需要JoVE订阅才能观看此内容。 请登录或开始免费试用

方法文章

利用聚焦超声在大鼠模型中实现特定部位血脑屏障开放的台式实验方法

4.4K 次观看

⸱

DOI：

10.3791/61113

⸱

2020年6月13日

 ,  ,  , 
1Department of Radiology, University of Alabama at Birmingham, 2Department of Neurobiology, University of Alabama at Birmingham

本文内容

摘要

聚焦超声结合微泡造影剂可实现血脑屏障的局部和短暂开放。该技术已被用于递送多种物质通过血脑屏障。本文提供了一种在有或无磁共振成像（MRI）引导下，向啮齿类动物脑部进行局部递送的详细实验方案。

摘要

立体定向手术是向啮齿类动物脑部进行局部药物和基因递送的金标准。与全身给药相比，该技术具有多种优势，包括可精确定位至目标脑区，并减少脱靶副作用。然而，立体定向手术具有高度侵入性，限制了其转化应用效果，需要较长的恢复时间，且在靶向多个脑区时面临挑战。聚焦超声（FUS）可与循环微泡联用，以瞬时开放血脑屏障（BBB），开放区域可达毫米级别。这使得原本无法穿过血脑屏障的全身递送药物能够定位于颅内特定区域。该技术为立体定向手术提供了一种非侵入性的替代方案。然而，迄今为止，由于设备获取困难以及缺乏标准化方法，该技术尚未在神经科学研究实验室中得到广泛应用。本实验方案的总体目标是提供一种经济、可重复的台式FUS血脑屏障开放（BBBO）方法，使其能够被任何实验室轻松采用。

引言

尽管基础神经科学领域已取得诸多发现，但针对神经发育性和神经退行性疾病的新兴治疗方法仍然相对有限1,2。对参与神经系统疾病的相关基因、分子和细胞环路的深入理解，已提示了一些在现有技术条件下尚无法在人体中实现的潜在有效治疗策略3。有效的治疗手段常常受限于药物必须能够穿透血脑屏障并实现靶向特定部位的要求4,5,6,7,8。然而，目前针对特定脑区的局部给药方法（例如通过注射或导管给药）具有侵入性，且需要在颅骨上开孔9。此类手术的侵入性阻碍了局部给药在人类大脑中的常规应用。此外，组织损伤及其引发的炎症反应，普遍干扰了依赖脑内注射的基础研究和临床前研究10。若能实现非侵入性地将治疗剂穿过血脑屏障（BBB）并靶向特定脑区，不仅将极大推动神经系统疾病治疗的发展，同时也将为临床前研究提供一种强有力的探索工具。

一种对血脑屏障（BBB）进行靶向输送且组织损伤最小的方法是经颅聚焦超声（FUS）联合微泡，以实现对血脑屏障的局部且短暂开放11,12,13,14,15,16。近年来，FUS介导的血脑屏障开放因其可将治疗药物精准递送至特定脑区，在神经退行性疾病、脑卒中和胶质瘤的治疗中受到广泛关注，所递送的治疗剂包括神经营养因子17,18,19、基因疗法20,21,22、抗体23、神经递质24以及纳米颗粒25,26,27,28,29。由于其应用范围广泛且具有非侵入性30,31，FUS介导的血脑屏障开放是常规立体定位颅内注射的理想替代方案。此外，由于该技术目前已应用于人体30,32，采用该技术开展的临床前研究可被视为高度具有转化价值。然而，由于可及性有限，FUS介导的血脑屏障开放尚未在基础科学和临床前研究中被广泛确立。因此，我们提供了一套详细的台式FUS血脑屏障开放操作方案，为有意建立该技术的实验室提供起点。

这些研究使用了高功率空气背衬的聚焦超声（FUS）专用超声换能器，或低功率阻尼聚焦超声浸入式换能器。换能器由专为容性负载设计的射频功率放大器和标准台式函数发生器驱动。这些设备的详细信息见于材料表。

