需要JoVE订阅才能观看此内容。 请登录或开始免费试用

方法文章

基于异化硝酸盐还原为铵的潜在速率测定14NH4+请提供需要翻译的源 HTML 内容，以便我根据您指定的严格规范进行专业级翻译。15NH4+通过连续转化为 N 的分析2O

5.7K 次观看

⸱

DOI：

10.3791/59562

⸱

2020年10月7日

 ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Biological Sciences, Faculty of Science and Engineering, Chuo University, 2Faculty & Graduate School of Urban Environmental Sciences, Tokyo Metropolitan University, 3Center for Ecological Research, Kyoto University, 4Department of Chemistry, Faculty of Science, Toho University, 5Graduate School of Integrated Arts and Sciences, Hiroshima University

本文内容

摘要

本文详细提供了一系列基于14NH4+/15NH4+分析测定潜在DNRA速率的方法。NH4+通过多个步骤转化为N2O，并利用四极杆气相色谱-质谱联用仪进行分析。

摘要

了解硝酸盐（NO₃⁻）去向的重要性3−），作为从陆地生态系统向水生生态系统转移的主要氮形态，其含量随着工业化导致的全球氮负荷急剧增加而不断上升。异化硝酸盐还原为铵（DNRA）和反硝化作用都是微生物利用NO₃⁻作为电子受体的代谢过程，3− 用于呼吸作用。与反硝化作用相比，对DNRA活性的定量测定研究还相当有限，这导致人们对DNRA在NO₃⁻还原过程中的重要性认识不足。3− 转化过程及其调控因素。本文的目的是提供一种用于测定环境样品中潜在DNRA速率的详细方法。简而言之，潜在DNRA速率可通过以下方式计算得出： 15N标记的铵15NH4+) 积累速率在 15一氧化氮3− 添加孵育。该测定的 14NH4+ 和 15NH4+ 本文所述浓度包含以下步骤。首先，NH4+ 样品中的物质被提取并以铵盐形式吸附在酸化玻璃滤膜上。随后，将吸附的铵洗脱并氧化为NO3− 通过过硫酸盐氧化。第三，NO3− 转化为N2O 通过 N2O还原酶缺陷型反硝化菌。最后，转化的N2采用先前开发的四极杆气相色谱-质谱联用系统对O进行分析。我们将该方法应用于盐沼沉积物，并计算了其潜在的DNRA速率，结果表明，与先前报道的方法相比，所提出的方案可实现更简单、更快速的测定。

引言

氮肥的人工合成及其广泛应用已严重扰乱了全球氮循环。据估计，自工业革命前以来，活性氮从陆地系统向沿海系统转移的量已增加了一倍1。施用于特定农田的肥料中有相当一部分会随土壤流失进入河流或地下水，主要以NO3− 2的形式存在。这可能导致饮用水污染、富营养化以及缺氧区形成等环境问题。水环境中NO3−可通过生物同化作用及多种微生物异化过程被从生态系统中去除或滞留。反硝化作用和厌氧氨氧化被认为是NO3−的主要微生物去除途径。反硝化作用是指微生物将NO3−还原为气态氮产物（NO、N2O和N2），同时氧化电子供体（如有机物），从而降低上述问题发生的风险。厌氧氨氧化也能由NO2−和NH4+生成N2，因此可将无机氮从生态系统中去除。相反，DNRA过程则有助于氮在生态系统内的保留；目前普遍认为，DNRA主要由发酵细菌或化能无机自养细菌完成，它们将异化性NO3−还原为生物可利用且移动性较低的NH4+。

