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方法文章

研究瘦素在颈动脉体中的信号传导及其对呼吸调控影响的实验方法

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DOI：

10.3791/60298

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2019年10月25日

 ,  ,  , 
1Department of Medicine, Johns Hopkins University, 2Instituto de Biomedicina de Sevilla (IBiS), Centro de Investigación Biomédica en Red de Enfermedades Respiratorias (CIBERES), Hospital Universitario Virgen del Rocío/Universidad de Sevilla

本文内容

摘要

本研究聚焦于瘦素信号在颈动脉体（CB）对低氧通气反应（HVR）的影响。我们通过颈动脉体去神经术后的“功能缺失”实验，检测瘦素对HVR的作用；并通过在颈动脉体中过表达瘦素受体的“功能获得”实验，测量HVR的变化。

摘要

一种由脂肪细胞分泌的激素——瘦素（leptin），是一种强效的呼吸刺激物，可能在肥胖状态下维持呼吸功能中发挥重要作用。颈动脉体（carotid bodies, CB）作为外周低氧敏感性的关键器官，表达瘦素受体的长功能亚型（LepRb）。b但瘦素信号在呼吸调控中的作用尚未完全阐明。我们检测了C57BL/6J小鼠在瘦素输注前后低氧通气反应（HVR）：（1）在基线状态及颈动脉体去神经后的表现；（2）在 LepRb缺陷型肥胖 db/db 小鼠在基线水平及LepR处理后的状态b 在C57BL/6J小鼠中，瘦素可增强低氧通气反应（HVR），而颈动脉体去神经后，瘦素对HVR的作用被消除。 db/db 小鼠，LepRb CB中表达的增强作用提高了低氧通气反应（HVR）。因此，我们得出结论：瘦素在CB中发挥作用以增强对低氧的反应。

引言

脂肪细胞分泌的激素瘦素（leptin）作用于下丘脑，抑制食物摄入并提高代谢率。我们实验室1,2及其他研究者3,4的研究表明，瘦素可增强高碳酸血症通气反应（HVR），从而防止瘦素缺乏性肥胖中的肥胖低通气。然而，大多数肥胖个体血浆瘦素水平升高，却表现出对瘦素代谢和呼吸效应的抵抗5,6,7,8。瘦素抵抗是多因素导致的，其中血脑屏障（BBB）对瘦素通透性受限起着重要作用。我们提出假说：瘦素在血脑屏障以下、外周低氧敏感的关键器官——颈动脉体（CB）中发挥作用，以保护肥胖个体的呼吸功能。颈动脉体表达具有功能活性的长型瘦素受体亚型LepRb，但颈动脉体在瘦素呼吸效应中的作用尚未被充分阐明9,10。

本方法的目的是研究瘦素信号在颈动脉体（CB）中对低氧通气反应（HVR）的影响。我们的研究思路是：（a）进行功能缺失实验，向颈动脉体完整和颈动脉体去神经的小鼠输注瘦素，随后测量HVR；（b）进行功能获得实验，在缺乏LepRb的db/db小鼠中，分别在基线状态以及仅在颈动脉体中表达LepRb后测量HVR。本技术的优势在于，所有实验均在未束缚、无麻醉的小鼠清醒和睡眠状态下进行。以往的研究者要么在麻醉条件下开展实验9，要么未在睡眠期间测量瘦素的作用10。此外，本研究首次采用了上述在颈动脉体中特异性表达LepRb的独特功能获得策略。

从广义上讲，我们的方法可推广至颈动脉体（CB）中表达的其他受体，以及它们在低氧敏感性中的作用。研究人员可向目标受体灌注配体，并在基线状态及颈动脉体去神经后测量低通气反应（HVR）。作为一种互补方法，可利用本文所述技术在颈动脉体中过表达目标受体，并在过表达前后进行HVR测量。