访问受限。请登录或开始试用以查看此内容。

方案

所有实验操作均按照阿拉巴马大学伯明翰分校机构动物照护与使用委员会（IACUC）的指南进行。

1. 聚焦超声驱动设备的设置

  1. 使用 50 欧姆同轴 BNC 电缆连接：(1) 超声换能器的输入端至射频放大器的输出端；(2) 射频放大器的输入端至函数发生器的输出端。
  2. 将函数发生器模式设置为每秒一次正弦波脉冲串，占空比为 1%。
    1. 对于使用 50 dB 射频放大器的阻尼 1 MHz 低功率浸入式换能器（焦距为 0.8 英寸），起始参数设置为：1 MHz 正弦波，峰峰值电压 1 V，10k 个周期，间隔（或周期）1 s。
    2. 对于背衬为空气的 1.1 MHz 高功率换能器，初始参数设置为：1.1 MHz 正弦波，峰峰值电压 50 mV，11k 个周期，间隔 1 s。
      ​注意：除非换能器已浸入液体中，否则不得运行。运行期间，切勿将手或其他身体部位置于超声焦点处，或接触换能器表面。

2. 聚焦超声台式装置设置

  1. 3D 打印立体定位架和立体定位架固定器。
  2. 使用夹具夹住 PVC 管，将换能器连接到 XYZ 位移平台（图 1a）。将夹具用螺栓固定在 X 轴滑块上，并用翼形螺母锁紧。
    1. 若使用高功率超声换能器，使用一对匹配的磁铁将其固定在 PVC 管上。确保其中一个磁铁有孔，另一个磁铁有相应的凸起。用环氧树脂将其中一个磁铁固定在 PVC 管底部，并用端盖封住管底（见 图 1b）。
    2. 使用环氧树脂将第二个磁铁固定在高功率超声换能器顶部中央位置，确保其位于换能器正中心（图 1c）。
  3. 若使用高功率超声换能器，制作一个用于校准 XYZ 位移平台的指针。当超声换能器安装在 XYZ 位移平台上时，该指针的尖端指示换能器焦点中心在空间中的位置。使用 18 号针头制作指针，将其截断至长度等于换能器的焦距加上换能器本身的厚度（图 1d）。
    1. 将环氧树脂涂在第三个磁铁上（该磁铁与 PVC 管端盖上的磁铁配对），并将其固定在指针顶部。这样，指针可通过磁铁吸附在 PVC 管上，用于 XYZ 方向的零点校准（图 1d）。
  4. 若使用低功率浸入式换能器，请 3D 打印指针和安装夹的文件。
    1. 通过将安装夹卡在 PVC 管上，并将换能器插入环形结构中，将低功率浸入式换能器固定在 PVC 管上（图 1f）。
  5. 使用切割后的亚克力板拼接并粘合，制作一个水浴装置，使其能够放置在动物头部上方的立体定位架上（图 1e）。
    1. 在水浴底部切割一个与动物头部大小相近的开口，并用聚酰亚胺胶带覆盖该开口。
      注意：必须小心操作，确保水不会从聚酰亚胺胶带周围泄漏，否则可能浸湿大鼠毛发，导致低体温。
  6. 通过将直径为 4 mm 的薄壁塑料或玻璃小球填充 MRI 可见液体（例如维生素 E 油）并密封，制备 MRI 定位标记物。将其放置在 3D 打印立体定位架右侧的 MRI 定位标记物 holder 上（图 2a）。
  7. 将 3D 打印的框架固定器牢固地安装在 XYZ 位移平台上的合适位置。将框架固定器前端的凸舌插入 Y 轴导轨上对应的槽口中，并用紧定螺钉固定（图 1h，红色箭头所示）。
  8. 为驱动 XYZ 位移平台，请按照制造商说明在计算机上安装 USB 转串口转换器并插入设备。在 PC 上安装运行环境及电机控制器软件。
    1. 在控制器软件前面板的端口选择下拉控件中选择该 USB 转串口转换器，确保软件中选择了正确的串行端口。使用 9 针串行交叉电缆（例如 RS232 null modem 电缆）将 USB 转串口转换器连接至步进电机控制器箱。
    2. 运行控制器软件，测试步进电机是否可在软件控制下正常运行。此步骤可能需要本地 IT 支持人员协助。

