通过小鼠闭胸导管术进行心脏功能的双心室评估及压力-容积环分析

摘要

本文介绍了一种通过闭胸导管术在同一动物体内获取左右心室压力-容积（PV）环路，以评估小鼠双心室心脏功能的实验方案。重点在于手术操作与数据采集的技术细节。

摘要

评估心脏功能对于开展心血管和肺血管的临床前研究至关重要。通过心脏导管术同步记录压力和容积所生成的压力-容积环（PV环），在评估心脏收缩和舒张功能时具有关键作用。左心和右心功能密切相关，体现为心室间的相互依赖性。因此，在同一只动物体内记录双心室功能，对于全面评估心脏功能具有重要意义。本方案采用经胸壁闭胸式心脏导管术，该方法与临床患者中实施导管术的方式一致，适用于小鼠。尽管该技术具有挑战性，但闭胸策略更符合生理状态，因为开胸会导致前负荷和后负荷发生显著改变，从而引入实验假象，最明显的表现为全身血压下降。尽管高分辨率超声心动图可用于啮齿类动物的评估，但心脏导管术具有不可替代的价值，尤其是在评估双心室舒张压时。

本文介绍了一种在同一动物体内进行有创、闭胸、连续左心室和右心室压力-容积（PV）环测定的操作方法。PV环数据通过 导纳技术，使用小鼠压力-容积导管及压力-容积系统采集获得。文中详细描述了该操作流程，从为暴露右颈静脉和右颈总动脉而进行的颈部解剖，到导管的插入与定位，直至最终的数据采集。随后，讨论了确保获得高质量PV环所需的关键标准。最后，简要介绍了左心室和右心室PV环的分析方法，以及可用于量化心室收缩与舒张功能的各种血流动力学参数。

引言

根据世界卫生组织（WHO）的数据，心脏病是全球男性和女性死亡的首要原因^1,2,3。许多研究致力于诊断和改善受损的心脏功能⁴。在这些应用中，高质量且可重复的心脏功能评估至关重要。必须获得高保真且可重复的导管数据，以评估病因学和治疗反应。例如，在心肌梗死的临床前模型中，心脏功能的评估对于评价药物和其他治疗方法的疗效至关重要⁵。尽管许多心血管研究集中于左心室功能，右心室功能同样是肺血管疾病患者功能能力和预后的关键决定因素^6,7。在晚期心力衰竭患者中，持续升高的右侧和左侧充盈压可预测死亡、心血管相关住院和心脏移植的综合风险⁸。在合并主动脉瓣和二尖瓣病变的患者中，术前心肌功能（反映在心脏指数和左心室射血分数等参数中）是长期生存的主要预测因子⁹。右心室功能是肺动脉高压患者发病率和死亡率的主要预测指标^10,11。因此，在使用肺动脉高压模型进行的综合性临床前研究中，评估右心室功能是必不可少的组成部分^12,13,14。

左心室和右心室功能通常被独立研究。然而，由于左心室和右心室的功能密切相关，理想情况下应通过单一检测对收缩期和舒张期的双心室功能进行综合评估¹⁵。例如，右心室与左心室共享室间隔中的斜行纤维，这是左、右心室收缩功能之间机械耦联的机制之一^16,17。这种现象被称为收缩期心室相互作用，使得左心室的收缩能够增强右心室的收缩。舒张期的心室相互作用同样重要。在舒张期，一个心室的容积会影响对侧心室的容积，从而改变其舒张顺应性和前负荷^18,19。在病理状态下，一个心室功能下降或容积负荷受损，可直接或间接损害另一心室的功能²⁰。由于收缩期心室相互作用的存在，左心室整体功能的下降可能会降低右心室的收缩性能¹⁵。在因左心室收缩功能障碍和舒张末期压力升高而导致心力衰竭的患者中，肺动脉压力升高，间接增加了右心室的后负荷^21,22。相反，在严重肺动脉高压情况下，右心室压力升高和容量超负荷会对左心产生机械性压迫。这种由室间隔左移引起的左心室D形变平，导致左心室容积减少，并损害其收缩和舒张功能^{23,24,25,26,27}。因此，在人类疾病的临床前模型中，评估左心室和右心室功能对于全面评价心脏整体功能至关重要。

