 aaa_edited.xml 并点击 打开。
  3. 使用 AceTree 菜单中的 编辑 > 编辑工具，打开 编辑轨迹 和 调整或删除细胞 窗口。
  4. 点击半阴影圆圈 图5B，红色方框，以调节红色和绿色的强度。
  5. 继续进行谱系可视化与编辑，操作方法如前所述5,6,8（相关论文也包含在我们的下载包中）。

结果

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我们首先验证了使用本方案参数进行双平面光片显微成像（diSPIM）所获取胚胎图像的存活性（第1-6节）。在20 °C条件下，同时对10个胚胎进行成像，每个胚胎每分钟采集一个体数据，从2细胞期持续至2倍体期（共7.5小时，每个胚胎451个体数据）。为全程监测胚胎发育过程中的细胞分裂，我们使用了BV514品系，该品系在整合的转基因阵列ujIs11324驱动下广泛表达mCherry::Histone报告基因。图6展示了其中一个被成像胚胎在胚胎发育前半段的时间进程。每幅图像均为该胚胎单视角的最大强度投影（由第7-8步生成）。我们发现，经优化的实验方案未引起可检测的光毒性，这一结论基于细胞分裂时序（未显示）、孵化时间以及与发育里程碑相关的时间节点（图6及参考文献1,25,26）的评估结果。

随后，我们应用该方案分析发育中胚胎内单个神经元的轴突生长动态。我们对转基因线虫品系 DCR7692（olaex4655）进行了成像，该品系在部分未鉴定细胞中通过神经肽 flp-19 启动子驱动 GFP 表达（DACR2819，Pflp-19 (3.6kb)::Syn21::GFP::CAAX::p10 3’UTR）。根据本文所述方案的步骤，我们确定这些未鉴定的细胞对应于运动神经元 RMDDL 和 RMDDR、排泄管细胞以及两个肌细胞（图7）。接着，我们观察并量化了 RMDDL 和 RMDDR 神经元的轴突生长动态。我们发现，RMDDL 和 RMDDR 神经元在受精后 360 分钟时即呈现斜向形态，其较长的细胞轴代表了后续神经突延伸的方向（图7 和 视频 S1）。利用 FIJI 中的“simple neurite tracing”插件，并将其应用于各向同性融合体积的三维重建图像，我们进一步量化了六个胚胎中 RMDDL 和 RMDDR 神经突的典型生长过程。结果表明，不同胚胎中 RMDDL 和 RMDDR 的生长动态具有高度一致性（本文中统称为 RMDDs）。在受精后 385 至 410 分钟期间，RMDDs 的神经突向前延伸至胞体前方 6.0±0.5 µm（均值 ± 标准误；n = 12 条神经突）（图7B、C、I）。在受精后 415 至 445 分钟期间，两条神经突均背向延伸，进入并环绕假定的神经环区域（图7D 中的星号所示）。平均而言，每条 RMDD 神经突从胞体出发延伸了 11.0 ± 0.6 µm（均值 ± 标准误；n = 12 条神经突），随后在其对侧同源神经突的顶端同步相遇（图7I）。重要的是，我们的代表性结果表明，通过使用本整合性方案，能够对单个可识别细胞的神经发育特征进行观察、比较和定量分析（图7 和 图8）。

多聚-L-赖氨酸实验设置流程：盖玻片包被、钢制腔室成像、吸管组件、显微镜观察。
图1：双平面照明显微镜（diSPIM）样品安装装置。（A）使用多聚-L-赖氨酸处理盖玻片。插图中显示，用10 µL多聚-L-赖氨酸在盖玻片上孵育5分钟。多聚-L-赖氨酸可使胚胎卵壳牢固地粘附在盖玻片的矩形区域内。（B）钢制成像腔室的示意图及组装后的腔室。插图中，代表性胚胎以头尾轴垂直于盖玻片长轴的方向排列。（C）组装好的带微毛细移液管的吸管装置。（D）安装在样品架中的钢制成像腔室，置于diSPIM 40x物镜下方。请点击此处查看该图的放大版本。