3. 颅内靶向操作步骤

注意：实验使用体重为250-350 g的雄性Sprague Dawley大鼠。动物可自由获取水和大鼠饲料，并维持在12小时光照：12小时黑暗的循环条件下。

  1. 将动物置于麻醉状态（3% 异氟烷与氧气混合），并通过脚趾夹捏测试确认其无反应。随后按以下步骤插入导管。
    1. 使用灯对尾巴进行加温，以使静脉更易穿刺。注意避免动物过热或尾部被烫伤。
    2. 待动物完全麻醉（对脚趾夹捏无反应）后，插入24 G尾静脉导管，用于后续注射微泡、伊文思蓝染料（EBD）、钆布醇MRI造影剂（如使用MRI）以及感兴趣的实验试剂。当穿刺成功进入静脉后，血液会进入导管鞘内，此时应缓慢撤出内部针芯，同时将导管鞘进一步推入静脉中。
      注意：若首次进行大鼠尾静脉注射，可参考Stuart和Schroeder33等指南。
    3. 若无血液流出，可缓慢将导管鞘退出静脉，以检测针头是否已穿透静脉壁。若在轻微回撤导管时出现血流，则说明初次穿刺已穿透静脉，需在尾部更靠头侧的位置重新开始导管置入操作。
  2. 当导管接口充满血液后，立即用生理盐水填充导管帽，并将其旋紧至导管接口末端。使用实验室胶带小心地将导管与尾部缠绕固定。从顶部开始，向尾侧方向缠绕，注意留出导管帽末端以便后续连接。
  3. 将麻醉管路连接至立体定位仪上的麻醉接口（图2a），通过将动物口部置于咬合杆上，并将耳杆插入双侧耳道，固定动物头部，随后拧紧固定螺钉。确保动物头部稳固且水平。
  4. 将动物转移至MRI检查床，并将麻醉管路连接至鼻罩。本实验方案中使用的是9.4 T小孔径动物MRI系统。
  5. 采集覆盖全脑及MRI定位标记（图2b）的冠状面和轴向T2加权图像，用于坐标测量。向本地MRI物理师或技术人员提供以下信息，以便其建立MRI扫描方案。
    1. 对于冠状面图像（图2b 上图），使用以下参数：图像数量：27，宽度：62.2 mm，高度：62.2 mm，深度：37.97 mm，体素尺寸：0.24 × 0.24 × 1.41 mm3。
    2. 对于轴向图像（图2b 下图），使用以下参数：图像数量：13，宽度：61.47 mm，高度：53.81 mm，深度：16.7 mm，体素尺寸：0.41 × 0.21 × 1.29 mm3。
      注意：只要冠状面平面分辨率接近0.25 mm，且图像覆盖全脑及定位标记，参数无需完全一致。
  6. 根据上述图像获取坐标测量值，记录MRI定位标记至目标聚焦超声（FUS）脑区的距离。
    1. 在扫描仪上，于步骤3.5采集的冠状面图像中，找到定位标记显示最大的图像，即为定位标记中心所在层面。记录从定位标记顶部至目标脑区的距离（单位：mm），分别在内侧/外侧方向和背侧/腹侧方向进行测量（MRI软件通常具备标尺或点测量工具，具体操作可咨询本地MRI技术人员或物理师）（图2b，上图）。
    2. 在扫描仪上，于步骤3.5采集的轴向图像中，找到显示定位标记最顶端的图像，测量从定位标记中心至目标脑区的距离，分别在背侧/腹侧方向和内侧/外侧方向进行测量（图2b，下图）。
    3. 比较两次测量所得的内侧/外侧数值，若存在差异，则取其平均值。这些坐标测量值将在后续步骤4.3中用于通过XYZ定位器引导FUS焦点至目标脑区。
  7. 采集MRI预扫描图像，并与聚焦超声（FUS）开放血脑屏障（BBB）后的图像进行比较（图4）。T1加权图像将用于后续观察BBB开放情况，T2加权图像将用于评估FUS处理后是否出现组织损伤34。
    1. 对于T1加权轴向图像，使用以下参数：宽度：30 mm，高度：51.2 mm，深度：3.0 mm，体素尺寸：0.23 × 0.2 × 0.23 mm3，图像数量：13。
    2. 对于T2加权轴向图像，使用以下参数：宽度：30 mm，高度：51.2 mm，深度：2.6 mm，体素尺寸：0.2 × 0.2 × 0.2 mm3，图像数量：13。
    3. 对于T1加权冠状面图像，使用以下参数：宽度：30 mm，高度：30 mm，深度：27 mm，体素尺寸：0.16 × 0.16 × 1 mm3，图像数量：27。
    4. 对于T2加权冠状面图像，使用以下参数：宽度：30 mm，高度：30 mm，深度：27 mm，体素尺寸：0.12 × 0.12 × 1 mm3，图像数量：27。
      注意：与步骤3.5类似，成像参数无需完全一致。这些图像的视野（FOV）更小，分辨率更高，相较于步骤3.5采集的图像更为精细。
  8. 保持动物处于立体定位仪中，迅速将其从MRI检查床转移至实验台面的FUS装置。转移过程中需确保动物在麻醉作用下持续处于睡眠状态。
  9. 若转移时间较长，应使用一个足够容纳动物及立体定位仪的转运箱。保持麻醉插头连接，将动物与定位仪放入箱内，并让过量异氟烷在箱内充盈数分钟。随后拔除麻醉管路，迅速完成转移。