心脏功能也可通过无创性超声心动图、磁共振成像（MRI）和有创性导管检查进行评估^28,29,30。在心血管研究中，超声心动图是最常用的影像学方法，因其相对经济且易于获取³¹。然而，超声心动图存在若干技术局限性，包括对充盈压的间接测量以及对舒张功能定量能力有限。此外，超声心动图所获得数据的质量高度依赖于操作者水平。心脏磁共振成像是临床前影像学工具中较新的技术，具有对双心室功能进行精确定量评估的巨大潜力。心脏MRI的定量结果准确，因其无需像超声心动图那样对心室几何形态进行假设³²。然而，MRI成像平台成本高昂，且很少配备。此外，MRI数据处理需要物理学家或同等资质的科研人员提供专业技术支持，而许多临床前实验室缺乏此类人才³³。类似地，在临床前研究中应用微型计算机断层扫描（MicroCT）可无创获取定量的高分辨率三维（3D）解剖数据，支持纵向研究³⁴。然而，MicroCT成像需要注射对比剂，而这些对比剂通常价格昂贵。与MRI一样，MicroCT成像平台成本也较高，且同样需要熟练的技术人员操作。

相比之下，导管插入术是一种侵入性技术，通过将导管置入右心室和/或左心室来测量压力和/或容积。实施心脏导管术所需的工具成本低于超声心动图、CT 或 MRI。然而，该技术要求操作者具备较高的导管操作技能以及小动物麻醉技术。导管术可直接且准确地评估心脏功能²⁸。在本方案中，采用容抗式压力-容积（PV）导管来评估心脏功能。该技术基于血液与心肌组织不同的电导特性，能够实时同步记录心腔内的压力与容积，并生成压力-容积环^5,35。简而言之，该导管包含激励电极和记录电极。激励电极在右心室或左心室内产生电场，内部的记录电极测量电压变化，该变化与电阻变化成正比。心室容积的推导基于欧姆定律（电压 = 电流 × 电阻），由此计算出电导率（即电阻的倒数）。在此情况下，测得的电导值是血液电导与心肌电导的综合结果。在电场中，血液表现为纯电阻性，而心肌则同时具有容性和电阻性。心肌的容性特性会导致测量信号出现时间延迟。追踪这一被称为“相位”角的延迟，可反映心脏收缩时心肌组织对电场的侵入程度。该测量值在收缩期最大，在舒张期最小。这一特性使得能够将心肌成分的电导与血液电导分离开来，从而较准确地估算绝对收缩期和舒张期容积。压力-容积环可提供一系列其他方法难以测量的血流动力学参数，例如仅使用充液导管进行简单逆向导管插入以测量心脏压力的方法。压力-容积环不仅测量心室压力，还可提供关于收缩力、弹性、功率、能量代谢及效率的数据。此外，PV 环还能提供可靠的定量测量结果³⁶。因此，通过导管术生成的压力-容积环评估心脏功能，已成为临床前研究中的金标准³⁷。此外，临床前技术与人类疾病密切相关，因为在临床实践中，尽管使用的是充液导管，心脏导管术仍十分常见。然而，啮齿类动物的心脏导管术需要极为精确的麻醉操作和精湛的技术，以防止大量失血、通气不足或体温变化。

在临床患者中，心脏导管术采用闭胸方式进行，右心室通过颈静脉或锁骨下静脉建立血管通路，左心室则通过桡动脉或股动脉进行。由于小鼠体型较小，闭胸操作通常具有较大挑战性。因此，小鼠研究中通常采用开胸 方式。该技术需打开胸腔以暴露心脏，并通过穿刺左心室和/或右心室心尖部插入导管³⁸。尽管该方法技术难度较低且可重复性较好，但其主要局限性包括心尖部插入导管所致的出血及其他并发症，以及因胸腔开放至大气压而引起的心内压显著下降。在机械通气的啮齿类动物中打开胸腔，可导致左心室收缩压降低5–10 mm Hg，右心室压降低2–5 mm Hg³⁹。因此，研究人员开发了一种创伤更小、能获得更接近生理状态的测量结果、且更易于与临床心脏功能评估相衔接的闭胸方法。

