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通过长距离反向PCR检测活跃的嗜热LINE-1逆转座子活性

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DOI：

10.3791/59880

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2019年7月27日

 , 
1Systems Oncology Research Program, University of Helsinki, 2Department of Biochemistry and Developmental Biology, Medicum, University of Helsinki

本文内容

摘要

本文概述了一种基于PCR的简便检测方法，用于监测活跃的LINE-1逆转座子的活性，并在特定基因组中定位从头逆转座事件。利用MCF7细胞系，我们在此展示了该方法如何用于检测位于22q12.1位点的LINE-1的活性。

摘要

长散布核元件1（LINE-1）是人类基因组中唯一能够自主移动的可移动遗传元件家族。它们通过一种称为逆转座的过程实现移动，即首先转录生成mRNA中间体，再通过逆转录将该中间体插入基因组中。尽管LINE-1在正常细胞中处于沉默状态，但在多种上皮性肿瘤中却高度活跃。从头LINE-1插入事件可能驱动肿瘤发生，因此系统研究癌症中LINE-1的逆转座活动具有重要意义。在人类基因组中存在的约150个具备逆转座能力的LINE-1中，仅有少数几个位点（也被称为"活跃" LINE-1）负责在不同类型癌症中产生大多数从头LINE-1插入事件。我们开发了一种基于聚合酶链式反应（PCR）的简便方法，用于监测这些活跃LINE-1的逆转座活性。该方法基于长距离反向（LDI）-PCR，利用了3´端转导机制——即LINE-1可带动其侧翼非重复区域一同移动，随后可利用此特征识别源自特定活跃LINE-1的从头LINE-1 3´端转导事件。

引言

长散布核元件（LINE-1s）是一类称为逆转座子的可移动遗传元件，能够通过一种名为逆转座的“复制-粘贴”机制在基因组中独立地从一个位置转移到另一个位置。在进化过程中，人类基因组已积累了超过50万个LINE-1重复序列拷贝1然而，基因组中大多数的LINE-1拷贝均存在突变，因此无法通过逆转座方式进行移动；仅有约150个拷贝保留了完整且必要的DNA序列，使其具备移动能力2在正常的体细胞中，这些LINE-1的移动受到多种宿主因子的限制3这些限制在不同的上皮性肿瘤中得以解除，导致LINE-1去抑制，从而产生大量 从头合成 肿瘤基因组中的插入突变4. 一些与肿瘤相关的 从头合成 插入突变已被证实可导致基因发生插入性突变，从而驱动肿瘤进展5,6因此，能够绘制出肿瘤基因组中新的插入序列显得尤为重要。

目前检测de novo LINE-1插入的方法包括：(1) 全基因组测序方法4,7,8，该方法利用不同的计算算法从全基因组测序（WGS）数据中识别de novo LINE-1插入；或 (2) 靶向年轻且可能具有活性的LINE-1 3´端的高通量测序技术9,10,11,12,13。然而，利用这些方法在数千个高度相似的拷贝中识别新的插入事件远非易事，且由于肿瘤异质性以及与LINE-1插入相关的基因组改变，这一挑战进一步加剧4。

研究表明，仅有少数LINE-1元件负责 大部分 从头合成 肿瘤中观察到的LINE-1插入事件7,8因此，要判断特定肿瘤样本是否具有LINE-1活性，只需检测由少数高活性LINE-1位点引起的逆转座事件即可。本文介绍了一种基于聚合酶链式反应（PCR）的简便方法14 可用于监测位于某特定基因第一内含子中LINE-1位点活性的方法 TTC28 位于22q12.1的基因在结直肠癌中高度活跃7,8该LINE-1位点将被称为 TTC28-LINE-1 在整篇文章中。该检测方法特异性识别 从头合成 通过一种称为3´端转导的机制，将来源LINE-1的3´端侧翼区非重复序列 mobilize 的LINE-1逆转座事件153´端转导的发生是由于LINE-1的多聚腺苷酸化信号（PAS）较弱，导致转录机器跳过该信号，转而于下游更强的PAS处终止转录，从而捕获了侧翼的非重复序列（下文简称 "独特标签"）随后与LINE-1序列一同插入目标位置。Philippe等16 最近研究表明，不同细胞类型可表达不同的LINE-1位点。鉴于这一发现，该方法可用于监测表达水平最高的LINE-1的转座活性 他们的 目标癌症类型中的独特标签。

