本文介绍了一种在已建立的主动脉缩窄小鼠模型中进行外科主动脉去绑扎的逐步操作方案。该手术不仅可用于研究左心室逆向重构和肥厚消退的潜在机制，还可用于测试可能加速心肌功能恢复的新型治疗策略。
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摘要
摘要
为了更好地理解左心室（LV）逆向重构（RR），我们描述了一种啮齿类动物模型，即在主动脉缩窄诱导的左心室重构后，通过解除主动脉缩窄使小鼠发生逆向重构。本文中，我们详细阐述了在小鼠中实施微创外科主动脉去缩窄手术的逐步操作流程。随后采用超声心动图评估左心室重构及逆向重构过程中心脏肥厚与功能障碍的程度，并据此确定最佳的主动脉去缩窄时机。在实验方案结束时，进行终末期血流动力学检测以评估心脏功能，并采集样本用于组织学研究。结果显示，去缩窄手术的术后存活率可达70–80%。此外，在去缩窄两周后，心室后负荷显著降低，触发心室肥厚（约减少20%）和纤维化（约减少26%）的消退，并通过左心室充盈压和舒张末期压力（E/e' 和 LVEDP）的正常化，实现舒张功能障碍的恢复。主动脉去缩窄是一种研究啮齿类动物左心室逆向重构的有效实验模型。不同个体间心肌恢复程度存在差异，从而模拟了临床情境下（如主动脉瓣置换术）所观察到的逆向重构多样性。我们总结认为，主动脉缩窄/去缩窄模型是揭示逆向重构机制（特别是心肌肥厚消退和舒张功能恢复）的重要工具。
引言
在小鼠中对横行或升主动脉进行缩窄是一种广泛使用的实验模型，用于研究压力超负荷诱导的心肌肥厚、舒张功能障碍和收缩功能障碍以及心力衰竭1,2,3,4。主动脉缩窄最初会引起代偿性左心室（LV）向心性肥厚，以使室壁应力恢复正常1。然而，在某些情况下，例如长期心脏超负荷，这种肥厚不足以降低室壁应力，从而引发舒张和收缩功能障碍（病理性肥厚）5。与此同时，细胞外基质（ECM）发生改变，导致胶原沉积和交联，这一过程称为纤维化，可进一步分为替代性纤维化和反应性纤维化。在大多数情况下，纤维化是不可逆的，并会影响超负荷解除后心肌功能的恢复6,7。然而，近期的心脏磁共振成像研究表明，反应性纤维化在长期过程中可能有所消退8。总体而言，纤维化、肥厚和心脏功能障碍共同构成了一种称为心肌重构的过程，该过程会迅速进展为心力衰竭（HF）。
了解心肌重构的特征已成为限制或逆转其进展的主要目标，后者被称为逆向重构（RR）。RR这一术语包括任何通过特定干预措施长期逆转的心肌改变，例如药物治疗（如降压药物）、瓣膜手术（如主动脉瓣狭窄）或心室辅助装置（如慢性心力衰竭）。然而，由于持续存在的肥厚或收缩/舒张功能障碍，RR常常不完全。因此，RR潜在机制的阐明以及新的治疗策略仍然缺乏，这主要是由于在大多数患者中无法获取和研究RR过程中的心肌组织。
为了克服这一局限性，啮齿类动物模型在深入理解心力衰竭进展相关信号通路方面发挥了重要作用。具体而言，对主动脉缩窄小鼠进行主动脉去结扎是一种研究不良左心室重构9和恢复性重构（RR）10,11分子机制的有效模型，因为它允许在这两个阶段的不同时间点采集心肌样本。此外，该模型为验证可能促进或加速恢复性重构的新型治疗靶点提供了理想的实验平台。例如，在主动脉瓣狭窄背景下，该模型有助于揭示导致心肌反应多样性（即恢复性重构是否完全）的分子机制6,12，同时也有助于确定最佳的瓣膜置换时机，而后者正是当前认知中的主要不足之处。事实上，关于该干预措施的最佳时机仍存在争议，主要原因在于目前的判断标准主要依赖于主动脉压力梯度的大小。多项研究表明，依据该标准确定的时间点可能已过于滞后，无法实现心肌的有效恢复，因为此时心肌纤维化和舒张功能障碍往往已经存在12。