关于DNRA的研究主要集中在海洋或河口生态系统，例如海洋或河口沉积物和水体、盐沼或半咸水沼泽土壤以及红树林土壤。沿海或海洋生态系统作为从陆地生态系统中去除NO3−的重要储存库具有重要意义；先前的研究表明，DNRA在NO3−去除中所占的贡献范围非常广泛（0–99%）3,4,5,6,7,8,9,10,11,12,13,14,15,16,17,18。此外，DNRA的存在已在多种环境中得到证实，包括淡水环境19、水稻田土壤20和森林土壤21。尽管这些研究表明，DNRA在NO3−去除方面可能与反硝化作用具有相当的重要性，但与反硝化作用相比，直接测量DNRA活性的研究仍然非常有限。

DNRA 速率的评估已采用15N标记技术，并结合分析模型或数值模型进行数据分析。一种用于计算 DNRA 速率的分析方法，基于在添加15NO3−作为示踪剂后，NH4+库中15N富集度的增加。15N标记的NO3−被加入样品中并进行培养，随后可通过培养前后一定时间内NH4+浓度及其同位素比值的变化来计算 DNRA 速率。本文详细描述了一种用于定量测定计算 DNRA 速率所必需的NH4+浓度和同位素比值的方法。该方法基本上是结合了数种先前报道的技术22,23,24,25,26，并对部分步骤进行了改进。该方法由五个组成部分依次构成：（1）将环境样品与稳定同位素示踪剂15NO3−共同培养；（2）采用经改进的“扩散法”提取并回收NH4+；（3）利用过硫酸盐将样品中的NH4+（包括内源性NH4+以及通过DNRA活性由15NO3−转化而来的15NH4+）氧化为NO3−和15NO3−；（4）随后通过改进的反硝化细菌法，将NO3−和15NO3−微生物转化为N2O同位素异构体；（5）利用气相色谱-质谱联用技术（GC/MS）对N2O同位素异构体进行定量分析。在下文中，首先描述步骤（2）和（4）的准备工作，随后依次详细说明全部五个组成部分。

访问受限。请登录或开始试用以查看此内容。

方案

1. 用于定量捕获气态 NH3 的聚四氟乙烯（PTFE）封套的制备

  1. 将一段60毫米长的聚四氟乙烯（PTFE）胶带（宽25毫米）放置在一张小铝箔片上（尺寸约为300毫米×450毫米，用乙醇擦拭过）。
  2. 将玻璃纤维滤膜（直径10毫米，孔径2.7 μm）在马弗炉中于450 °C下灰化4小时。将玻璃纤维滤膜置于胶带较长轴略高于中点的位置（图1a）。
  3. 在GF/D滤膜中心滴加20 µL的0.9 mol/L H2SO4，并立即使用两把镊子折叠PTFE胶带：平头冲压镊和直头镊子。以下步骤1.4–1.7如图1所示，应迅速操作。
  4. 沿图1a中所示虚线将PTFE胶带翻折至GF/D滤膜上方，形成图1b所示形状。
  5. 通过折叠两侧并用镊子紧压边缘来密封（图1c）。注意不要用力过猛，且不得划伤PTFE胶带。
  6. 用镊子将开口端折叠，再用镊子压紧边缘（图1d）。
  7. 用镊子紧压边缘以密封开口端（图1e）。此过程中不应压迫GF/D滤膜。

2. 为反硝化菌方法制备一氧化二氮还原酶缺陷型反硝化菌 Pseudomonas chlororaphis subsp. aureofaciens ATCC13985 的生物量