方案

所有实验均按照皇后大学的生物安全与伦理指南（ROMEO/TRAQ#6016826）进行。所采用的实验操作均遵循机构制定的指导原则。本实验为终末性操作。由于左右心导管插入术具有侵入性，动物在数据采集完成后应立即实施安乐死。安乐死操作应依据机构的动物研究指南执行。

1. 实验准备与设置

1. 实验开始前30分钟，将导管置于含有生理盐水/肝素的10 mL注射器中，室温下保存（图1A）。
2. 30分钟后，根据制造商的建议校准导管（例如基线和采集系统）。采集系统会显示高值和低值校准参数，用于在实验开始前校准采集系统。输出这些数值并确保其匹配。
   1. 使用“压力平衡控制”、“粗调 +/-”或“微调 +/-”按钮将基线压力值设置为零。
   2. 对高信号和低信号进行两点校准。
      1. 在控制台中，进入“导管菜单”，按下“系统设置”。
      2. 在“系统设置菜单”中按下“发送校准信号”以发送低信号。确保压力、容积、相位和幅度分别为0 mm Hg、0 µL、0˚和0 µs。
      3. 按下“Enter”以发送高信号。确保压力、容积、相位和幅度分别为100 mm Hg、150 µL、20˚和5,000 µs。
      4. 按下“Enter”返回至“系统设置菜单”。
      5. 按下“6”返回至“导管菜单”，然后按下“采集数据”。
3. 将30 G针头弯曲至约90˚（图1B、C）。该弯曲针头将用于穿刺颈静脉和颈动脉。

2. 麻醉与体温控制 

1. 将小鼠（本方案中为28 g的C57BL/6小鼠）放入含有麻醉气体的麻醉舱内（即100%氧气，3–4%异氟烷用于诱导麻醉）。
2. 当动物已麻醉，对足垫或尾部夹捏无反应时，将小鼠仰卧置于设定为37 ˚C的加热垫上。
3. 通过鼻罩将小鼠连接至呼吸机，鼻罩提供100%氧气与2%异氟烷的混合气体。为自动计算推荐的通气参数，请通过触摸屏将动物体重输入呼吸机的专有软件中。计算公式如下：
   潮气量 = 6.2 × 动物体重^1.01（kg），
   呼吸频率 = 53.5 × 动物体重^-0.26（kg）。
4. 打开从麻醉舱通往鼻罩的麻醉气体管路。
5. 将温度反馈探头插入直肠，将垫上探头置于加热垫与小鼠背部之间，并将目标体温设定为37 °C–37.5 °C。在监护屏幕（图2A、B）上监控动物体温。
6. 使用手术胶带将小鼠的前肢及一条后肢远端固定于加热毯上，留出另一条后肢以便监测麻醉深度。

3. 手术部位暴露

1. 从胸骨柄至舌骨水平，沿腹侧正中线做2 cm的H形颈部切口。
   1. 将皮肤从下方肌肉组织上分离。如有需要，可切除这些肌肉以获得更好的视野。 
   2. 轻柔地将下颌下腺移至一侧。
   3. 解剖颈部软组织，使用钝性分离法和镊子暴露胸锁乳突肌和胸骨舌骨肌。
   4. 在成对的胸骨舌骨肌上方正中切开筋膜。使成对的胸骨舌骨肌向两侧回缩，以暴露气管。注意避免损伤沿气管走行的颈动脉和迷走神经。
2. 将镊子置于气管下方以抬高气管。然后将一根4.0外科丝线从气管下方穿过，在丝线中段打一个预备结，后续将收紧此结以固定气管插管（图3A）。
3. 使用剪刀，在喉部水平以下的气管软骨环之间做一个小切口。插入气管插管（图3B）。
4. 将气管造口管连接至呼吸机，开始以100%氧气和2%异氟烷进行通气。收紧环绕气管的结扎线以固定气管插管，并用胶带将呼吸机管路固定于手术台上。确保气管无阻塞或塌陷（图3C）。