LDI-PCR 的第一步是使用一种限制性内切酶消化基因组 DNA，该酶可产生包含待检测 LINE-1（此处为 TTC28-LINE-1）及其独特标签的限制性片段（图 1）。随后，通过自连接将消化后的 DNA 环化，并利用位于独特标签内部的反向引物进行 PCR 扩增。通过该方法，始终会扩增出位于其"天然"位置的全长源 LINE-1，同时也会扩增出携带该独特标签、插入于不同靶位点的子代 LINE-1 插入事件（图 1），从而报告目标 LINE-1 的逆转座活性。

方案

本研究已获得赫尔辛基大学医院机构审查委员会和伦理委员会的批准。已从提供血样以演示本方案的受试者处获得签署的知情同意书。

1. 设计反向引物并选择限制性内切酶（生物信息学）

  1. 确定与 LINE-1 相关的唯一标签
    1. 从 L1Base 等 LINE-1 数据库中以 FASTA 格式下载 TTC28-LINE-1 序列17。TTC28-LINE-1 的 L1base 编号为 135。
    2. 包含 LINE-1 序列两侧各 5 kb 的侧翼序列，并在文字处理软件中对其进行注释。
      注：此处 LINE-1 侧翼序列以棕色字体标注，LINE-1 序列以灰色字体标注（补充文件）。
    3. 将选定 LINE-1 对应的 PAS 下游 1 kb 序列输入至 PAS 预测工具（如 polyadq18 或 Dragon PolyA spotter19），并标注该 1 kb 窗口内的所有多聚腺苷酸化信号。
      注：若在 1 kb 窗口内无 PAS，则继续在下游下一个 1 kb 窗口内搜索 PAS。TTC28-LINE-1 自身的弱 PAS 以粉红色高亮显示，下游 1 kb 窗口内的其他所有 PAS 以红色高亮显示（补充文件）。
    4. 将 LINE-1 对应 PAS 末端至下游最强 PAS 之间的序列标注为 "唯一标签"。
      注：TTC28-LINE-1 的 "唯一标签"以黄色高亮显示（补充文件）。
  2. 设计反向引物
    1. 将 "唯一标签"序列输入基于网页的引物设计工具（如 Primer 3（http://bioinfo.ut.ee/primer3-0.4.0/）或 NCBI 的 primer-BLAST（https://www.ncbi.nlm.nih.gov/tools/primer-blast/）），设计反向 PCR 引物。由于这些工具设计的引物对方向相对，适用于常规 PCR，因此需对引物对使用反向互补功能以实现反向 PCR。
      注：由于 LINE-1 转导在其 5´ 端被严重截短，且转导区域的大小高度可变，因此应尽量缩短两个反向引物之间的距离，可通过将 NCBI primer-BLAST 中的 "PCR 产物长度"参数设为最小值来实现。若唯一标签内存在多个 PAS，应设计对应不同 PAS 的多对引物。引物应设计在靠近 PAS 的位置，因为 LINE-1 插入起始于 RNA 中间体的 3´ 端，而 5´ 端则存在可变程度的截短。本例中设计了三对引物，分别以蓝绿色和绿色高亮显示，对应于 TTC28 LINE-1 唯一标签中的三个强多聚腺苷酸化信号（补充文件）。
  3. 选择限制性内切酶
    1. 使用 RestrictionMapper 等基于网页的工具对 LINE-1 序列及其上下游各 5 kb 的侧翼序列进行 in silico 消化。这将提供一份可切割该区域并产生不同限制性片段的限制性内切酶的完整列表。
    2. 选择在 LINE-1 原位点进行切割的限制性内切酶，具体要求如下：在 5´ 端，切割位点位于 LINE-1 5´ 端上游或 LINE-1 自身远端 5´ 端；在 3´ 端，切割位点位于 LINE-1 唯一标签的下游。
      注：所选限制性内切酶应不受 DNA 甲基化影响，可耐热失活，并产生彼此互补的交错 "黏性"末端。为演示 LDI-PCR，本研究使用了在 GAGCTC 位点切割 DNA 的 SacI 限制性内切酶，此处以浅绿色高亮显示（补充文件）。
    3. 记录所选限制性内切酶产生的限制性片段大小。该片段不应超过 12 kb，否则可能无法通过 PCR 有效扩增。