据我们所知，这是唯一一种能够重现心肌重塑和RR过程的动物模型，这些过程分别发生在主动脉瓣狭窄或高血压患者接受瓣膜置换术或开始使用降压药物治疗之前和之后。
为了应对上述总结的挑战，我们描述了一种可在小鼠和大鼠中实施的外科动物模型，该模型考虑了这两个物种之间的差异。我们详细阐述了实施这些手术的主要步骤和关键细节。最后，我们报告了左心室（LV）在限制性窦道（RR）发生前及整个过程中发生的最显著变化。
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方案
所有动物实验均符合《实验动物护理和使用指南》（NIH 出版物编号 85–23，2011 年修订版）以及葡萄牙动物福利法（DL 129/92，DL 197/96；P 1131/97）。本实验方案已获得主管地方当局批准（编号 018833）。7 周龄雄性 C57B1/J6 小鼠饲养在合适的笼具中，环境保持 12/12 小时光照-黑暗循环，温度 22 °C，湿度 60%，可自由获取饮水和标准饲料。
1. 手术区域的准备
- 用70%酒精消毒手术部位，并在手术区域铺上一次性手术台布。
- 手术前对所有器械进行灭菌。
注意：本操作需要以下器械：显微外科剪刀、2把精细弯头镊子、3把精细直头镊子、手术刀、小镊子、角形解剖剪刀、持针器、超细结扎辅助工具、2把止血钳，最后强烈推荐使用磁性固定牵开系统（图1A）。 - 将26 G钝头针的尖端弯曲成90°，以便更方便地接近主动脉。26 G针可在主动脉上造成直径为0.45 mm的狭窄（图1B）。
- 将加热垫温度调节至37 ± 0.1 °C。
2. 小鼠准备与插管
- 将年轻的 C57B1/J6 小鼠（20–25 g）置于锥形管中，通过吸入8% 七氟烷（氧气流速为0.5–1.0 L/min，100% O2）进行麻醉。
- 通过夹捏足趾观察缩足反射，检测麻醉深度。
- 将小鼠仰卧位固定于倾斜板上，进行经口气管插管。
- 将小鼠转移至加热垫，并迅速将经口气管导管连接至呼吸机，开始机械通气。
- 调节呼吸机参数，设置呼吸频率为160次/分钟，潮气量为10 mL/kg。
3. 手术准备（适用于缩窄术和去缩窄术）
- 将小鼠从颈部至胸部中段区域剃毛，并涂抹脱毛膏。
- 在动物眼睛上涂抹眼用凝胶，以防止角膜干燥。
- 插入直肠探头以监测体温，将血氧仪探头置于足垫或尾部以监测血氧饱和度和心率。
注意：麻醉会引起显著的低体温，因此在手术过程中维持正常体温至关重要，以避免心率迅速下降。 - 使用七氟烷（2.0 - 3.0%）维持麻醉状态。通过检查足趾夹捏反射是否消失来确认麻醉深度。
- 将小鼠置于加热垫上，呈右侧卧位，并用胶带将其四肢固定于磁性固定牵引系统，以确保手术过程中动物保持正确体位（图2，图3A）。
- 用70%乙醇对小鼠胸部进行消毒，随后使用聚维酮碘溶液再次消毒。
4. 升主动脉缩窄手术
注意：详细的实验方案请参见2,3,4,13。
- 使用一次性刀片，在左侧腋窝水平下方做一约0.5 cm的小切口，分离皮肤。
- 轻柔地解剖并分离胸肌及其他肌肉层，直至肋骨可见。使用精细镊子，避免切割肌肉。
- 在显微镜下辨认肋间隙，在第2肋间隙之间做一个小切口nd 和 3rd 用精细镊子夹住肋间隙。
- 通过放置胸腔牵开器来牵开肋骨（图2A).