  1. 将 Pseudomonas chlororaphis subsp. aureofaciens ATCC13985 的 20% 甘油菌种划线接种于 1/4 浓度胰蛋白胨大豆肉汤（TSB）琼脂平板上，在 25 °C 条件下培养 2–3 天。
  2. 挑取单个 P. chlororaphis 菌落，接种至含有 5 mL 经高压灭菌的 TSB 培养基的小试管中，在 25 °C 黑暗条件下静置（不振荡）好氧培养一天，直至达到最大生长量；此培养物作为预培养物。
  3. 将 3 mL 预培养物转移至含硅胶塞的 1 L 三角瓶中，瓶内装有 1 L 新鲜配制并经高压灭菌的改良 TSB 培养基，并添加 10 mmol/L KNO323。在 25 °C 黑暗条件下，使用搅拌器振荡培养 8 小时后，取下硅胶塞，换上螺旋盖并拧紧。继续在无氧条件下培养过夜。
  4. 在 4 °C 条件下，以 18,800 × g 离心 15 分钟，收集菌体沉淀。
  5. 用 30 mL 的杜氏磷酸盐缓冲液（D-PBS(-)，pH 7.5）将菌体沉淀洗涤三次，以彻底去除 NO3−。离心条件与步骤 2.3 相同。
  6. 洗涤后，将菌体沉淀用 30 mL D-PBS(-) 重悬。取 1 mL 悬液测定 OD600 以确定细胞密度。将剩余悬液每 1 mL 分装至无菌冻存管中，每管加入 0.8 mL 45% 甘油。将制备好的甘油菌种保存于 −80 °C，待用（见第 6 节）。

3. 去除样品沉积物中的氧气、亚硝酸盐和硝酸盐

  1. 称取 3.0 g（湿重）沉积物至 20 mL 玻璃小瓶中，并加入 9.0 mL 表层水以悬浮（形成 25% w/w 的泥浆）。
  2. 用黑色丁基橡胶塞（经去离子水清洗并通过高压灭菌器灭菌）和铝盖密封小瓶。
  3. 使用多通管路以 0.6 L/min 的流速通入 Ar（>99.99%）20 分钟，对悬浮液进行吹扫并置换顶空空气。
  4. 通过抽真空 90 秒并充入超纯 He（>99.99995%）30 秒，置换顶空中的 Ar 气体；重复此操作四次。将顶空气体压力调节至 1.5 atm。
  5. 将小瓶置于恒温摇床中，在 20 °C、避光条件下以 150 rpm 振荡过夜，以去除沉积物悬浮液及顶空气中残留的氧气、硝酸盐和亚硝酸盐。

4. 确定DNRA速率的时间过程实验

  1. 使用与步骤3.5相同的方法，但无需重复四次，用新鲜的超纯氦气替换顶空气体。
  2. 使用气密注射器，通过丁基橡胶密封垫，按照表1向每个小瓶中加入标记和未标记的底物。在适当大小的玻璃小瓶中，用超纯氦气对预先配制的底物溶液进行吹扫，顶空压力设定为1.5 atm，以避免空气污染。在注射过程中避免意外注入任何空气。
  3. 将小瓶在20 °C、150 rpm振荡条件下孵育。根据表1向每个小瓶中加入底物，并分别孵育1 h、3 h和5 h。孵育结束后，对小瓶中的沉积物悬浮液进行以下操作：步骤4.4–4.9。
  4. 取下每个小瓶的铝盖和丁基橡胶密封垫。然后向沉积物悬浮液中加入在450 °C下灰化4 h的KCl，使其终浓度约为2 mol/L，以确保从沉积物中充分回收NH4+。用丁基橡胶密封垫和铝盖重新密封小瓶。
  5. 在4 °C避光条件下，以150 rpm振荡沉积物1 h，以提取NH4+。
  6. 将小瓶中的全部沉积物悬浮液转移至一个50 mL塑料离心管中，在4 °C下以10,000 x g离心10 min。
  7. 用1 mL上清液冲洗新开封的10 mL一次性注射器内壁，并将其连接至新开封的一次性醋酸纤维素膜滤器（孔径0.22 µm，直径25 mm）。然后用1 mL上清液冲洗滤膜。将冲洗后的注射器–滤器组件置于一个20 mL广口聚丙烯（PP）瓶上。
  8. 将剩余上清液通过醋酸纤维素膜滤器过滤至20 mL PP瓶中。将提取液在−20 °C保存，待后续分析。