4. 聚焦超声处理步骤

  1. 到达FUS台式设备后，立即将麻醉管连接至鼻罩，并持续输送1.5–3%异氟烷与氧气混合气体。此操作应尽快完成，以避免动物苏醒。
  2. 将框架滑入框架支架中，并牢固卡紧。使用电推剪剃除动物头部毛发。刷去多余毛发后，在头皮上涂抹脱毛膏。静置3分钟，然后用水和纱布擦拭干净。
  3. 若无法使用MRI进行靶向定位，请使用标准（非3D打印）立体定位仪，通过将定位指针尖端接触前囟（此操作需切开头皮）并归零软件或记录坐标，将指针位置校准至前囟。在软件中点击上移50按钮，将Z轴移动50 mm，随后将指针更换为换能器。根据先前描述的大鼠脑图谱35，使用软件中的步进按钮移动至目标脑区坐标。若采用此方法而非MRI引导，请直接跳至第4.6节。
  4. 若使用MRI引导，请安装定位指针，并将其移至MRI标记点位置（图1d、g）。将指针置于MRI标记点的最顶端中心位置（标记支架顶部设有小孔以便对准）。点击归零位置按钮，该点即为MRI图像中所有距离计算的基准点。
  5. 移除指针，并将定位装置移至内侧/外侧坐标及头侧/尾侧坐标。按下软件中的上移50按钮，提升定位装置，以便放置水浴装置和超声耦合剂。若Z轴行程已达顶部，则归零位置将失效。背侧/腹侧坐标将在安装换能器后设定。
  6. 在动物头皮上涂抹超声耦合剂，并将水浴装置覆盖于动物上方，使聚酰亚胺胶带窗口紧贴耦合剂。确保超声耦合剂中无气泡存在。
  7. 用水浴装置填充脱气水。
  8. 若使用高功率换能器，请降低定位装置，使磁体刚好位于水面之上。通过以一定角度缓慢将换能器斜向浸入水中（防止换能器表面下方困住气泡），将其安装至定位装置，并连接磁体。
  9. 若使用低功率浸入式换能器，请将定位装置降低至换能器夹具上方的水面附近。然后以一定角度缓慢将换能器斜向浸入水中（防止换能器表面下方困住气泡），将其夹紧固定。
    注：当需要观察换能器表面下方是否存在气泡时，透明水浴装置将非常有用。
  10. 将定位装置降至背侧/腹侧坐标位置。
  11. 打开射频功率放大器。
  12. 将3%伊文思蓝染料（EBD）按1 mL/kg剂量注入，方法是将针头插入导管塞中并注射。让其循环5分钟。
  13. 使用气泡震荡器剧烈震荡以激活微泡。
    1. 准备微泡剂量的5倍量（30 µL/kg，微泡浓度1.2 × 1010/mL），溶于0.2 mL生理盐水中，以补偿两次FUS处理及18 G带翼输液套管中的管路损耗。例如，若大鼠体重为200 g，则在带有18 G针头的注射器中加入30 µL微泡和1 mL生理盐水。
      注：务必使用18 G针头进行带翼输液套管的吸取和注射操作。
    2. 将注射器反复倒置数次，使微泡均匀分布。然后连接并填充带翼输液套管。将注射器置于输液泵上，设置输液泵以6 mL/h速率输注0.2 mL液体。这将在2分钟FUS暴露期间实现微泡的缓慢输注。
    3. 将带翼针头插入导管塞中。
  14. 首先启动输液泵，等待3秒后，按下信号发生器上的输出使能按钮（在材料表中的信号发生器上标记为“on”）开始FUS处理。每个靶区重复此过程两次，两次之间间隔5分钟，以允许微泡清除。
    1. 当输液泵在2分钟时停止，再次按下信号发生器上的on按钮以终止FUS处理。
    2. 等待5分钟使微泡清除。然后开始第二次输液和FUS处理。
    3. 第二次FUS处理结束后，立即注射钆布醇对比剂（如使用MRI）以及目标物质（例如病毒颗粒）。所有试剂的总给药体积不得超过5 mL/kg。
      注：目标物质的给药时机（例如在FUS血脑屏障开放前或后）可能因所用物质不同而有所差异。
  15. 关闭射频功率放大器，并立即将动物送回MRI设备进行后续成像。