- 使用小镊子轻轻解剖并分离胸腺叶，直至升主动脉可见。
注意：应备好棉签，以防出血。若出现明显出血（如乳腺动脉出血），应皮下注射温热的无菌生理盐水。 - 使用小镊子轻轻解剖主动脉。
注意：当主动脉周围无脂肪或其他粘连组织，且可用小弯钳轻松环绕血管时，即视为主动脉已分离。 - 主动脉夹层发生后，使用结扎辅助工具和弯钳在主动脉周围放置7-0聚丙烯缝线结扎线图2B).
- 将钝化的26 G针头与主动脉平行放置（针尖指向小鼠头部）图2B）。对于体重为20-25 g的小鼠，该针头可诱导出可重复的65-70%主动脉缩窄。
- 用两把镊子协助，在主动脉和26 G针头周围各打2个松结（图2B).
- 拧紧 1st 结，紧接着是2nd 结。短暂确认缩窄位置正确后，迅速移除针头以恢复主动脉血流。最后，做一个3rd 结（BA组）。
- 将胸腺和肌肉复位至初始位置。
- 进行假手术操作，除在主动脉周围留置松散的缝线外，其余步骤与缩窄手术完全相同（SHAM组）。
- 剪断缝线末端，移除胸腔牵开器。
注意：缝线末端过短可能增加在主动脉压力下结松脱的风险，而末端过长则可能使去带环过程风险升高，因为缝线与左心房之间可能形成粘连。 - 使用6-0聚丙烯缝线，采用间断或连续缝合方式关闭胸壁，缝合针数应尽可能少。在呼气末暂停呼吸机输出2秒，使肺处于充气状态，此时打紧最后一道胸壁结，以重新扩张肺部。
- 使用6-0丝线/聚丙烯缝线，以连续缝合方式缝合皮肤。
注：若使用较新型的呼吸机，可将其设置为在吸气相暂停（Setup-Advanced-Pause-Inspiration）
5. 术后护理
- 将聚维酮碘溶液涂抹于皮肤缝合部位。
- 为达到适当的镇痛效果，以0.1 mg/kg剂量皮下注射布托啡诺，每日两次，直至动物完全恢复（通常为手术后2–3天）。
- 腹腔注射无菌生理盐水，以预防手术期间因大量出血导致的脱水。
- 关闭麻醉机（无需拔除气管插管），等待动物恢复反射（胡须运动为苏醒信号） 并开始自主呼吸。
- 拔除气管套管。
- 将动物置于37 °C培养箱中恢复。
- 待动物完全恢复后，将其送回12小时光照/12小时黑暗循环的饲养室。
6. 主动脉去绑手术
- 七周后，对一半的BA大鼠进行主动脉解扎手术 动物，并从一半的SHAM小鼠中移除松散的缝线，从而形成两个新组—— 去带化（DEB）和去带化SHAMA（DESHAM），分别。DESHAM 代表DEB组的对照（图4).
- 重复上述所有步骤 2.1 至 3.6。
- 轻柔地解剖主动脉周围的组织、粘连和纤维化，直至显露出其狭窄部位。
- 仔细解剖主动脉，并将缝线从主动脉上分离。使用斜头单探针弹簧剪刀剪断缝线。图3B).