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方案

所有实验方案均已获得机构动物护理和使用委员会（MO18M211）的批准。

1. 瘦素输注

注意：为了研究瘦素对呼吸的影响，我们通过渗透泵将瘦素皮下输注至瘦型C57BL/6J小鼠体内，以提高循环瘦素水平，达到在肥胖小鼠中观察到的水平。

  1. 渗透泵制备
    1. 称量空泵重量，以检查所装载溶液的净重。
    2. 将瘦素（Leptin，5 mg/mL）加入渗透泵中（1 μL/h，持续3天）。使用小注射器（1 mL）填充泵体。填充后，用提供的钝头27号填充管封闭泵体。
      注意： 注射器及连接管路中应无气泡。
    3. 填充完成后，再次称量泵体重量，以核对溶液的净重。
    4. 将瘦素泵植入肩胛间区皮下。
      注意：       若需立即开始输注，请将预填充的泵在37 °C的无菌生理盐水中孵育至少4至6小时（建议过夜）。

2. 低氧通气反应（HVR）

注意：热中性条件可消除由较低环境温度引起的压力因素，并显著改变小鼠的代谢状态。因此，所有呼吸测量均应在热中性条件下（t = 30 °C）使用新生儿培养箱12（图1A）进行。所有测量均使用整体容积描记室（WBP）。所有动物在进行高碳酸呼吸反应（HVR）测量前，应提前3–5天适应容积描记室及模拟颈圈，以便后续进行脉搏血氧测定记录。HVR的记录时间应安排在上午10点至下午5点之间。由于睡眠期间HVR受到抑制，因此可分别在睡眠和安静觉醒状态下单独测量13。为确保在HVR测量期间准确识别动物的睡眠-觉醒阶段，应按照先前所述方法植入脑电图（EEG）/肌电图（EMG）电极作为EEG/EMG头帽14。植入头帽后，动物应至少恢复72小时。睡眠分期应以5秒为一个时段进行分析。当慢波脑电活动占据该时段超过50%时，判定为非快速眼动睡眠（NREM睡眠）。安静觉醒表现为无运动状态下的α波脑电活动。快速眼动睡眠（REM睡眠）则表现为脑电图中以α波和θ波活动为主，同时肌电图显示肌张力降低。通常，在HVR气体刺激过程中不会观察到REM睡眠。