2. 为长距离反向PCR制备环状DNA模板

  1. DNA 提取与质量评估
    1. 使用市售的 DNA 提取试剂盒，按照制造商说明书从样本（肿瘤或血液）中提取基因组 DNA，确保获得适合 LDI-PCR 所需的高质量、高分子量 DNA。或者，也可采用苯酚:氯仿法提取高分子量 DNA20。
    2. 按照制造商说明书使用荧光计测定 DNA 浓度，并取 100 ng DNA 与 λ-HindIII DNA 分子量标记物一同在含溴化乙锭（0.5 µg/mL）的 1%（w/v）琼脂糖凝胶中，以 1× Tris-乙酸-EDTA（TAE）缓冲液在 4.5 V/cm 条件下电泳，以检测 DNA 的质量与数量21。
  2. 基因组 DNA 的消化
    1. 在冰上向 0.2 mL PCR 管中加入 20 单位 SacI 限制性内切酶、5 µL 10× 反应缓冲液（材料表）、最多 44 µL 含 100 ng DNA 的溶液，配制成终体积为 50 µL 的消化反应体系（大多数厂商提供的 1 µL 限制性内切酶足以完全消化 100 ng 基因组 DNA）。轻弹管壁混匀溶液，短暂离心。
    2. 使用热循环仪在 37 °C 孵育反应体系 1 小时，随后在 65 °C 加热失活 5 分钟。
  3. 消化后基因组 DNA 的自连
    1. 向 50 µL 消化产物（步骤 2.2.2 完成后）中加入 8 µL 10× T4 DNA 连接酶缓冲液、1 µL（5 单位）T4 DNA 连接酶和 21 µL 超纯水，使终反应体积为 80 µL。轻弹管壁混匀溶液，短暂离心。
    2. 在热循环仪中于 22 °C 孵育 10 分钟，随后在 65 °C 加热失活 10 分钟以终止反应。

3. 长距离反向PCR

  1. 通过梯度PCR确定引物退火温度
    1. 设置退火温度梯度为 (A-4) °C、(A-2) °C、A、(A+2) °C、(A+4) °C，其中 A 为理论退火温度 使用商业供应商提供的基于网络的工具计算的引物对退火温度。
      注意：部分制造商的热循环仪可能不支持手动设置温度梯度。在此情况下，可使用自动梯度设置，温度范围为（A-4）°C 至（A+4）°C。
    2. 在1.5 mL微量离心管中配制PCR主混合液，依次加入并混匀以下组分：4 µL 5x反应缓冲液、0.4 µL 10 mM dNTP、5 µL 2 µM PCR引物（正向与反向引物，于步骤1.3.1中设计）、每反应0.2 µL（0.1 U）DNA聚合酶。针对梯度中的每个退火温度，分别设置一个反应。
    3. 每个反应中，将19 µL主混合液分装至0.2 mL PCR管中，并加入1 µL（1.25 ng）在第2部分中制备的环状DNA模板。
      注意：使用由正常血液DNA环化自连生成的DNA作为模板，以避免在此优化步骤中消耗可能珍贵的肿瘤DNA。
    4. 在PCR仪上运行梯度PCR程序，具体如下：(i) 3分钟的单个循环 在98 °C（变性）；（ii）35个循环（98 °C下10 s [变性]，[A-4]至[A+4] °C温度梯度下20 s [退火]，72 °C下1−6 min [按预期PCR产物每千碱基30 s计算] [延伸]）；（iii）72 °C下10 min一个循环（最终延伸）。
    5. 在1%琼脂糖凝胶中电泳6 µL PCR产物21 在1x TAE缓冲液中以4.5 V/cm的电压进行电泳，分析在不同退火温度下获得的PCR产物。
    6. 选择能够产生与预期大小相符的PCR产物的退火温度。
  2. 检测 从头合成 肿瘤基因组中的LINE-1逆转座活性
    1. 使用反向PCR引物对对来自肿瘤样本的环状DNA模板（第2节）进行LDI-PCR。操作步骤与梯度PCR相同（第3.1节），但将温度梯度替换为最佳退火温度。
    2. 使用已知大小的PCR产物或按照步骤3.1.5的方法，通过琼脂糖凝胶电泳分析PCR产物。 "天然的" 应在每个反应中观察到对应于LINE-1在其天然位点的PCR产物。 从头合成 在所检测的肿瘤样本中，LINE-1 3´ 转导可表现为琼脂糖凝胶上大小不同的PCR产物，同时伴有天然的PCR产物。