- 使用6-0聚丙烯缝线，采用最少数量的间断或连续缝合，关闭胸壁。
注意：肺部充气时应收紧最后一针胸腔缝线，以避免气胸。 - 使用6-0丝线/聚丙烯缝线，以连续缝合方式缝合皮肤。
- 按照第5节中提到的所有术后护理步骤进行操作。
- 两周后处死动物。
7. 超声心动图在活体评估心脏功能和左心室肥厚中的应用
- 每2-3周进行一次超声心动图检查，以监测心肌肥厚和心脏功能的进展情况。
- 通过鼻罩吸入5%七氟烷对动物实施麻醉，方法如前所述。通过将麻醉浓度降低至2.5%来调节麻醉深度。
- 从颈部至胸部中段区域剃毛并涂抹脱毛膏。
- 将动物置于加热垫上，并连接心电图电极。确保获得良好的心电图信号，并将心率维持在300至350次/分钟之间。
- 监测体温（约37 °C）。
- 涂抹超声耦合剂，并将动物置于左侧卧位。
- 启动超声心动图仪并调整仪器设置。
- 将超声探头置于胸壁上方。
- 分别在缩窄术和解除缩窄术后7周和2周评估跨缩窄部位的压力梯度。将探头置于左心室长轴切面，声束对准主动脉。按下PW按钮以启动脉冲波多普勒超声心动图检查。缩窄术后7周，缩窄组动物的主动脉压力梯度将>25 mmHg。
- 记录二维引导下的主动脉图像，显示升主动脉是否存在缩窄，以从解剖学角度直观评估缩窄与解除缩窄的效果。
注：如果具备彩色多普勒模式，可在缩窄部位观察到湍流信号。 - 通过将探头置于乳头肌水平的左心室短轴切面，并按下M型扫描按钮，观察舒张期（D）和收缩期（S）的左心室前壁（LVAW）、左心室内径（LVD）及左心室后壁（LVPW），以评估心肌肥厚情况（图5）。
- 评估收缩功能，并按先前所述方法计算射血分数和缩短分数14,15。
- 通过以下方法评估舒张功能：1）采用心尖四腔切面，在二尖瓣叶上方，测定脉冲波多普勒早期和晚期二尖瓣血流速度峰值（分别为E波和A波）；2）采用脉冲组织多普勒成像（pulsed-TDI）和心尖四腔切面，记录二尖瓣外侧环心肌的舒张早期（E'）和收缩期峰值（S'）速度（图5）。
- 每项参数至少连续记录三个心动周期，后续对这些数值进行平均处理。
8. 血流动力学评估
- 在实验方案结束时（图4），按照第7节所述进行最终的超声心动图检查，然后进行终末血流动力学评估。
- 重复步骤2.1至3.6。
- 插管右侧颈静脉，并以64 mL/kg/h的速度灌注无菌生理盐水。
- 将动物略微向左侧旋转，在剑突水平处做皮肤切口。
- 使用镊子或剪刀将皮肤与肌肉分离。
- 在剑突水平处，于左侧肋骨之间做侧向切口。
- 行左侧肋间开胸术以充分暴露心脏。
注意：为避免出血和肺损伤，可在插入剪刀前将棉签置入胸腔，轻推肺组织，并在拟剪切部位左右两侧各夹一把止血钳。 - 将压力-容积（P-V）环导管在37 °C水浴中预热。
- 校准导管（设置系统、通道参数，选择正确的压力和容积通道，设定单位）。
- 将导管从心尖插入左心室（LV），确保容积传感器位于主动脉瓣与心尖之间。可通过超声心动图评估容积（图5）。压力-容积环的可视化有助于确认导管位置正确（图6）。
- 让动物稳定20–30分钟，期间压力-容积环形状无明显变化。
- 在呼气末暂停通气，采集基线记录数据（图6）。以1,000 Hz频率连续采集数据，后续使用适当软件进行离线分析。
- 在注射高渗盐水团注（10%，10 µL）后，计算并行电导。
- 在麻醉状态下，通过放血处死动物，收集血液并离心。
- 最后，切除并收集 心脏。分别称量心脏、左心室和右心室重量，并立即将样本置于液氮或福尔马林中，分别用于后续分子生物学或组织学研究。
9. 大鼠主动脉缩窄/去缩窄手术操作
- 使用22 G针头和6-0聚丙烯缝线对年轻的Wistar大鼠（70–90 g）进行主动脉缩窄手术。
- 分别采用3–4%七氟烷麻醉和0.05 mg/kg布托啡诺镇痛，确保适当的麻醉和镇痛程序。
- 进行超声心动图检查时，确保心率始终高于300次/分钟（理想范围为300至350次/分钟）。
- 在步骤8.9之前，轻柔分离大鼠主动脉，并在其周围放置血流探头以测量心输出量。主动脉血流探头是大鼠实验中的金标准方法。
- 进行血流动力学评估时，插管颈静脉或股静脉以进行液体输注（32 mL/kg/h）。
- 将压力-容积导管SPR-1035更换为SPR-847或SPR-838，其尺寸更适用于大鼠心室的解剖结构。
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结果
术后及远期生存率
缩窄术的围手术期存活率为80%，术后第一个月内的死亡率通常为 <20%。如前所述，去环手术的成功率在很大程度上取决于先前手术的侵入程度。经过学习曲线后，去环手术过程中的死亡率约为25%。该死亡率主要归因于手术过程中发生的死亡事件，包括主动脉或左心房破裂（在大鼠中，两种手术的存活率均较高）。
主动脉缩窄与心肌重塑
通过左心室收缩末期压力（LVESP）升高以及多普勒主动脉血流速度 >2.5 m/s 来验证主动脉缩窄手术的成功，后者根据改良伯努利方程对应于25 mmHg的压力阶差（图5）。与假手术小鼠相比，在术后7周内，缩窄导致左心室肥厚，表现为左心室质量增加（表1 和 图5），并伴有舒张功能受损，表现为充盈压升高（二尖瓣早期充盈峰值流速（E）与早期舒张期二尖瓣环速度（E'）的比值（E/e'）、左心室舒张末期压力（LVEDP）升高...