5. 捕获扩散的 NH4+，其被 PTFE 封套中的 GF/D 滤膜吸收并溶解于 2M H2SO4，随后通过过硫酸盐将 NH4+ 氧化为 NO3−

  1. 配制浓度梯度为 0 μmol/L、10 μmol/L、40 μmol/L、100 μmol/L、200 μmol/L、400 μmol/L 和 500 μmol/L 的 14NH4Cl 标准溶液。对于 15N 比值分析，将 NH4+ 总浓度固定为 200 μmol/L，并使用纯 14NH4Cl 和 15NH4Cl 标准溶液配制同位素比值分别为 100:0、99.5:0.5、99:1、93:7、90:10、50:50 和 10:90 的标准溶液。
  2. 将 30 mg 在 450 °C 下灼烧 4 小时的 MgO 转移至 20 mL 玻璃小瓶中，并将 PTFE 包膜放入小瓶内。
  3. 将 5 mL 样品或标准溶液转移至含有 MgO 和 PTFE 包膜的小瓶中，立即用灰色丁基橡胶塞密封，再用铝盖封口。若预计 NH4+ 浓度超过 500 μmol/L，则需将样品稀释至低于 500 μmol/L。
  4. 在避光条件下，于 4 °C 以 150 rpm 振荡小瓶 3 小时。
  5. 取下铝盖和丁基橡胶塞，使用尖头镊子将 PTFE 包膜从小瓶中取出，用去离子水彻底冲洗包膜和镊子，再用擦拭纸擦干，然后将包膜置于一张新的擦拭纸上。
  6. 使用一对镊子（建议同时使用平头和尖头镊子），按照步骤 1.4–1.7 折叠顺序的完全相反顺序打开 PTFE 包膜。
  7. 用平头镊子夹住 GF/D 滤膜的边缘区域（此处应未吸附 H2SO4），将其转移至带有聚四氟乙烯（PTFE）衬垫盖的 11 mL 螺口试管中。用去离子水冲洗镊子，并用擦拭纸擦干。
  8. 对剩余的包膜重复步骤 5.5–5.7。
  9. 向每支试管中加入 1 mL 去离子水，盖紧螺口盖，在室温下静置至少 30 分钟（不振荡），以确保 NH4+ 完全从 GF/D 滤膜上洗脱。在此期间，同步进行下一步操作（步骤 5.10）。
  10. 配制过硫酸盐氧化溶液（POR）试剂25,26。
    1. 由于该试剂不能储存，应根据当天待处理样品数量精确配制所需量。
    2. 为处理 50 个样品配制 POR 溶液时，将 100 mL 去离子水倒入 200 mL 螺口瓶中，依次加入 1.52 g NaOH（氮化合物分析纯）、3 g 硼酸和 5 g K2S2O8（氮和磷分析纯）。每加入一种试剂后立即振荡，直至完全溶解。
    3. 如有必要，可将瓶子浸泡在温水中以促进化学试剂溶解；但需注意避免 NO3− 污染，因为自来水中通常含有 NO3−。
  11. 完成步骤 5.8 后，打开螺口盖，向试管中加入 2 mL POR 试剂，再 tightly 盖紧螺口盖，以防止后续步骤中发生损失或污染。
  12. 将试管直立放置于试管架上，用双层铝箔包裹后，在 121 °C 下高压灭菌 1 小时。此过程中保持试管直立，并在灭菌结束后避免温度骤变。