5. 血脑屏障开放的 MRI 确认

  1. 如果无法进行 MRI 检查，则跳至第 6 节，使用 EBD 表达来确认血脑屏障（BBB）的开放。
  2. 将动物放回 MRI 床上，位置需与步骤 3.7 中完全相同，并连接麻醉管线。
  3. 使用与步骤 3.7 相同的成像参数采集 MRI 术后扫描图像，以观察血脑屏障开放区域的钆布醇（gadobutrol）MRI 增强效应（图 3b、e）。

6. 灌注与组织采集

  1. 用冰冷的4%甲醛灌注动物，直至血液完全变清。
  2. 取出脑组织，置于4%甲醛或PFA中，4 °C下过夜。随后将脑组织放入30%蔗糖溶液中，直至脑组织沉底（约2-3天）。最后在液氮或干冰上速冻，并于-80°C保存，直至进行冰冻切片。
  3. 将脑组织包埋于OCT中并进行冰冻切片。
  4. 固定切片并用盖玻片封片，用于荧光显微镜观察。EBD的激发峰位于470 nm和540 nm，发射峰位于680 nm。使用含DAPI的封片剂封片，以观察整体细胞形态。

访问受限。请登录或开始试用以查看此内容。

结果

此处，我们证明利用上述参数，结合低功率浸入式换能器，聚焦超声联合微泡可诱导血脑屏障的局部开放图3）以及FUS换能器（图4）。首先，在早期实验中，将低功率浸入式换能器对准大脑半球的前部（图3b）或内侧（图3a）。2小时后通过灌注处死动物（图3a) 或无灌注（图3b）和 10 µm 采集冷冻脑切片。通过EBD自发荧光（激发波长：470 和 540 nm，发射波长：680 nm）可观察到目标半球出现FUS诱导的血脑屏障开放（白色箭头） 图3a 和 3b).

为了通过EBD自发荧光清晰观察血脑屏障（BBB）的开放情况，我们发现对动物进行灌注以清...