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讨论
本文提出的模型分别模拟了主动脉缩窄及去缩窄后左心室重构和心功能恢复的过程。因此，该模型是深入研究不良左心室重构相关分子机制以及验证可促进此类患者心肌功能恢复的新型治疗策略的理想实验模型。本方案详细阐述了如何采用一种微创且高度保守的外科技术，建立啮齿类动物主动脉缩窄及去缩窄的动物模型，以减少手术创伤。
该方案中最关键的步骤与主动脉缩窄术中的手术侵入程度有关。后续主动脉去缩窄手术的成功在很大程度上依赖于一种微创的缩窄操作，该操作应避免对主动脉周围组织造成损伤和纤维化，因此必须采用创伤更小的方法（表 2）。缝线内埋与更轻度的左心室肥厚和更好的心脏功能相关16（表 2），但也使得去缩窄操作在不引起主动脉破裂的情况下难以实施。在本研究中，我们尝试使用丝线，因为它在缩窄部位会产生更多的瘢痕组织，从而诱发更稳定的压力超负荷状态。然而，在我们的操作中，使用丝线时去缩窄手术更具挑战性，因为丝线为多股缝线，使其从主动脉上完全移除更加困难。尽管如此，这些问题属于技术性因素，具有显著的方案依...
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致谢
作者感谢葡萄牙科学技术基金会（FCT）、欧盟、国家战略参考框架（QREN）、欧洲区域发展基金（FEDER）以及竞争力操作计划（COMPETE）对UnIC（UID/IC/00051/2013）研究单位的资助。本项目获得FEDER通过COMPETE 2020——竞争力与国际化操作计划（POCI）的支持，以及由葡萄牙2020合作协议框架下北部葡萄牙地区运营计划（NORTE 2020）资助的DOCNET项目（NORTE-01-0145-FEDER-000003）的支持，并通过欧洲区域发展基金（ERDF）以及欧洲结构和投资基金支持的NETDIAMOND项目（POCI-01-0145-FEDER-016385）和里斯本地区2020运营计划获得资助。Daniela Miranda-Silva 和 Patrícia Rodrigues 由葡萄牙科学技术基金会（FCT）提供博士研究奖学金资助（编号分别为SFRH/BD/87556/2012 和 SFRH/BD/96026/2013）。
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材料
| 姓名 | 公司 | 目录编号 | 评论 |
|---|---|---|---|
| 吸收棒 | F.S.T | 18105-03 | 用于手术过程中吸收液体 |
| 刀片 | F.S.T | 10011-00 | 用于进行皮肤切口 |
| 布托啡诺 | Buprelieve | 镇痛药物 | |
| 电凝器 | F.S.T | 18010-00 | 用于防止失血过多 |
| 电凝器头端 | F.S.T | 18010-01 | 用于防止失血过多 |
| 棉签 | Johnson's | 用于手术过程中吸收液体 | |
| 脱毛膏 | Veet | 用于动物脱毛 | |
| 一次性手术台覆盖布 | MEDKINE | DYND4030SB | 用于覆盖手术区域 |
| 超声探头 | Siemens | Sequoia 15L8W | 超声信号采集 |
| 超声心动图仪 | Siemens | Acuson Sequoia C512 | 超声信号采集 |
| 呼气末 CO2 监测仪 | Kent Scientific | CapnoStat | 用于监测呼出气体饱和度 |
| 镊子 | F.S.T | 11255-20 | 用于分离组织和主动脉 |
| 镊子 | F.S.T | 11272-30 | 用于分离组织和主动脉 |
| 镊子 | F.S.T | 11151-10 | 用于分离组织和主动脉 |
| 镊子 | F.S.T | 11152-10 | 用于分离组织和主动脉 |
| 气体麻醉系统 | Penlon Sigma Delta | 用于麻醉和机械通气 | |
| 止血钳 | F.S.T | 13010-12 | 用于在收紧主动脉前固定缝线 |
| 止血钳 | F.S.T | 13011-12 | 用于在收紧主动脉前固定缝线 |
| 结扎辅助工具 | F.S.T | 18062-12 | 用于在主动脉周围放置缝线 |
| 磁性牵开器 | F.S.T | 18200-20 | 用于帮助动物保持正确体位 |
| 持针器 | F.S.T | 12503-15 | 用于缝合动物 |
| 26G 针头 | B-BRAUN | 4665457 | 用作主动脉缩窄直径的模具 |
| 氧气 | Air Liquide | 用于麻醉和机械通气 | |
| 聚丙烯缝线 | Vycril | W8304/W8597 | 用于动物缝合及进行缩窄操作 |