  1. HVR记录方案
    1. 使用以下尺寸的WBP舱：内径80 mm，高度50.5 mm，体积0.4 L。WBP舱由密封舱、参考舱和用于放置小鼠的圆形平台组成14 (图1B）。腔室内的流入和流出由正压和负压源控制，以维持大气压力。该控制在腔室内产生稳定的偏置气流，并防止 CO2 保留。有关 WBP 设置的更多细节，请参见 Hernandez 及其同事的研究15.
    2. 在将小鼠放入全身体积描记仪（WBP）之前，测量 chamber 内的温度以及房间内的相对湿度。
    3. 测量体重和直肠温度。
    4. 将血氧仪颈圈套在小鼠颈部（该区域应事先剃毛）。
    5. 将小鼠放入全身暴露箱（WBP）内，并确保舱室完全密封，以避免漏气。
    6. 等待约30分钟，直至小鼠安静且腔室体积保持恒定。
    7. 常氧：30分钟后，若小鼠状态安静，开始记录呼吸信号和外周血氧饱和度（SpO₂）2常氧阶段（21% FiO₂）2 在 1 atm 压力下，使用 LabChart 7 Pro（版本 7.2）处理 20 分钟。
    8. 缺氧：在20分钟安静常氧状态后，开始记录第一轮急性缺氧及SpO2. 对于缺氧阶段，将动物暴露于由10% O₂2 和 3% CO2 5 分钟。
      1. 在缺氧的前30秒内，混合气体通过位于底部的两个小型侧端口流入培养室，从而实现吸入氧浓度（FiO₂）的调节。2 从21%（在1个大气压下）降至10%。
      2. 初始30秒后，关闭WBP舱的一个小侧孔，继续在10% FiO₂的恒定低氧条件下记录2 5 分钟。
        注意：10% O₂ 混合气2 和 3% CO2 在低氧条件下维持等碳酸血症11.
    9. 缺氧5分钟后，再次将小鼠暴露于室内空气（21% FiO₂）中2 通过切换进气源（在1 atm压力下）。
    10. 等待至少30分钟后再进行下一次常氧记录，以确保从先前的低氧暴露中充分恢复，避免出现通气衰减现象（即低氧期间呼吸的中枢抑制）。16).
      注意： 每只小鼠重复进行三次常氧/低氧循环，以确保测量结果的可重复性。根据我们的经验，应避免在同一天内进行超过三次的额外低氧暴露，以防止通气适应（即下降现象）的发生。
    11. 实验结束时，通过注射器向位于舱体底部的小侧孔中注入1 mL室温空气，重复3次，对整体动物体成分分析仪（WBP舱体）进行校准（小鼠仍留在舱内）。
    12. 再次测量动物所在腔室内的温度。
    13. 打开舱室，在将小鼠放回其饲养笼之前测量其直肠温度。
  2. HVR 计算
    1. 以1,000 Hz（每通道采样频率）对所有信号进行数字化，用于HVR计算。
      注意： 基于 Drorbaugh 和 Fenn 公式，在 Lab Chart 7 中进行 WBP 潮气量分析17所需变量包括小鼠直肠温度、测量HVR前后舱室温度、相对湿度以及舱室气体常数。该常数源于校准阶段每次注入1 mL空气后全身体积描记（WBP）压力偏转所得到的结果。更多细节请参见Hernandez及其同事的研究15.
    2. 计算Drorbaugh和Fenn方程后，将潮气量（Vt）腔室通道数值乘以该常数。
    3. 用于分析的记录筛选
      1. 常氧状态：仅选择潮气量稳定的平稳呼吸阶段，避免靠近小鼠活动的呼吸片段。
      2. 缺氧：当 O₂ 浓度下降时，舍弃最初 30 秒的数据2 水平从21%下降至10%，从10% O₂中选取30秒至2分钟的片段2 暴露（90 秒间隔）。在此期间，仅选择呼吸平稳且潮气量恒定的片段，避免靠近小鼠活动的区域。若每个周期中至少选定了 10 秒的低氧时段，则分析结果可靠。
        注意： 由颈动脉体主导的外周化学反射成分在暴露初期的前1-2分钟内占主导地位16,18,19在第二阶段，即缺氧暴露的2分钟至5分钟之间，外周和中枢组分均发挥作用。最后，第三阶段， > 5 分钟时，会出现以中枢化学感受器为主导的通气不足（即回落现象）。我们的经验表明，由于气流来源需要手动切换，小鼠在缺氧暴露期间常常处于清醒状态。
    4. 筛选后，计算平均分钟通气量（VE在常氧和缺氧条件下，使用公式 V 计算E = 呼吸频率 × 潮气量
    5. 计算平均 SpO₂2 在常氧和低氧条件下。
    6. 使用公式 HVR = (VE (10% O2) - VE (21%O₂)2)) / (SpO2 (10% O2) – SpO2 (21% O₂)2)).
      注意： 在C57BL/6J小鼠中，用于瘦素输注的渗透泵可能影响SpO₂测量的准确性2 通过颈圈进行信号检测。在此情况下，HVR 根据 FiO2 常氧和低氧条件下的数值，HVR = ΔVE / ΔFiO₂211.