多光谱成像的激光显微镜设置界面；强度、数据保存、体积和切片的设置。
图2：在 Micro-Manager 中进行长期双平面照明显微镜（diSPIM）成像的设置。（A）推荐的 diSPIM 激光功率参数（红色矩形），已优化以延长成像时间并降低光毒性（通过秀丽隐杆线虫（C. elegans）胚胎更高的孵化率评估）。将 561 nm 激光设为 79 µW (0.25)，488 nm 激光设为 179 µW (0.5)。请注意，不同 diSPIM 装置中软件设置与激光功率之间的精确校准可能存在差异。建议用户测量并校准激光功率，以达到 79 µW（561 nm）和 179 µW（488 nm）的激光输出。（B）diSPIM 的数据保存参数（绿色矩形）、体积设置（蓝色方框）和切片设置（橙色方框）。（C）用于长期成像秀丽隐杆线虫（C. elegans）胚胎发育的 diSPIM 自动对焦参数（见步骤 6.1–6.6）。请点击此处查看该图的放大版本。

显示腹侧、背侧、前端、后端方向的SPIM示意图。diSPIM的去卷积设置。
图3：使用CytoSHOW进行图像可视化和数据处理的设置。（A）由CytoSHOW打开的原始diSPIM图像。CytoSHOW能够打开两个相机通路（SPIM A和B）采集的图像。这些原始图像在称为diSPIM监视器的多维窗口中打开。在diSPIM监视器中，生成“领结图案”以选择胚胎的前端、后端、背侧和腹侧边缘（见步骤9.1）。领结选择用于指示胚胎在去卷积以及StarryNite辅助谱系追踪中的方向。（B）用于生成各向同性图像的优化参数。在采集时同步去卷积窗口中，设置步骤9.5.1–9.5.8中指定的参数。请点击此处查看该图的放大版本。

SPIM成像装置；荧光检测、旋转示意图及图像去卷积过程。
图4：双平面SPIM（diSPIM）相机配置。（A）diSPIM相机位置与取向的实物照片。（B）将SPIM A图像顺时针旋转+90度以匹配所采集的SPIM B图像的示意图。（C）基于本实验室diSPIM的相机配置（见步骤9.5.2），相对于取向索引+1的输入体积。在进行图像配准前，需将SPIM A图像绕Y轴顺时针旋转+90度。比例尺 = 10 µm。图像为代表性的单视角最大强度投影图及去卷积结果，样本为1.5倍体长胚胎，其细胞核（561 nm，红色）和神经元（488 nm，绿色）被标记。请点击此处查看该图的高清版本。

胚胎细胞谱系分析；细胞追踪；细胞分裂示意图；显微镜图像。
图 5：在 AceTree 中对 C. elegans 胚胎谱系进行校正与编辑。（A）我们使用 AceTree 编辑 StarryNite 的谱系追踪结果（参见参考文献5,6,8；相关论文也包含在我们的下载包中）。完成步骤 10.1–10.2 后，AceTree 将显示每个细胞核的 C. elegans 系统命名（绿色矩形）。该窗口（A）提供谱系追踪中每个细胞的信息（黑色矩形），有助于用户在追踪和编辑谱系时进行指导（例如图中高亮显示的 ABa 细胞）。建议用户将所追踪的细胞及其位置与 Sulston 等人先前报道的 C. elegans 胚胎细胞谱系进行核对和比较1。此外，若用户希望在去卷积数据序列中定位特定细胞（见下文，B），可在搜索栏中输入 C. elegans 系统名称（橙色矩形）。（B）完成步骤 10.1–10.2 后，用户的去卷积数据序列也会自动打开。图中显示的是一个四细胞期胚胎的各向同性融合图像，细胞核以红色标记。在追踪细胞核时，用户应调节图像亮度（红色方框），并使用键盘上的方向键在时间（左右）和 z 轴（上下）方向上进行浏览。（C）对应于（B）时间点的 3D 示意图，包含某些功能（紫色矩形），支持可旋转的 3D 可视化。有关 AceTree 及其 3D 功能的概述，请参见参考文献5,6,8。请点击此处查看该图的放大版本。