| 聚维酮碘溶液 | Betadine® | 皮肤消毒剂 | |
| PowerLab | Millar instruments | ML880 PowerLab 16/30 | PV 环信号采集 |
| 脉搏血氧仪 | Kent Scientific | MouseStat | 用于监测心率和血液氧饱和度 |
| PVAN 软件 | Millar Instruments | 用于分析血流动力学数据 | |
| PV 环导管 | Millar instruments | SPR-1035. 1.4 F | PV 环信号采集 |
| 牵开器 | F.S.T | 17000-01 | 用于更好地暴露主动脉视野 |
| 手术刀柄 | F.S.T | 10003-12 | 用于进行皮肤切口 |
| 剪刀 | F.S.T | 15070-08 | 用于去缩窄手术中剪断缝线 |
| 剪刀 | F.S.T | 14084-09 | 用于手术过程中剪切其他材料，例如缝线、纸张 |
| 七氟烷 | Baxter | 533-CA2L9117 | |
| 温度控制模块 | Kent Scientific | RightTemp | 用于控制动物体温 |
| 呼吸机 | Kent Scientific | PhysioSuite | 用于动物通气 |
| 水浴锅 | Thermo Scientific™ | TSGP02 | 用于维持适宜水温以加热 P-V 环导管 |
参考文献
- Arany, Z., et al. Transverse aortic constriction leads to accelerated heart failure in mice lacking PPAR-gamma coactivator 1alpha. Proceedings of the National Academy of Science U. S. A. 103 (26), 10086-10091 (2006).
- Tavakoli, R., Nemska, S., Jamshidi, P., Gassmann, M., Frossard, N. Technique of Minimally Invasive Transverse Aortic Constriction in Mice for Induction of Left Ventricular Hypertrophy. Journal of Visualized Experiment. (127), e56231(2017).
- Zaw, A. M., Williams, C. M., Law, H. K., Chow, B. K. Minimally Invasive Transverse Aortic Constriction in Mice. Journal of Visualized Experiment. (121), e55293(2017).
- Rockman, H. A., et al. Segregation of atrial-specific and inducible expression of an atrial natriuretic factor transgene in an in vivo murine model of cardiac hypertrophy. Proceedings of the National Academy of Science. 88 (18), 8277-8281 (1991).
- Koide, M., et al. Premorbid determinants of left ventricular dysfunction in a novel model of gradually induced pressure overload in the adult canine. Circulation. 95 (6), 1601-1610 (1997).
- Rodrigues, P. G., Leite-Moreira, A. F., Falcao-Pires, I. Myocardial reverse remodeling: how far can we rewind. American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 310 (11), 1402-1422 (2016).
- Weidemann, F., et al. Impact of myocardial fibrosis in patients with symptomatic severe aortic stenosis. Circulation. 120 (7), 577-584 (2009).