3. 颈动脉体去神经或颈动脉窦神经分离术（CSND）

注意：我们分别在相隔一周的时间进行了手术和化学去神经处理，因为单独进行手术去神经无法完全消除低氧化学反射。

  1. 手术准备
    1. 对成年雄性 C57BL/6J 小鼠进行所有操作。对所有手术器械进行灭菌处理，并使用无菌外科手套、注射器和棉签。
    2. 使用鼻罩给予 1–2% 异氟烷对雄性 C57BL/6J 小鼠进行麻醉，并放置保温毯以防止低体温。需精确调节异氟烷剂量，使呼吸频率维持在 1 Hz（60 次/分钟）。在开始手术前，通过呼吸频率、无自主运动或发声、对触觉刺激无反应以及前肢或后肢足底回缩反射消失来评估麻醉是否充分。
    3. 腹腔注射布托啡诺（0.05 mg/kg）以预防疼痛不适。去除颈部腹侧的毛发，并使用聚维酮碘和酒精对该区域进行消毒。
    4. 为防止角膜干燥，在麻醉期间使用无菌眼用软膏润滑小鼠眼睛。
  2. CSND 操作步骤
    第一阶段：手术去神经
    1. 行正中切口后，清除结缔组织和脂肪组织，暴露颈总动脉分叉处。
    2. 辨认舌下神经（通常较为明显），将其轻轻抬起，以暴露其下方紧邻的舌咽神经。使用显微弹簧剪双侧解剖颈动脉窦神经。
    3. 使用 6-0 丝线缝合切口。
    4. 皮下注射 1 mL 生理盐水，以防止脱水。
    5. 将小鼠置于恢复室中，在术后最初 1 小时内每 15 分钟监测一次其行为，直至意识恢复并能维持胸卧位。待小鼠完全恢复后将其放回原笼。在接下来的 3 天内每天监测两次。若小鼠出现疼痛迹象（如食欲减退、躁动不安），应追加布托啡诺给药。
      第二阶段：化学去神经
    6. 术后一周，在舌咽神经分支至颈动脉体颅极的部位，用 2% 苯酚乙醇溶液涂抹颈动脉。化学去神经后的术后护理应与上述手术去神经部分所述相同。
      注：假手术组执行相同操作，但不进行颈动脉窦神经解剖。
    7. 在进行高通量呼吸反应（HVR）测量前，让动物恢复 5–7 天。

4. LepR的表达b 在CB中使用腺病毒载体（Ad-LepRb) 与 对照（Ad-LacZ)

  1. Ad-LepRb 和 Ad-LacZ 悬液
    1. 将腺病毒（Ad-LepRb-GFP，2-5×1010 pfu/mL，用于过表达；Ad-Lacz，1×1010 pfu/mL，作为对照）注射至颈动脉体（CB）区域。
    2. 将Matrigel基质置于4 °C冰箱中过夜，通过将管子浸入冰中使其缓慢解冻。
    3. 将腺病毒以1:5的比例轻轻悬浮于液态Matrigel基质中（每侧注射1 μL Matrigel基质和4 μL腺病毒）。
    4. 病毒悬液在使用前应始终置于冰上保存。
  2. 手术准备
    1. 使用与CSND方案相同的外科器械。
    2. 使用鼻罩给予LepRb缺陷型db/db小鼠2-2.5%异氟烷进行麻醉，并将动物置于保温毯上以防止低体温。异氟烷需谨慎滴定，以维持呼吸频率在1 Hz（60次/分钟）。麻醉深度通过呼吸频率、是否出现运动或声音、对触觉刺激的反应以及前肢或后肢足底回缩反射来评估。
    3. 腹腔注射布托啡诺（0.05 mg/kg）。
    4. 去除颈部腹侧的毛发，并按照CSND方案使用聚维酮碘和酒精对该区域进行消毒。
    5. 为防止角膜干燥，在麻醉期间使用无菌眼膏润滑小鼠眼睛。
  3. 颈动脉体的腺病毒处理
    1. 按照CSND方案暴露颈动脉体，并双侧各施加5 μL病毒悬液至CB区域。
    2. 等待2-3分钟，直至液态Matrigel基质凝固成胶状。确认病毒悬液已凝固后，使用6.0丝线缝合切口。
  4. 术后处理
    1. 将小鼠置于恢复室中，在最初的1小时内每15分钟监测一次其行为，直至小鼠恢复意识并保持胸卧位。待小鼠完全恢复后将其放回原笼。在接下来的3天内每天监测两次。若小鼠出现疼痛迹象（如食欲减退、躁动不安），应给予额外的布托啡诺。
    2. 根据需要腹腔注射布托啡诺（0.05 mg/kg），以预防术后疼痛不适。
    3. 在腺病毒转染后第9天测定高通气反应（HVR）。