胚胎发育阶段时间线；细胞分裂、胚胎伸长、分析数据点。
图6：在diSPIM上观察到的 C. elegans 胚胎的定时发育动态。 上图显示了其中一个被成像胚胎（菌株BV514 ujIs11324）在胚胎发育前半段的diSPIM图像。胚胎在20 °C条件下连续成像，每分钟采集一次图像，持续7.5小时。上图前两幅图像分别代表含有细胞核（红色）和极体位置（致密的红色球体，用蓝色星号标记）的4细胞期和8细胞期胚胎。每幅图像均为被成像胚胎的单视角最大强度投影。比例尺 = 10 µm。时间线（水平条）表示 C. elegans 胚胎受精后（m.p.f.）的时间（分钟）。我们验证了本实验方案中diSPIM成像参数不会对成像胚胎产生可检测到的光毒性，评估指标包括胚胎存活率、细胞分裂时间、孵化时间以及发育里程碑事件的时间（参见参考文献1,25,26）。我们注意到，在本实验成像参数下，不同胚胎间发育里程碑事件的时间具有良好的可重复性（6.4小时成像过程的SEM为±8.174分钟；n = 10）。请点击此处查看该图的放大版本。

神经突生长动态示意图与图表；神经元成像，胚胎发育，神经突长度。
图7. 发育中 C. elegans 胚胎神经突生长动态的细胞鉴定与单细胞表征。 通过杂交BV514 ujIs11324（用于细胞谱系追踪）和DCR7692（olaex4655）品系构建的双色成像品系，后者为一种转基因线虫品系，可在部分未鉴定细胞中通过神经肽 flp-19 启动子驱动GFP表达。(A–H) 根据本方案所述步骤，我们确定这些未鉴定细胞对应于运动神经元RMDDL和RMDDR（黄色箭头）、排泄管细胞（蓝色箭头）以及两个肌细胞（白色箭头）。(I) 利用FIJI插件“simple neurite tracing”对各向同性融合体积的三维重建图像进行分析，量化RMDDL和RMDDR神经元的神经突生长动态。可见RMDDL与RMDDR均表现出典型的生长模式，同步延伸，总长度为11.0±0.6 µm（均值 ± 标准误；n = 12个神经突），并在神经环背侧顶端相遇（另见视频S1）。请点击此处查看该图的放大版本。

显示脑结构旋转的前视图示意图；以90°为增量的四图序列。
图8：C. elegans胚胎中神经元形态的各向同性双平面照明显微成像（diSPIM）观察。 AVHL和AVHR神经元的各向同性可视化（黄色箭头）。利用diSPIM技术，可捕获神经元形态，获得具有约330 nm空间各向同性分辨率的四维（4D）图像。diSPIM使用户能够以在所有方向上相同的空间分辨率对图像体积进行虚拟旋转。图A-D为同一各向同性融合的diSPIM图像体积围绕胚胎长轴在不同旋转角度下的最大强度投影图。比例尺 = 5 µm。 请点击此处查看该图的放大版本。

补充视频 S1：C. elegans 胚胎从受精后 280 分钟发育至 434 分钟。 菌株 DCR7692 (olaex4655) 的各向同性视频，该菌株普遍表达 ujIs113，同时 DACR2819 稀疏标记 RMDD 神经纤维（图 7A-D，黄色箭头）。在胚胎发育过程中，DACR2819 还标记了两个肌细胞（图 7A-D，白色箭头）和排泄管细胞（图 7A-D，蓝色箭头）（图 7A-D）。比例尺 = 10 µm。请点击此处下载该文件。

讨论

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C. elegans 是唯一一种已知成体神经元最终位置和连接关系的生物27。然而，形成构成 C. elegans 连接组的功能性神经回路和网络的发育动态过程仍不清楚。随着光学显微镜技术的进步，我们现在能够捕获并分析 C. elegans 胚胎发育过程中细胞的位置、形态发生和神经发生。

我们所描述并在实验室中常规使用的这一方法，可获得标记神经元和细胞核的四维各向同性图像，用于C. elegans胚胎的细胞谱系追踪。更重要的是，我们优化了双平面光片显微镜（diSPIM）的长期成像条件，并将半自动谱系追踪功能与高分辨率图像相结合，从而提高了分析C. elegans胚胎发育过程的速度与精度。该整合型实验方案使研究人员能够可视化并识别细胞，同时定量分析三维特征，例如神经突迁移和轴突束化，直至早期抽动阶段。任何配备ASI公司diSPIM系统的实验平台均可便捷地采用本方案，我们特别推荐将该系统用于本协议。其他商业化的SPIM系统在样品腔结构和光学特性方面可能与ASI系统的配置存在差异。然而，来自其他平台的数据同样可输入我们的数据处理流程。因此，评估这些系统在细胞谱系追踪中的应用价值——这是对图像质量和仪器稳定性的严苛检验——是可行的。尽管我们目前也积极使用diSPIM对其他样本（如果蝇和斑马鱼胚胎）进行常规成像，但本文所述的完整谱系分析目前仍仅限于线虫物种。对于更大或更厚的样本，我们选择使用载物台扫描方式，即让样本通过固定的光片进行扫描。Kumar等人此前已证明，这种改进的diSPIM切片方法无需对diSPIM系统进行额外改装，即可从厚样本中获得高质量图像10。