- Bing, R., et al. Imaging and Impact of Myocardial Fibrosis in Aortic Stenosis. JACC Cardiovascular Imaging. 12 (2), 283-296 (2019).
- Conceicao, G., Heinonen, I., Lourenco, A. P., Duncker, D. J., Falcao-Pires, I. Animal models of heart failure with preserved ejection fraction. Netherlands Heart Journal. 24 (4), 275-286 (2016).
- Weinheimer, C. J., et al. Load-Dependent Changes in Left Ventricular Structure and Function in a Pathophysiologically Relevant Murine Model of Reversible Heart Failure. Circulation Heart Failure. 11 (5), 004351(2018).
- Bjornstad, J. L., et al. A mouse model of reverse cardiac remodelling following banding-debanding of the ascending aorta. Acta Physiologica (Oxford). 205 (1), 92-102 (2012).
- Yarbrough, W. M., Mukherjee, R., Ikonomidis, J. S., Zile, M. R., Spinale, F. G. Myocardial remodeling with aortic stenosis and after aortic valve replacement: mechanisms and future prognostic implications. Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 143 (3), 656-664 (2012).
- deAlmeida, A. C., van Oort, R. J., Wehrens, X. H. Transverse aortic constriction in mice. Journal of Visualized Experiment. (38), 1729(2010).
- Hamdani, N., et al. Myocardial titin hypophosphorylation importantly contributes to heart failure with preserved ejection fraction in a rat metabolic risk model. Circulation: Heart Failure. 6 (6), 1239-1249 (2013).
- Li, L., et al. Assessment of Cardiac Morphological and Functional Changes in Mouse Model of Transverse Aortic Constriction by Echocardiographic Imaging. Journal of Visualized Experiment. (112), e54101(2016).
- Lygate, C. A., et al. Serial high resolution 3D-MRI after aortic banding in mice: band internalization is a source of variability in the hypertrophic response. Basic Research in Cardiology. 101 (1), 8-16 (2006).
- Platt, M. J., Huber, J. S., Romanova, N., Brunt, K. R., Simpson, J. A. Pathophysiological Mapping of Experimental Heart Failure: Left and Right Ventricular Remodeling in Transverse Aortic Constriction Is Temporally, Kinetically and Structurally Distinct. Frontiers in Physiology. 9, 472(2018).
- Garcia-Menendez, L., Karamanlidis, G., Kolwicz, S., Tian, R. Substrain specific response to cardiac pressure overload in C57BL/6 mice. American Journal of Physiology-Heart and Circulation Physiology. 305 (3), 397-402 (2013).
- Melleby, A. O., et al. A novel method for high precision aortic constriction that allows for generation of specific cardiac phenotypes in mice. Cardiovascular Research. 114 (12), 1680-1690 (2018).
- Li, Y. H., et al. Effect of age on peripheral vascular response to transverse aortic banding in mice. The Journal of Gerontology. Series A, Biological Sciences and Medical Sciences. 58 (10), 895-899 (2003).
- Ruppert, M., et al. Myocardial reverse remodeling after pressure unloading is associated with maintained cardiac mechanoenergetics in a rat model of left ventricular hypertrophy. American Journal of Physiology-Heart and Circulation Physiology. 311 (3), 592-603 (2016).
- Treibel, T. A., et al. Reverse Myocardial Remodeling Following Valve Replacement in Patients With Aortic Stenosis. Journal of the American College of Cardiology. 71 (8), 860-871 (2018).
- Dadson, K., et al. Cellular, structural and functional cardiac remodelling following pressure overload and unloading. International Journal of Cardiology. 216, 32-42 (2016).
- Krayenbuehl, H. P., et al. Left ventricular myocardial structure in aortic valve disease before, intermediate, and late after aortic valve replacement. Circulation. 79 (4), 744-755 (1989).
- McCann, G. P., Singh, A. Revisiting Reverse Remodeling After Aortic Valve Replacement for Aortic Stenosis. Journal of the American College of Cardiology. 71 (8), 872-874 (2018).
- Miranda-Silva, D., et al. Characterization of biventricular alterations in myocardial (reverse) remodelling in aortic banding-induced chronic pressure overload. Science Reports. 9 (1), 2956(2019).
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