4. 右颈静脉和右颈动脉分离

1. 右侧颈动脉分离
   1. 采用钝性分离法，将胸骨舌骨肌向侧方移开，以暴露并分离右侧颈动脉。
   2. 使用镊子进行钝性分离，将颈动脉与迷走神经分开。
   3. 在颈动脉下方穿过三根手术缝线（4.0），注意避开迷走神经。
2. 右侧颈外静脉分离
   1. 将下颌下腺和腮腺向侧方移开，以显露右侧颈外静脉。使用镊子进行钝性分离并暴露右侧颈外静脉。仔细分离静脉，去除周围筋膜。
   2. 将镊子置于颈外静脉下方。
   3. 在颈外静脉下方穿过一根手术缝线，然后在静脉头侧端打结。使用止血钳夹住该缝线并向头部方向施加轻柔牵引。
   4. 在颈外静脉下方再穿过两根缝线。使用止血钳轻轻牵拉最远端的缝线向尾侧方向，并将中间的缝线打成一个松散的备用结。
   5. 在预计进行静脉切开的部位滴加数滴预温的生理盐水。

5. 右心室和左心室导管插入术的手术操作

1. 右心室导管插入术（图4 A–D）。
   1. 使用体视显微镜，识别颈静脉。
   2. 轻柔地对静脉施加向上的牵引力。在颅侧缝线与中间缝线之间插入一支30 G弯针，进行静脉切开。针头与静脉呈140˚角插入，以确保其同轴进入。
   3. 插入后，通过移动针头扩大静脉切口。将导管尖端插入静脉切口，在针头下方。然后轻柔地结扎中间缝线，固定导管。
      注意：务必格外小心，避免缝合过紧，因为过度用力可能损伤导管。
   4. 松开尾侧缝线，将导管推进至右心室，并在连续监测仪上观察典型的右心室压力波形。
   5. 稳定右心室压力。确保导管在右心室内的正确位置，以获得理想的PV环。
      1. 稳定幅度信号（反映血液和心肌），以生成压力-幅度环（即Y轴为压力，X轴为幅度）。如有需要，可轻柔旋转导管轴，使导管沿右心室轴向达到最佳位置。
         注意：反映心肌的相位最大值应低于7°。
   6. 当压力-幅度环信号达到最佳时，在数据采集过程中按下控制台上的“Enter”键，进行基线扫描。确保监测屏幕上显示的心率（单位：次/分钟，bpm）处于生理范围（即400–600 bpm）。
   7. 生成PV环。将X轴参数由“Magnitude”（幅度）更改为“Volume”（容积），Y轴仍为压力。当PV环信号达到最佳时，记录30秒。
   8. 停止记录。将导管回撤，并用纱布轻柔擦拭。将导管置于肝素/氯化钠溶液中，并结扎尾侧缝线，以防止颈静脉出血。
2. 左心室导管插入术（图5 A–D）。
   1. 使用弯头镊子从动脉下方滑入，轻柔抬起先前已分离的右侧颈总动脉（5A）。
   2. 结扎先前的缝线，从而闭塞动脉。然后使用止血钳轻柔地向头侧施加牵引力。
   3. 使用止血钳将最远端的缝线向尾侧牵拉。在中间缝线上打一个松散的预备结。
   4. 在预期进行动脉切开的部位，向血管滴加数滴预热的生理盐水。使用立体定位显微镜聚焦于尾侧缝线与中间缝线之间的头侧段。
   5. 轻柔地对动脉施加向上的牵引力。在头侧缝线与中间缝线之间插入一支30 G弯针，进行动脉切开。针头与动脉呈140˚角插入，以确保其同轴进入。
   6. 将导管尖端插入动脉切口，然后收紧中间缝线以固定导管。同时松开远端缝线，并将导管推进至主动脉，开始记录。确保压力通道显示典型的主动脉波形。
   7. 将导管逆行经主动脉瓣推进至左心室。当导管进入左心室时，舒张压会从主动脉水平突然显著下降，由此可确认位置。
   8. 稳定左心室压力。确保导管在左心室内的正确位置，以获得理想的PV环。
      1. 稳定幅度信号（反映血液和心肌），以生成压力-幅度环（即Y轴为压力，X轴为幅度）。如有需要，可轻柔旋转导管轴，使导管沿左心室轴向达到最佳位置。
         注意：反映心肌的相位最大值应低于7°。
   9. 停止记录。回撤导管并将其放入肝素/氯化钠溶液中。然后结扎尾侧缝线。
   10. 使用酶类清洁剂（例如Endozime）清洗导管。
       注意：手术结束后，根据机构的动物实验指南对动物实施安乐死。 