本方案中的关键步骤包括将C. elegans胚胎固定在聚-L-赖氨酸包被的盖玻片上、数据采集以及数据处理。对于缺乏经验的操作者而言，从玻璃盖玻片上收获并固定C. elegans胚胎可能具有挑战性，因此本文提供了关键步骤的详细方案以促进学习。若需进行长期成像，我们建议从8–10只年轻成虫中收集四细胞期或更早期的胚胎，可获得最佳效果28。需要注意的是，年老的成虫不适合用于收集早期胚胎，因其子宫内通常含有较晚期的胚胎和未受精的卵。在胚胎固定过程中，可能出现微毛细移液管组装的吸管（口吸移液管）堵塞，或微毛细移液管开口过大等问题，从而影响胚胎的正确固定与取向。为实现最佳成像效果，我们会在前颤动期的早期和晚期胚胎上进行采集前测试，以检查光片、相机、物镜和自动对焦系统的性能。当所有组件均经过测试并在采集前测试中产生高质量图像时，可获得最佳结果。这一点对于生成具有各向同性空间分辨率的图像尤为重要，因为从两个视角（物镜）获取的原始图像都必须具备高质量。采集完成后，对每个视角获取的图像体积进行处理，以生成各向同性的图像。请务必按照本方案所述使用合适的图形处理器（GPU）显卡（见下文）。这将提高各向同性融合图像的处理速度，缩短数据分析所需时间。此外，用户必须运行最新版本的CytoSHOW软件，并使用我们下载包中提供的StarryNite自动谱系追踪参数。如果用户希望将自动谱系追踪应用于其他样本（例如斑马鱼、果蝇等），则需要对StarryNite中使用的参数进行额外优化（参见参考文献3,4）。

尽管我们的整合方案能够提供前抽搐期胚胎的图像和谱系追踪结果，但用户应注意到，目前尚无法对抽搐后胚胎进行自动谱系追踪：在抽搐后胚胎中，细胞核位置的变化以秒为单位发生，速度过快，难以实现谱系追踪。然而，双平面光片显微镜（diSPIM）确实已展现出捕获神经发育事件并追踪部分细胞位置的潜力，适用于胚胎发生抽搐后阶段23,29。如果用户希望研究抽搐后胚胎，diSPIM 能够以足够快的速度获取三维图像快照，并追踪快速运动胚胎中的精细神经发育事件，例如神经突起的生长。

该方案将为 WormGUIDES 图谱的单细胞水平构建奠定基础30，因为它将提供一种集成方法，利用高分辨率各向同性图像进行识别 和 在胚胎发育的前430分钟内捕获标记神经元的三维形态。目前，WormGUIDES图谱原型提供了发育中胚胎细胞的细胞核位置信息，并致力于记录一部分胚胎神经元的发育动态。该方案将为将更多发育中的神经元整合至WormGUIDES图谱中提供关键支持。30.

我们的整合方案还将简化对 C. elegans 胚胎中新基因表达谱的探索。在转基因 C. elegans 中，许多细胞特异性启动子可在空间和时间上调控转基因的表达。尽管大多数基因在成体动物中的表达模式已被广泛表征31,32,33,34，但几乎全部基因在发育中（尤其是晚期）胚胎中的表达模式尚未被表征。C. elegans 启动子组已成为线虫研究领域的重要资源，可用于驱动细胞特异性转基因表达，并确定基因功能是细胞自主性还是非自主性的。通过细胞谱系分析，捕获基因的各向同性、高分辨率且动态的表达模式，并精确定位表达基因的细胞，将对科学界众多研究人员具有重要价值。