6. 一氧化氮的测定3− 由中国台湾转换而来4+ 通过使用四极杆气相色谱/质谱法的反硝化方法

  1. 无菌条件下混合100 mL无菌的40 mmol/L磷酸盐缓冲液（pH 7.2）和100 mL无菌的30 mmol/L葡萄糖溶液（终浓度为20 mmol/L磷酸盐和15 mmol/L葡萄糖）。
  2. 在300 mL锥形瓶中，向200 mL磷酸盐缓冲葡萄糖溶液中加入1/7.2体积的P. chlororaphis甘油菌种，并用超纯氦气（>99.995%）持续吹扫1小时。
  3. 将2.0 mL反硝化菌悬液分装至每个5 mL小瓶中。使用灰色丁基橡胶塞和铝盖密封小瓶。
  4. 通过抽真空3分钟并充入氦气1分钟，将顶空空气替换为超纯氦气。将顶空气体正压调节至1.3 atm，以避免意外的空气污染。
  5. 使用1 mL一次性注射器，穿过丁基橡胶塞注入1 mL样品或标准溶液。记录实际注入的样品精确体积。
  6. 在25 °C避光条件下过夜培养小瓶。
  7. 注入0.3 mL的6 mol/L NaOH以终止反硝化反应，并吸收顶空中产生的CO2；否则，由于CO2与N2O分子量相同，会严重干扰GC/MS对N2O的分析。
  8. 使用配备改良进样口的四极杆GC/MS检测顶空气体中44N2O、45N2O和46N2O的含量25。GC/MS分析所用操作条件见表2。

7. 数据分析

  1. 根据已知浓度的14NH4+与所测得的总生成物44N2O + 45N2O + 46N2O信号强度之间的线性关系，绘制NH4+浓度的校准曲线。根据已知的原子百分比（即，15N/14N+15N）与利用先前提供的公式计算出的原子百分比之间的线性关系，绘制15N含量的校准曲线27。将总NH4+浓度乘以NH4+中15N的比例，计算15NH4+的浓度。
  2. 使用其他文献提供的公式28,29,30计算潜在的DNRA速率。

访问受限。请登录或开始试用以查看此内容。

结果

本文展示的代表性结果来自对盐沼沉积物进行的15N示踪实验。所采样的盐沼位于日本宫城县气仙沼市Moune地区，是在2011年东日本大地震后新形成的。2017年9月，在潮下带和潮间带的两个地点采集了表层沉积物（0–3 cm）。首先，样品采集后立即通过4 mm筛网筛分，以去除植物根系、贝壳碎屑和碎石，随后将沉积物均质化。样品在4 °C下保存，直至进行DNRA分析。

对15NO3−的培养程序以及对14NH4+和15NH4+浓度的同时测定，均按照方案部分所述进行。在整个培养期间，所有沉积物中均观察到15NH4+浓度的增加（图2

访问受限。请登录或开始试用以查看此内容。

讨论

用于DNRA分析的NH4+浓度和同位素比值通过多种方法进行定量。NH4+的浓度和同位素比值通常分别测定。NH4+浓度的测定通常采用比色法，包括使用自动分析仪4,10,15,16,17。同位素比值的测定方法则因NH4+的转化方式、捕获方法及分析所用仪器的不同而存在较大差异。典型方法包括以下几种：

（1）样品中的 NH4+ 通过加入 MgO 或 NaOH 转化为 NH3。NH3 从液相转移至气相后，被酸化...