6. 数据分析 

1. 根据既定的推荐方案进行压力-容积环（PV环）分析。
   1. 选择最佳的压力-容积轨迹（理想情况下为一段完整且稳定的30秒记录）。在软件中，点击“Advance”，然后点击“Loops”，再点击“Offline Calculation”。
   2. 将容积选为容积通道，压力选为压力通道。
   3. 为获得一致的结果，至少需要20个循环。

结果

在插管前30分钟，将导管置于含有室温肝素化生理盐水的10 mL注射器中（图1A）。将一根30 G针头弯曲约90˚（图1B、C），并准备直径为1.45 mm的气管切开插管（图1C）。

维持生理体温至关重要。将小鼠固定后，通过鼻罩连接呼吸机。反馈探头置于垫子与小鼠背部之间。插入直肠探头以监测动物的体温（图2A）。持续监测小鼠体温（37.1 °C）和垫子温度（40.7 °C）（图2B）。

气管插管操作关键步骤的图片见图3A–C。成功且无阻塞的气管插管可使呼吸频率规律，并保持稳定的峰压（图2B）。

右心导管术关键步骤的图片，从颈静脉的分离（图4A–C）到导管插入颈静脉，如图4D所示。图5展示了左心导管术的关键步骤，包括右侧颈动脉的分离（图5 A，B）和导管插入（图5 C，D）

将导管插入颈静脉并推进至右心室。随后待右心室压力稳定，并确认导管位置正确。导管的所有电极（长轴长度为6 mm）必须位于右心室内腔中，且不与心室壁接触。如图6A示意图所示，导管的最佳位置可产生理想的PV环（即呈三角形、规则的环形）。如图6B示意图所示的不当位置（即与心室壁接触）将导致异常的PV环（即塌陷且不规则的环形）。

将导管插入颈动脉，推进至主动脉，然后逆行通过主动脉瓣进入左心室。待左心室压力稳定后，确认导管位置正确。导管的所有电极（长轴长度为6 mm）应位于左心室内腔中，且不与心室壁接触。如图6C示意图所示，导管处于最佳位置时，可获得理想的PV环（即呈矩形、规则）。而如图6D示意图所示的不当位置（即与心室壁接触），则会导致异常的PV环（即塌陷、非矩形且不规则的环形）。

左心和右心压力-容积环（PV环）所代表的血流动力学参数显示，心率为410次/分钟，心输出量为9,107 µL/min，每搏输出量为24.5 µL。右心室特异性参数显示，右心室收缩压为21.9 mm Hg，右心室舒张末期压力为1.049 mm Hg，射血分数为56.1%，dp/dt max为1,469 mm Hg/s，dp/dt min为-1,504 mm Hg/s，舒张末期容积为38.4 µL，每搏功为0.068 mJ，压力-容积面积为0.089 mJ，肺动脉弹性（Ea）为0.83 mm Hg/µL，Tau因子为12.8 ms。左心室特异性参数显示，左心室收缩压为77.1 mm Hg，左心室舒张末期压力为2.33 mm Hg，射血分数为59.1%，dp/dt max为4,695 mm Hg/s，dp/dt min为-3,553 mm Hg/s，舒张末期容积为36.9 µL，每搏功为0.14 mJ，压力-容积面积为0.22 mJ，动脉弹性（Ea）为5.37 mm Hg/µL，Tau因子为15.1 ms（表1）。