胚胎发生包含两个相互关联的主要过程：细胞分化和组织形态发生。关于秀丽隐杆线虫（C. elegans）发育过程中定义不同类型细胞的机制和分子，已有大量研究。然而，对于在C. elegans胚胎中调控细胞迁移、细胞黏附和细胞形态的机制，目前了解仍较少。由于C. elegans具有固定的细胞谱系，本实验方案使我们能够清晰地揭示胚胎在形态发生过程中三维显微解剖结构的系统图谱，达到前所未有的细节水平：例如轴突束化、突触形成以及神经元活动。Ardiel 等人先前已证明双平面光照显微镜（diSPIM）能够捕捉C. elegans胚胎中单个神经元水平的钙瞬变信号23。许多其他发育生理学方面的研究也适合采用这些方法进行深入探索。

最后，该实验方案实现了高度自动化，系统性地缩短了通过 StarryNite 和 Acetree 生成去卷积图像并进行细胞谱系追踪所需的时间。本方案中使用的软件策略可广泛应用于生物学诸多领域的问题研究，远不止于我们在此展示的特定研究领域。

软件兼容性与下载访问的详细信息

有关 Micro-Manager 及其用于 diSPIM 成像的插件信息，请访问 http://dispim.org/software/micro-manager 和 https://micro-manager.org/wiki/ASIdiSPIM_Plugin。

目前数据处理流程需要 Windows 操作系统。我们已将所有必需的数据处理程序和支持文件打包成单个归档文件，以简化安装过程。该文件可从 http://dispimlineage.wormguides.org 下载。

CytoSHOW（http://run.cytoshow.org/）基于广泛使用的开源图像分析平台 ImageJ（v1）。使用 CytoSHOW 需要在计算机上安装并保持最新版本的 Java，CytoSHOW 的更新通过 Java Web Start 自动部署。CytoSHOW 中许多基于 ImageJ 的功能如 https://imagej.nih.gov/ij/docs/examples/index.html 所述并配有图示。CytoSHOW 已经过定制，可显示来自 ASI diSPIM 的多维原始数据，以及其他生成 TIFF 输出的成像软件的数据。原则上，通过对 CytoSHOW 进行少量修改，也可支持其他多视角 SPIM 成像系统，从而使本方案可在不同的显微镜系统上实施。

SpimFusion 使用 Visual Studio 2013 和 CUDA 工具包 v7.5 以 CUDA/C++ 编写。运行 SpimFusion 需要特定的计算机硬件：具备 CUDA 计算能力 1.0 或更高版本的 NVIDIA 图形处理器（GPU）显卡，且显存至少为 2 GB。在本实验方案发表时，SpimFusion 尚未正式发表（Min Guo 和 Hari Shroff），但可从上述提到的软件包归档中获取。

StarryNite 的一个专门构建的命令行驱动版本需要安装免费提供的 MATLAB Compiler Runtime，但不需要商业版 MATLAB 软件的许可证。上述软件包压缩文件中已包含 MATLAB Compiler Runtime。本方案所使用的 StarryNite 代码与之前用于共聚焦图像的版本6基本相同。然而，本文通过 CytoSHOW 中的方法解决了为 StarryNite 处理准备输入图像以及处理 StarryNite 输出结果时涉及的若干操作问题，从而实现了对融合各向同性双平面光片显微镜（diSPIM）数据体的连续化数据处理流程。这些改进由 CytoSHOW 代码自动完成，可执行相应的预处理和后处理步骤。CytoSHOW 还会编辑一个预先优化的、针对 diSPIM 的 StarryNite 参数模板，以自动调整分割算法，使其适应成像数据中细胞核的荧光强度。StarryNite 在每套 diSPIM 数据上所使用的独特参数将与输出图像及谱系数据一同保存于一个文件中。

适用于本实验方案的最佳选择是能够处理16位图像并保持与Java3D渲染兼容性的AceTree定制版本。该版本也包含在上述软件捆绑包压缩文件中。

披露

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

作者无任何利益冲突需要披露。

致谢

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

感谢 John Murray 提供整合菌株 ujIs113，用于构建谱系追踪菌株 BV514；感谢 Brandon Harvey（NIBIB）在测试本实验方案过程中提供的帮助；感谢 Jon Daniels 和 Gary Rondeau（Applied Scientific Instrumentation）在 Micro-Manager 软件和 diSPIM 仪器使用方面的协助；感谢 Andrew York 和 Hank Eden 对 diSPIM 系统提出的宝贵意见。我们还感谢少数民族机构研究中心项目以及波多黎各大学 José del Castillo 神经生物学研究所，为会议交流与集思广益提供了平台。本研究的大部分工作是在伍兹霍尔海洋生物实验室通过惠特曼项目完成的。本研究得到了美国国立卫生研究院生物医学成像与生物工程研究所院内研究项目、NIH 资助号 U01-HD075602 和 R24-OD016474 的支持。Mark W. Moyle 获得了 F32-NS098616 资助，Leighton H. Duncan 获得了 R24-OD016474 的多样性补充资助。