访问受限。请登录或开始试用以查看此内容。

披露

作者无任何利益冲突需要披露。

致谢

感谢田中直人协助数据收集及实验方案的开发。样本收集工作由日本学术振兴会科研资助项目（JSPS KAKENHI）编号17K15286支持。

访问受限。请登录或开始试用以查看此内容。

材料

本文使用的材料清单
姓名公司目录编号评论
15N-KNO3SHOKO SCIENCEN15-0197
15N-NH4ClSHOKO SCIENCEN15-0034
20 mL PP 瓶SANPLATEC61-3210-18宽口
铝盖Maruemu1307-1320 号，带孔
硼酸和光021-02195
离心HITACHIHimac CR21G II
脱氧气体压力 &更换注射器SANSIN INDUSTRIALIP-12
一次性醋酸纤维素膜滤器ADVANTEC25CS020AS孔径 0.22 µ米，直径25毫米
一次性注射器泰尔莫SS-10SZ10 mL
一次性注射器泰尔摩SS-01T1 mL
杜尔贝科’磷酸盐缓冲液（-）日本水产药品5913
气密注射器VICI Valco Instruments4075-15010A-2 系列，100 µL
GC/MS岛津GCMS-QP2010ultra
GF/DWhatman1823-010直径10 mm
玻璃小瓶Maruemu0501-0620 mL
灰色丁基橡胶塞马鲁埃穆1306-0320号- S
H2SO4和光192-04696保证试剂
K2S2O8和光169-11891氮和磷分析纯
KCl和光163-03545保证试剂
KNO3和光160-04035保证试剂
NaOH和光191-08625分析纯氮化合物
NH4Cl和光017-02995保证试剂
塑料离心管ASONE1-3500-2250 mL，VIO-50BN
Pseudomonas chlororaphis subsp. aureofaciens美国典型培养物保藏中心（ATCC）ATCC 13985冻干的铜绿假单胞菌模式菌株
聚四氟乙烯密封带Sigma-AldrichZ22188025 mm 宽
往复式摇床TAITEC0000207-000NR-10
带螺帽试管IWAKI84-025211 mL
带聚四氟乙烯衬里的试管盖IWAKI84-0262
胰蛋白胨大豆肉汤Difco Laboratories211825