血流动力学参数
HR (BPM)	410.6 ± 23.3
CO (μL/min)	9107 ± 1016
SV (μL)	24.5 ± 2.3
右心室功能
RVSP (mmHg)	21.9 ± 2.15
RVEDP (mmHg)	1.042 ± 0.12
EF (%)	56.1 ± 4.4
dP/dt max (mmHg/s)	1469 ± 170
dP/dt max (- mmHg/s)	1504 ± 215
EDV (μL)	38.4 ± 3.7
SW (mJoules)	0.068 ± 0.008
PVA (mJoules)	0.084 ± 0.009
Ea (mmHg/μL)	0.83 ± 0.09
Tau factor (ms)	12.8 ± 0.8
左心室功能
LVSP (mmHg)	77.1 ± 2.4
LVEDP (mmHg)	2.33 ± 0.17
EF (%)	59.1 ± 3.6
dP/dt max (mmHg/s)	4695 ± 355
dP/dt max (- mmHg/s)	3553 ± 373
EDV (μL)	36.9 ± 4.8
SW (mJoules)	0.14 ± 0.013
PVA (mJoules)	0.22 ± 0.03
Ea (mmHg/μL)	5.37 ± 0.9
Tau factor (ms)	15.07 ± 1.7
CO，心输出量；Ea，动脉弹性；EDV，舒张末期容积；HR，心率；LVEDP，左心室舒张末期压；LVSP，左心室收缩压；PVA，压力-容积面积；RVEDP，右心室舒张末期压；RVSP，右心室收缩压；SV，每搏输出量；SW，每搏功；Tau factor，Tau Mirsky。N = 6 只小鼠。数值以 ± SEM 表示

表1：血流动力学参数表。 在六只小鼠中测量的左心室和右心室血流动力学参数。

图1：实验准备与装置示意图。（A）置于10 mL生理盐水/肝素注射器中的导管，（B）、（C）弯曲成约90°的30 G针头，（D）气管切开套管，直径1.45 mm。请点击此处查看该图的放大版本。

图 2：麻醉，体温控制。（A）三只脚掌用胶带固定的小鼠，通过鼻罩连接呼吸机，并插入反馈探头和直肠探头。注意加热垫位于手术毯下方。（B）体温监测控制器，显示小鼠体温（直肠温度）和加热垫温度（反馈温度），以及通气参数：呼吸频率（设定 RR）、平均潮气量（Meas TV）、峰压（PeakPress）和每分钟通气量（MinVol）。请点击此处查看此图的放大版本。

图3：插管操作。（A）牵拉并切开皮肤，下颌下腺被轻柔地移开，胸锁乳突肌与胸骨舌骨肌被分开，随后使用轻柔的钝性分离技术将镊子置于气管下方。（B）将4.0号外科丝线从气管下方穿过，并在气管的两个软骨环之间前侧做一小切口，插入气管造口导管并打结固定。（C）将气管造口导管连接至呼吸机，并用缝线将导管固定。 请点击此处查看该图的放大版本。

图4：右心室插管术。（A）、（B）、（C）分离右侧颈静脉，将一根手术缝线从静脉下方穿过，并在静脉头侧端打结固定。使用止血钳向头部方向轻柔牵拉该缝线。另将两根缝线从颈静脉远端下方穿过。最远端的缝线用止血钳向尾侧方向轻柔牵拉。中间的缝线打一个松散的预备结。（D）将导管插入颈静脉，随后将中间缝线与导管扎紧固定。图像（C）和（D）通过体视显微镜放大观察。请点击此处查看该图的高清版本。