4. 对 LDI-PCR 产物进行测序以确定 LINE-1 3´ 转导靶位点的身份

  1. 对每个LDI-PCR反应中产生的所有PCR扩增子进行单分子长读长测序，以鉴定这些LINE-1 3´转导事件的目标整合位点。
    注意：对 LDI-PCR 产物进行克隆和 Sanger 测序也是一种可行但较为繁琐的方法。
  2. 使用标准序列比对流程将单分子长读长测序平台产生的测序读段比对至参考基因组，然后利用 LDI-PCR 软件分析比对后的读段14 用于识别 从头合成 LINE-1 插入及其靶位点

结果

对于 TTC28-LINE-1，其对应的多聚腺苷酸化位点（PAS）下游1 kb窗口内存在多个PAS，因此将 TTC28-LINE-1 PAS 与其下游811 bp处最强PAS之间的区域视为 TTC28-LINE-1 的唯一标签。在此唯一标签区域设计了三对反向PCR引物，分别对应于存在的不同PAS14。我们选择了三种限制性内切酶：(i) NsiI，其切割位点位于 TTC28-LINE-1 的5´端上游，且在唯一标签的3´端外侧；(ii) SacI 和 (iii) PstI，其切割位点位于LINE-1最5´端内部，且在唯一标签的3´端外侧。这三种酶分别产生10,288 bp、5,699 bp和6,305 bp的限制性片段。

为了演示该方法，我们对从MCF7细胞系中提取的DNA进行了LDI-PCR。该乳腺癌细胞系此前已有报道显示具有 TTC28- LINE-1 活性16为简便起见，我们使用一种限制性内切酶构建了环状DNA模板， Sac我从三对引物中选取一对进行了LDI-PCR表1检测 从头合成 源于LINE-1的插入突变 TTC28-第1行-

通过琼脂糖凝胶电泳确保从MCF7细胞系提取的DNA具有高质量（图2）。完整且高分子量的DNA条带表明基因组DNA的质量适合本实验。如果观察到弥散的条带，则表明提取的DNA质量较差，这将影响后续实验操作。

图3 显示了一次梯度PCR实验的代表性结果，该实验旨在确定TTC28-LINE-1反向引物对的最佳退火温度。本反应使用经SacI酶切后自连接形成环状DNA模板的血液基因组DNA。在62、64和66 °C下均出现一条大小符合预期（5,649 bp）且特异性很高的PCR产物，表明该引物对的最佳退火温度范围为62−66 °C。

我们通过使用 SacI 限制性内切酶消化 MCF7 基因组 DNA，随后进行自连接，构建了一个环状 DNA 模板。图 4 显示，在 MCF7 细胞系中发生了 TTC28-LINE-1 3´ 转导事件：从头插入事件可表现为大小不同的 LDI-PCR 产物，同时伴有已知大小（5,649 bp）的天然 PCR 产物。为了确定从头靶位点的基因组坐标，可对 PCR 扩增产物进行测序（见方案第 4 部分）。

figure-results-1
图1：利用LDI-PCR检测LINE-1 3´端转导的总体流程。 首先使用限制性内切酶对基因组DNA进行消化（步骤I），然后进行自连（步骤II），形成环状DNA模板。随后，使用针对目标LINE-1独特标签区域设计的反向PCR引物（引物靶向位于LINE-1自身较弱的PAS（粉色）与下游较强PAS（红色）之间的序列）进行反向PCR扩增（步骤III）。请点击此处查看该图的放大版本。