参考文献

  1. Gruber, N., Galloway, J. N. An Earth-system perspective of the global nitrogen cycle. Nature. 451 (7176), 293-296 (2008).
  2. Galloway, J. N., et al. The Nitrogen Cascade. Bioscience. 53 (4), 341-356 (2003).
  3. Rysgaard, S., Risgaard-Petersen, N., Sloth, N. P. Nitrification, denitrification, and nitrate ammonification in sediments of two coastal lagoons in Southern France. Coastal Lagoon Eutrophication and Anaerobic Processes (C.L.E.AN.). Developments in Hydrobiology. Caumette, P., Castel, J., Herbert, R. 117, Springer. Dordrecht. 133-141 (1996).
  4. Christensen, P. B., Rysgaard, S., Sloth, N. P., Dalsgaard, T., Schwærter, S. Sediment mineralization, nutrient fluxes, denitrification and dissimilatory nitrate reduction to ammonium in an estuarine fjord with sea cage trout farms. Aquatic Microbial Ecology. 21, 73-84 (2000).
  5. Tobias, C. R., Anderson, I. C., Canuel, E. A., Macko, S. A. Nitrogen cycling through a fringing marsh-aquifer ecotone. Marine Ecology Progress Series. 210, 25-39 (2001).
  6. An, S. M., Gardner, W. S. Dissimilatory nitrate reduction to ammonium (DNRA) as a nitrogen link, versus denitrification as a sink in a shallow estuary (Laguna Madre/Baffin Bay, Texas). Marine Ecology Progress Series. 237, 41-50 (2002).
  7. Gardner, W. S., et al. Nitrogen fixation and dissimilatory nitrate reduction to ammonium (DNRA) support nitrogen dynamics in Texas estuaries. Limnology & Oceanography. 51 (1), 558-568 (2006).
  8. Preisler, A., et al. Biological and chemical sulfide oxidation in a Beggiatoa inhabited marine sediment. The ISME Journal. 1 (4), 341-353 (2007).
  9. Gardner, W. S., McCarthy, M. J. Nitrogen dynamics at the sediment-water interface in shallow, sub-tropical Florida Bay: why denitrification efficiency may decrease with increased eutrophication. Biogeochemistry. 95 (2-3), 185-198 (2009).
  10. Dong, L. F., et al. Changes in benthic denitrification, nitrate ammonification, and anammox process rates and nitrate and nitrite reductase gene abundances along an estuarine nutrient gradient (the Colne estuary, United Kingdom). Applied and Environmental Microbiology. 75 (10), 3171-3179 (2009).
  11. Koop-Jakobsen, K., Giblin, A. E. The effect of increased nitrate loading on nitrate reduction via denitrification and DNRA in salt marsh sediments. Limnology & Oceanography. 55 (2), 789-802 (2010).
  12. Dong, L. F., et al. Dissimilatory reduction of nitrate to ammonium, not denitrification or anammox, dominates benthic nitrate reduction in tropical estuaries. Limnology & Oceanography. 56 (1), 279-291 (2011).
  13. Fernandes, S. O., Bonin, P. C., Michotey, V. D., Garcia, N., LokaBharathi, P. A. Nitrogen-limited mangrove ecosystems conserve N through dissimilatory nitrate reduction to ammonium. Scientific Reports. 2, 419(2012).
  14. Behrendt, A., de Beer, D., Stief, P. Vertical activity distribution of dissimilatory nitrate reduction in coastal marine sediments. Biogeosciences. 10 (11), 7509-7523 (2013).
  15. Song, G. D., Liu, S. M., Marchant, H., Kuypers, M. M. M., Lavik, G. Anammox denitrification and dissimilatory nitrate reduction to ammonium in the East China Sea sediment. Biogeosciences. 10 (11), 6851-6864 (2013).
  16. Yin, G., Hou, L., Liu, M., Liu, Z., Gardner, W. S. A novel membrane inlet mass spectrometer method to measure 15NH4+15+ for isotope-enrichment experiments in aquatic ecosystems. Environmental Science & Technology. 48 (16), 9555-9562 (2014).
  17. Zheng, Y., et al. Tidal pumping facilitates dissimilatory nitrate reduction in intertidal marshes. Scientific Reports. 6, 21338(2016).
  18. Bu, C., et al. Dissimilatory Nitrate Reduction to Ammonium in the Yellow River Estuary: Rates, Abundance, and Community Diversity. Scientific Reports. 7, 6830(2017).
  19. Scott, J. T., McCarthy, M. J., Gardner, W. S., Doyle, R. D. Denitrification, dissimilatory nitrate reduction to ammonium, and nitrogen fixation along a nitrate concentration gradient in a created freshwater wetland. Biogeochemistry. 87 (1), 99-111 (2008).
  20. Shan, J., et al. Dissimilatory Nitrate Reduction Processes in Typical Chinese Paddy Soils: Rates, Relative Contributions, and Influencing Factors. Environmental Science & Technology. 50 (18), 9972-9980 (2016).
  21. Silver, W. L., Herman, D. J., Firestone, M. K. Dissimilatory nitrate reduction to ammonium in upland tropical forest soils. Ecology. 82 (9), 2410-2416 (2001).