图5：左心室插管术。（A），（B）分离右侧颈动脉，将一根手术缝线从颈外静脉下方穿过，并在静脉头侧端打结。使用止血钳夹住该缝线并向头部方向施加轻柔牵引。另将两根缝线从颈动脉下方穿过。最远端的缝线用止血钳向尾侧方向轻轻牵拉。中间的缝线打一个松散的备用结。（C）将导管尖端插入颈动脉，然后收紧中间缝线将其固定在导管上。（D）轻柔地将导管逆行推进，经颈动脉进入主动脉。图像（B）、（C）、（D）均通过体视显微镜放大观察。请点击此处查看该图的放大版本。

图6：导管定位及相应压力-容积（PV）环的示意图。（A）右心室中导管的最佳定位。导管尖端位于心室中央，与心室壁隔离。右心室导管最佳定位所产生的典型PV环（即稳定、呈三角形）。（B）右心室中导管定位不当。导管尖端与心室壁接触。右心室导管次优定位所导致的典型噪声PV环（即塌陷、不规则）。（C）左心室中导管的最佳定位。导管尖端位于心室中央，与心室壁隔离。左心室导管最佳定位所产生的典型PV环（即稳定、呈矩形）。（D）左心室中导管定位不当。导管尖端与心室壁接触。左心室导管次优定位所产生的典型PV环（即塌陷、不规则）。生成PV环时应用了50 Hz的FIR噪声滤波器。请点击此处查看该图的放大版本。

讨论

评估心脏功能是临床前心血管和肺血管研究的关键步骤。在本研究中，我们提出了一种在小鼠中进行闭胸式双心室心脏功能评估的实验方案。通过该方法，可在同一只小鼠中获取右心室和左心室的压力-容积（PV）环。该方法可对心脏功能进行可靠且全面的评估，能够测量收缩功能、舒张功能、每搏输出量和心输出量。与传统用于啮齿类动物导管插入的开胸方法相比，这种闭胸技术可获得更稳定的生理状态和更具生理相关性的数据。尽管该闭胸技术在操作上更具挑战性，且依赖操作者的技术水平以成功将导管置入右心室和左心室，但它可减少开胸手术相关的创伤和出血，并降低因肺部暴露于大气压所引起的剧烈压力变化。此外，闭胸方法更能模拟在患者中实施的心导管检查过程，从而提高了该技术在临床前研究中的应用相关性。

手术操作是本方案的关键步骤。即使推荐使用手术显微镜进行颈静脉或颈动脉插管，该操作仍需要反复练习和熟练的技术。通过轻柔的钝性分离，仔细将血管从周围筋膜中游离出来，可提高插管成功率，同时最大限度地降低出血风险。为减少失血，颈动脉插管应分步进行：1）将导管尖端插入颈动脉；2）轻轻结扎包含导管的动脉段；3）松开结扎线，允许导管推进，同时保持轻柔的向上牵引以减少出血；4）将导管推进至主动脉。根据实时波形监测确定导管位于心室，是本方案中最具挑战性的部分。导管的所有电极应完全位于心室腔内，且不得接触心室壁。导管位置不当将导致不规则的压力-容积（PV）环，从而对数据采集造成不利影响甚至使其无法进行。识别出所有电极均位于心室内时所产生的特征性压力-容积波形，有助于确认导管位置正确。在切换至PV模式并开始容积采集之前，获得稳定的心室压力波形和稳定的压力-容积环至关重要。充分掌握心脏生理学和解剖学知识，是成功实施该操作的必要条件。在线观察从心房、三尖瓣区域至右心室的压力-容积轨迹，可显示导管的推进过程，并有助于实现准确定位。操作者必须了解小鼠正常的心率（400–600 bpm），以及预期的波形和压力值（例如，右心室收缩压为18–25 mm Hg，舒张压<5 mm Hg；左心室收缩压为60–120 mm Hg⁴⁰，舒张压<8 mmHg），以便评估所观测数据的真实性。