figure-results-2
图2：提取DNA的质量评估。 将从MCF7细胞系提取的100 ng DNA以及来自一名正常个体的血液DNA（作为对照样本）与标记为M的1 µL和2 µL λ DNA/HindIII Marker一同进行电泳分析。请点击此处查看该图的放大版本。

figure-results-3
图3：梯度PCR以确定反向PCR引物（表1）的最佳退火温度。 使用退火温度范围为56至60℃的反向引物对进行LDI-PCR 66 °C 在62−处显示一条明显的PCR产物条带66 °C绿色箭头指示未来实验所选的退火温度。通过用限制性内切酶消化正常个体的血液基因组DNA获得的环状DNA模板 SacI 随后进行自连用于此优化步骤。M，marker（1 kb plus DNA Ladder）。 请点击此处以查看此图的放大版本。

figure-results-4
图4：通过LDI-PCR鉴定源自LINE-1 3´端转导的序列 TTC28-第1行- 通过用限制性内切酶消化MCF7和正常个体血液的基因组DNA获得的环状DNA模板 Sac通过反向引物在最佳退火温度下对I随后进行自连接的产物进行扩增。 "天然的" 预期大小（5,649 bp）的PCR产物（以星号标记）在MCF7 DNA和正常血液DNA中均被检测到，而MCF7还产生了不同大小的额外PCR产物，表明 从头合成 LINE-1 逆转座。M，标记物（1 kb DNA ladder）。 请点击此处以查看此图的放大版本。

引物名称序列 (5´→ 3´)
L1_001 (rev)TTCACTAAGCATGTATGTGGAAAAC
L1_002 (fwd)CCCAAAATATACCCAATTACTGGCA

表1：为TTC28-LINE-114的独特标签设计的反向PCR引物对。

补充文件。  请点击此处下载该文件。

讨论

本文描述了一种可用于鉴定源自任意感兴趣活性LINE-1的de novo LINE-1插入事件的方法。我们已针对位于22q12.1的一个高活性LINE-1对该方法进行了优化，并先前证明其在检测结直肠癌中亚克隆插入事件时具有高度敏感性14。

LDI-PCR 的成功依赖于基因组 DNA 的质量。因此，我们增加了一个额外的质量控制步骤，以确保在实验开始时存在高分子量的 DNA（步骤 2.1.2）。我们建议将基因组 DNA 长期保存于 -20 °C，并分装成若干 aliquot，以避免反复冻融。强烈建议使用来自血液或患者匹配的正常组织的基因组 DNA，以区分所检测到的 LINE-1 逆转座事件是种系事件还是体细胞事件。由于限制性内切酶在基因组中的切割位点具有随机性，有可能某一特定 从头合成 LINE-1插入位点附近可能不含有所用限制性内切酶的任何切割位点。因此，为了提高检测到大多数LINE-1插入事件的可能性 从头合成 在肿瘤DNA中检测LINE-1插入时，应使用多种限制性内切酶分别进行反应，以生成不同的环状DNA模板文库。此外，若目标LINE-1的唯一标签含有多个PAS位点，则使用位于各PAS位点附近的引物对可提高检测严重截短型转导事件的几率。

尽管已有精巧的方法可用于全基因组范围的检测 从头合成 如果存在大量LINE-1插入，当研究目标是探究特定细胞环境中某一特定LINE-1的逆转座能力时，这些插入可能会造成干扰。针对这一目的，LDI-PCR是一种经济、简便且可靠的可视化LINE-1逆转座事件的方法。该方法所采用的靶向策略与TS-ATLAS相似。22；然而，LDI-PCR 避免了使用接头寡核苷酸，且能够扩增 5´ 和 3´ 两端的连接区域 从头合成 LINE-1插入事件的同时，通过将LDI-PCR与单分子长读长测序技术相结合，可获取LINE-1插入的5´和3´连接处信息、整合靶位点、polyA尾以及靶位点修饰等所有这些LINE-1逆转座的典型特征。由此产生的长读长序列在单个读段中包含了插入的LINE-1序列、其独特标签及靶序列，从而避免了短读长在重复区域比对时所面临的困难。