  22. Holmes, R. M., McClelland, J. W., Sigman, D. M., Fry, B., Peterson, B. J. Measuring 15N–NH4+ in marine, estuarine and fresh waters: An adaption of the ammonia diffusion method for samples with low ammonium concentrations. Marine Chemistry. 60 (3-4), 235-243 (1998).
  23. Sigman, D. M., et al. A bacterial method for the nitrogen isotopic analysis of nitrate in seawater and freshwater. Analytical Chemistry. 73 (17), 4145-4153 (2001).
  24. Weigand, M. A., Foriel, J., Barnett, B., Oleynik, S., Sigman, D. M. Updates to instrumentation and protocols for isotopic analysis of nitrate by the denitrifier method. Rapid Communications in Mass Spectrometry. 30 (12), 1365-1383 (2016).
  25. Isobe, K., et al. Analytical techniques for quantifying 15N/14N of nitrate, nitrite, total dissolved nitrogen and ammonium in environmental samples using a gas chromatograph equipped with a quadrupole mass spectrometer. Microbes and Environments. 26 (1), 46-53 (2011).
  26. Miyajima, T., Tanaka, Y., Koile, Y. Determining 15N enrichment of dissolved organic nitrogen in environmental waters by gas chromatography/negative-ion chemical ionization mass spectrometry. Limnology and Oceanography. 3 (3), 164-173 (2005).
  27. Stevens, R. J., Laughlin, R. J., Burns, L. C., Arah, J. R. M., Hood, R. C. Measuring the contributions of nitrification and denitrification to the flux of nitrous oxide from soil. Soil Biology and Biochemistry. 29 (2), 139-151 (1997).
  28. Porubsky, W. P., Velasquez, L. E., Joye, S. B. Nutrient-replete benthic microalgae as a source of dissolved organic carbon to coastal waters. Estuaries and Coasts. 31 (5), 860-876 (2008).
  29. Huygens, D., et al. Mechanisms for retention of bioavailable nitrogen in volcanic rainforest soils. Nature Geoscience. 1 (8), 543-548 (2008).
  30. Rutting, T., Boeckx, P., Muller, C., Klemedtsson, L. Assessment of the importance of dissimilatory nitrate reduction to ammonium for the terrestrial nitrogen cycle. Biogeosciences. 8 (7), 1779-1791 (2011).
  31. Song, B., Lisa, J. A., Tobias, C. R. Linking DNRA community structure and activity in a shallow lagoonal estuarine system. Frontiers in Microbiology. 5, 460(2014).
  32. Cheng, L., et al. Dissimilatory nitrate reduction processes in sediments of urban river networks: Spatiotemporal variations and environmental implications. Environmental Pollution. 219, 545-554 (2016).
  33. Lisa, J. A., Song, B., Tobias, C. R., Hines, D. E. Genetic and biogeochemical investigation of sedimentary nitrogen cycling communities responding to tidal and seasonal dynamics in Cape Fear River Estuary. Estuarine, Coastal and Shelf Science. 167, A313-A323 (2015).
  34. Deng, F. Y., et al. Dissimilatory nitrate reduction processes and associated contribution to nitrogen removal in sediments of the Yangtze Estuary. Journal of Geophysical Research: Biogeosciences. 120 (8), 1521-1531 (2015).
  35. Tiedje, J. M. Biology of Anaerobic Microorganisms. Zehnder, A. J. B. , John Wiley and Sons. 179-244 (1988).
  36. Tiedje, J. M., Sexstone, A. J., Myrold, D. D., Robinson, J. A. Denitrification: ecological niches, competition and survival. Antonie van Leeuwenhoek. 48, 569-583 (1982).
  37. Hardison, A. K., Algar, C. K., Giblin, A. E., Rich, J. J. Influence of organic carbon and nitrate loading on partitioning between dissimilatory nitrate reduction to ammonium (DNRA) and N2 production. Geochimica et Cosmochimica Acta. , 164(2015).
  38. Sigman, D. M., et al. Natural abundance-level measurement of the nitrogen isotopic composition of oceanic nitrate: an adaptation of the ammonia diffusion method. Marine Chemistry. 57 (3-4), 227-242 (1997).
  39. Risgaard-Petersen, N., Rysgaard, S., Revsbech, N. P. Combined microdiffusion-hypobromite oxidation method for determining nitrogen-15 isotope in ammonium. Soil Science Society of America Journal. 59 (4), (1995).
  40. Gardner, W. S., Bootsma, H. A., Evans, C., John, P. A. S. Improved chromatographic analysis of 15N:14N ratios in ammonium or nitrate for isotope addition experiments. Marine Chemistry. 48 (3-4), 271-282 (1995).

访问受限。请登录或开始试用以查看此内容。

重印与许可

标签

DNRA N2O
基于异化硝酸盐还原为铵的潜在速率测定14NH4+请提供需要翻译的源 HTML 内容，以便我根据您指定的严格规范进行专业级翻译。15NH4+通过连续转化为 N 的分析2O
联系我们
向图书馆推荐

隐私

使用条款

政策

版权所有 © 2026 MyJoVE Corporation。保留所有权利。