数据的质量和可重复性取决于操作速度以及血液丢失或出血情况。从麻醉到完成数据采集的整个操作过程平均需要约30–40分钟/只小鼠。右心导管插入至数据采集完成需5–10分钟，左心导管插入至数据采集完成则需另外10–15分钟。约75%的实验案例可获得符合发表要求的数据。在不同动物之间，心脏导管操作的步骤顺序应保持一致。在本操作流程中，首先对小鼠进行气管插管，随后进行右心室导管插入，最后进行左心室导管插入。采用此操作顺序的原因在于左心导管操作比右心导管操作难度更高，且出血风险更大。有时可观察到非特异性的50 Hz噪声记录伪迹。该噪声可通过软件中设置截止频率为50 Hz的高通有限冲激响应（FIR）滤波器和截止频率为0的低通滤波器来减弱。对于容积通道，可创建一个新通道/滤波器/FIR滤波器。此外，在数据采集过程中也可应用50 Hz陷波滤波器，以消除电源干扰并去除任何射频干扰。

导管插入操作越快，所获得数据的质量就越好。根据以往经验，建议在15分钟内完成数据采集。导管插入时间越长，动物所承受的生理应激就越大，同时由于导管在心腔内存在，发生心律失常的风险也越高。这些因素可能降低每搏输出量，并影响波形的可重复性和可解释性。此外，导管尖端较为锋利，可能损伤或刺穿心室。这一点对于右心室尤为关键，因为右心室壁厚度仅为左心室的约1/3^rd。

有创气管切开术和正压机械通气可使小鼠呼吸稳定且受控，从而降低压力-容积环（PV环）采集过程中的变异性。然而，呼气末正压（PEEP）与正常通气存在显著差异，因为正常通气是一种负压现象。正压通气和PEEP共同作用会降低心输出量，并减少右心压力。因此，尽管机械通气对于获取稳定数据是必需的，但其本身以及麻醉对心脏的抑制效应均会影响PV环，应被视为一种局限性。在短暂记录PV环期间暂时停止机械通气，可用于消除这一潜在的人为干扰因素。需注意，可通过二氧化碳波形图（capnography）监测来确认通气效率。

闭胸法所需的技术操作技能可能是该技术的一项局限性。同样，将导管在心室内保持正确且稳定的定位也具有挑战性。操作者的经验越丰富，小鼠的体型和体重越大，手术成功的几率就越高。对体重低于20 g的小鼠进行导管插入极为困难。右心室独特的腔室几何结构可能影响 容积测量，应予以考虑。所使用的麻醉剂、心率、体温以及动物品系均可能影响血流动力学参数，应仔细报告并密切监测。

总之，在本实验方案中，对同一只小鼠同时进行了右心室和左心室插管。根据研究者的具体研究目的，可仅采用双心室插管术中的相应部分，独立地进行左心室或右心室插管。然而，本文所述方法对于全面评估心脏功能而言是最优方案。

材料

本文使用的材料清单

姓名	公司	目录编号	评论
ADVantage 压力-容积系统 (ADV500)	Transonic	FY097B
Endozime AW 三重增强型清洗酶	Ruhof	34521
光纤双臂鹅颈灯	Volpi Intralux	# 6000-1
镊子	F.S.T	11052-10
镊子	F.S.T	11251-20
纱布海绵	Dermacea	441400
止血钳	F.S.T	13003-10
止血钳	F.S.T	13018-14
肝素钠	Sandoz	023-3086	100 U/L
高保真导纳导管	Scisence; Transonic	FTH-1212B-3518
异氟烷	Baxter	CA2L9108
labScribe v4 软件	iworx	LS-30PVL
针头（30 号）	BD	305106
氯化钠注射液	Baxter	JB1309M	0.9%(wt/vol)
体视显微镜	Cole-Parmer	OF-48920-10
外科缝线	SERAFLEX	ID158000	黑色编织丝线，4.0
手术胶带	3M, Transpore	SN770
单动物台式麻醉系统	Harvard Apparatus	72-6468
气管切开插管（直径 1.45 mm）	Harvard Apparatus	72-1410
呼吸机、用于小鼠和大鼠的远红外加热垫 PhysioSuite	Kent Scientific Corporation	# PS-02