使用LDI-PCR检测LINE-1活性存在两个主要局限性。第一，该局限性源于PCR技术本身：PCR只能可靠地扩增长度不超过10 kb的片段。因此在选择限制性内切酶时需加以考虑，确保原始片段长度不超过此上限。第二，该方法仅能检测通过3′转导机制带动LINE-1 3′侧翼区移动的逆转座事件。因此，不具备3′转导活性的LINE-1将无法通过此方法被检测到。此外，尽管某些LINE-1逆转座事件可被LDI-PCR扩增，但以下两类情况仍可能无法通过琼脂糖凝胶电泳检测：(a) 产生的PCR扩增片段大小与"原始"位置或其他逆转座事件的产物相近；(b) 发生频率极低或为亚克隆事件。此类LINE-1逆转座事件可通过单分子长读长测序技术对LDI-PCR产物进行测序而得以捕获14。

通过选用合适的限制性内切酶，并设计靶向这些“热点”LINE-1的反向引物，本文所述的工作流程可轻松改造用于检测其他"hot" LINE-1的活性。除了检测LINE-1介导的3´端转导外，该方法还可调整用于检测发生频率较低的LINE-1介导的5´端转导23。类似的方法已被用于鉴定基于细胞实验中LINE-1报告基因的整合位点24，以及癌症中的前病毒整合位点25。除LINE-1插入事件外，该方法还可用于检测其他基因组异常，例如DNA重排，前提是已知存在易发生重排的基因组区域信息26。

披露

作者无任何利益冲突需要披露。

致谢

我们感谢在首次描述本方法的文章中的所有合著者14，特别是Tatiana Cajuso、Kimmo Palin、Outi Kilpivaara和Esa Pitkänen，在方法开发过程中给予的宝贵讨论。L.K.的研究由芬兰科学院（资助号：25996、292789、306026和314394）、西格丽德·尤塞柳斯基金会以及芬兰癌症协会资助。B.P.获得了赫尔辛基大学研究基金会博士生奖学金、芬兰癌症协会论文资助以及Ida Montinin Säätiö的博士研究资助。我们还感谢赫尔辛基大学的Teemu Masalin以及L.K.研究团队的Kul Shrestha在视频制作过程中给予的协助。

材料

本文使用的材料清单
姓名公司目录编号评论
1 Kb DNA LadderNew England BiolabsN3232L
10 mM dNTP赛默飞世尔科技18427013
乙酸赛默飞世尔科技64-19-7用于配制TAE缓冲液
琼脂糖BioNordikaBN-50004
血液样本（冷冻）用于对照 PCR 的健康个体血样
ChemiDoc XRS+ 系统Bio-rad1708265
DNA上样缓冲液（6X）赛默飞世尔科技R0611
DNeasy 血液 & 组织试剂盒Qiagen69504
溴化乙锭伯乐（Bio-rad）161-0433
乙二胺四乙酸（EDTA）赛默飞世尔科技25102-12-9用于配制TAE缓冲液
FastDigest缓冲液赛默飞世尔科技B64
FastDigest SacI赛默飞世尔科技FD1133
Generuler 1 Kb plus DNA Ladder赛默飞世尔科技SM1331
GeneRuler Lambda DNA/HindIII Marker, 2赛默飞世尔科技SM0103
微型亚基 细胞GT细胞Bio-rad1704406
Phusion Green Hot Start II 高保真 DNA 聚合酶赛默飞世尔科技F537L
PowerPac Basic 电源供应器伯乐（Bio-rad）1645050
Quantus 荧光仪PromegaE6150
T4 DNA连接酶赛默飞世尔科技EL0011
Tear-A-Way 96/8，96孔PCR板4titude4ti-0750/TA
三(羟甲基)氨基甲烷赛默飞世尔科技77-86-1用于配制TAE缓冲液
Veriti 热循环仪应用生物科学4375786

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