材料

本文使用的材料清单
姓名公司目录编号评论
步骤 1-4
凹玻片ThermoFisher Scientific1519006直径 5-18 毫米，深 0.6-0.8 毫米，1.2-1.5 毫米
解剖显微镜，具有 10 次;–50&次;变焦范围MoticSMZ-171
大肠杆菌 （OP50）秀丽隐杆线虫遗传学中心 （CGC）OP50
玻璃盖玻片，编号 1.5、24 和时间; 50 毫米VWR International48393-241
M9 缓冲液Stiernagle， T. 秀丽隐杆线虫的维护。WormBook. 1-11， doi：10.1895/wormbook.1.101.1， （2006）.
甲基纤维素  Sigma-AldrichH7509-25G
微量毛细管移液器吸气管Sigma-AldrichA5177
微量毛细管移液器，0.4 毫米内径Drummond Scientific1-000-800
针头，编号 18G x 1 和 frac12;（1.2 毫米 x 40 毫米）BD Precision Glide305196
Brenner （1974） 的说明制备NGM 板
成像室O 形圈 WestM1.5X40
巴斯德移液器Corning/Sigma-AldrichCLS7095D5X
铂丝，直径 0.5 mmSigma-Aldrich267201
聚-L-赖氨酸Sigma-AldrichP1524
不锈钢矩形腔室 （76.0 mm x 50.5 mm）Applied Scientifics Instrumentations （ASI）I2450
蠕虫睫毛镐Hart， A. C. 行为。WormBook. （2006 年）。
蠕虫镐Stiernagle， T. 秀丽隐杆线虫的维护。WormBook. 1-11， doi：10.1895/wormbook.1.101.1， （2006）.
名称公司目录号评论
步骤 5-6
488 nm 长通滤光片SemrockLP02-488 RU-2
561 nm 陷波滤光片SemrockNF03-561E-25
BLP02-561R-25，数量 2个 Semrock561 nm EdgeBasic 最佳值长通边缘滤光片
摄像头控制软件业纳ProgRes CapturePro
diSIPM 组装视频Applied Scientifics Instrumentations （ASI）https://youtu.be/TAgbr6IrTqw ;http://www.asiimaging.com
diSPIM 对准视频Applied Scientifics Instrumentations （ASI）https://youtu.be/qnOrg30NNuE
diSPIM 成像 PCIntelIntel Xeon CPU E5-2630 2.6GHz，共 12 核， 64 GB 内存，Windows 7
FF01-525/45-25，数量 2Semrock525/45 nm BrightLine 单波段带通滤光片
FF555-DI03-25X36，数量 2Semrock555 nm 边缘 BrightLine 单边二向色分光器
成像 PC 显卡NVIDIDANVIDIA GeForce GTX 1080 Ti 显卡
Kumar 等 diSPIM 设置Applied Scientifics Instrumentations （ASI）本实验方案的仪器设置与 Kumar et al 10，11 相同  diSPIM，它使用 40x 0.8NA 水浸透镜进行成像。（参见步骤 5.1 和注释）
微观管理器Micro-Managerhttps://micro-manager.org/
对 Kumar 等人 diSPIM 设置的修改（见下文）
带隔离器的光学平台，4 英尺和时间; 6 英尺和时间; 12 英寸TMC784-651-02DR 和 14-416-34
名称Company目录号注释
步骤 7-10
分析 PC英特尔英特尔酷睿 i7-8700K CPU 3.70GHz，共 6 个内核，64 GB 内存，Windows 10
分析 PC 显卡NVIDIDANVIDIA GeForce GTX 1080 Ti 显卡
安装instructions软件包http://dispimlineage.wormguides.org/diSPIMlineaging_InstallationInstructions.htm
软件包软件包http://dispimlineage.wormguides.org
按照 用于底部

参考文献

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