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结果

持续输注瘦素使瘦型C57BL/6J小鼠的低氧通气反应（HVR）显著从0.23升高至0.31 mL/min/g/ΔFiO2（P < 0.001，图2）11。化学性颈动脉体去神经支配（CSND）消除了瘦素诱导的HVR升高（图2），而在假手术组中，输注瘦素后未观察到CSND对HVR产生减弱作用。

在瘦素受体（LepRb）缺陷的肥胖 db/db 小鼠颈动脉体（CB）中表达 LepRb，可使低氧通气反应（HVR）显著升高，从 0.05 增加至 0.06 mL/min/g/ΔSpO2（图 3）。而在颈动脉体转染对照病毒 Ad-LacZ 的动物中，HVR 未发生改变。

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讨论

本研究的主要目的是探讨瘦素信号在颈动脉体（CB）中的呼吸效应。已有多种实验方案被开发用于系统性地评估瘦素的作用。首先，通过精确量化低氧暴露最初2分钟内的低氧通气反应（HVR），分析CB对HVR的特异性贡献。其次，采用两种互补的方法来检验CB在瘦素介导的呼吸控制上调中的作用。在瘦素水平较低的瘦型野生型小鼠中，分别在基线状态以及持续输注瘦素后测定HVR；随后在CB去神经支配后重复该实验。在LepRb缺陷型db/db小鼠中，分别在基线状态以及在CB中恢复LepRb表达后测定HVR。

已有多种方案用于测量啮齿类动物在低氧气体暴露下的低氧通气反应（HVR）。我们开发了一种HVR方案，用于研究颈动脉体（CB）在周围化学反射中的作用，以及瘦素（leptin）在CB中对呼吸调控的影响。CB化学反射的时间范围相对较短。在低氧暴露的最初1-2分钟内，通气反应表现为急性增强，随后在颈动脉窦神经刺激2分钟后逐渐恢复至基础通气水平16,

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披露

作者无任何利益冲突或披露事项。

致谢

R01HL138932, RO1HL133100, RO1HL128970, AHACDA34700025

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材料

本文使用的材料清单
姓名公司目录编号评论
1 mL 胰岛素注射器BD Biosciences309311
1× PBS（pH 7.4）Gibco10010-023500 ml
Ad-LaczChristopher Rhodes 博士（芝加哥大学）1 × 1010 pfu/mL
Ad-LepRb-GFPVector BiolabsADV-2633802–5 × 1010 pfu/mL
麻醉车Atlantic Biomedical
聚维酮碘Purdue Products Ltd.12496-0757-5
丁丙诺啡（Buprenex）Reckitt Benckiser Healthcare Ltd.12496-0757-50.3 mg/mL
C57Bl/6JJackson Laboratory000664小鼠品系
棉质纱布海绵Fisherbrand22-362-178
db/dbJackson Laboratory000697小鼠品系
乙醇Pharmco-AAPER111000200
异氟烷Vetone502017
Lab ChartData Science International (DSI)软件
Matrigel 基质BD Biosciences356234
微型弹簧剪刀World Precision Instruments (WPI)14124
Mouse Ox PlusSTARR Life Sciences Corp.软件
Mouse Ox Plus 项圈传感器STARR Life Sciences Corp.015022-2中号项圈夹，特制 7”
小鼠全身体积描记室Data Science International (DSI)PLY3211
Ohio Care Plus 恒温箱OhmedaHCHD000173
手术剪刀World Precision Instruments (WPI)501753-G直型
渗透压泵Alzet1003D1 μL/h，3 天
苯酚Sigma-AldrichP4557
重组小鼠瘦素蛋白R&D Systems498-OB-05M5 mg
生理盐水RICCA Chemical7210-160.9% 氯化钠
无菌外科缝合线DemeTechDT-639-1丝线，6-0 规格
体温计Innovative Calibration Solutions (INNOCAL)EW 20250-91

参考文献

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