访问受限。请登录或开始试用以查看此内容。

讨论

本文介绍了一种在实验台上进行微泡辅助聚焦超声（FUS）打开血脑屏障（BBB）的方法，并提供了替代方案，包括两种不同的换能器以及在有或无磁共振成像（MRI）引导下进行颅内靶向的方法。目前，为了在实验室中建立MRI引导的FUS BBB开放技术，可以选择购买性能优良、即插即用的设备，这些设备具有用户友好的界面，能够提供高度标准化且可重复的结果。然而，许多实验室难以承担此类仪器的高昂费用。因此，本方案的主要目标是为任何实验室提供一个可建立的起点，以逐步积累该技术的专业经验。

聚焦超声（FUS）开放血脑屏障（BBB）现已成为一种广泛应用的技术，不同研究团队常使用多种不同的造影剂和麻醉剂，而这些试剂均可能影响BBB开放的程度及血管外渗情况。尤其需要注意的是，所使用的特定麻醉剂可能会影响BBB开放的幅度，因此在执行本方案时必须对此加以考虑38。本文采用异氟烷作为麻醉剂，原因是动物可在异氟烷麻醉下维持整个实验过程，且可根据动物的呼吸频率和心率方便地调节异氟烷气体浓度。此外，我们使用氧气携带异氟烷进行给药，因其比医用空气更易获得；然而，医用空气可能有助...

访问受限。请登录或开始试用以查看此内容。

披露

作者无任何利益冲突需要披露。

致谢

本研究部分得到了美国国家科学基金会（NSF）EPSCoR研究基础设施资助（授予克莱姆森大学，编号1632881）的支持。此外，本研究还部分得到了阿拉巴马州伯明翰市国际Civitan研究中心的支持。作者衷心感谢阿拉巴马大学伯明翰分校小型动物影像共享设施资助项目［美国国立卫生研究院（NIH）P30 CA013148］所提供的服务与设施。作者感谢Rajiv Chopra提供的支持与指导。

访问受限。请登录或开始试用以查看此内容。

材料

本文使用的材料清单
姓名公司目录编号评论
气泡振荡器Lantheus Medical ImagingVMIXVIALMIX，用于激活Definity微泡的激活装置
导管塞/注射帽SAI infusion technologies部件编号：IC导管塞/注射帽
伊文思蓝染料SigmaE2129-10G伊文思蓝染料
函数发生器TektronixAFG3022B双通道，250MS/s，25MHz
FUS换能器，1.1MHzFUS InstrumentsTX-1101 MHz MRI兼容球面聚焦超声换能器，带水听器
小鼠和大鼠加热垫Kent ScientificPS-03加热垫 - 用于小鼠和大鼠的PhysioSuite
输注泵KD Scientific780100KDS 100 Legacy单通道注射泵
聚酰亚胺胶带（Kapton胶带）Gizmo Dorkshttps://www.amazon.com/dp/B01N1GGKRC/
ref=cm_sw_em_r_mt_dp_U_GbR7Db56HKD91		Gizmo Dorks 聚酰亚胺胶带（Kapton胶带），适用于3D打印机和打印，8 x 8英寸，每包10张
低功率浸入式换能器，1MHzOlympusV303-SU浸入式换能器，1 MHz，元件直径0.50英寸，标准外壳类型，直式UHF连接器，F=0.80IN PTF
磁铁组件WINOMOhttps://www.amazon.com/dp/B01DJZQJBG/
ref=cm_sw_em_r_mt_dp_U_JYQ7DbM32E5QC		WINOMO 15mm 缝纫用磁性包扣，适用于缝纫和剪贴簿制作 - 10组
射频放大器E&IA07575W
尾静脉导管BD382512/ Fisher货号：NC122851324G BD Insyte Autoguard防护型静脉导管（无翼）
超声造影微泡Lantheus Medical ImagingDE4, DE16DEFINITY（全氟丁烷脂质微球）
超声耦合凝胶Aquasonichttps://www.amazon.com/dp/B07FPQDM4F/
ref=cm_sw_em_r_mt_dp_U_D6Q7Db3J9QP7P		超声耦合凝胶 Aquasonic 100 传输凝胶 1升挤压瓶
带翼输液套件，22GFisher Healthcare22-258087Terumo Surflo 带翼输液套件
电机控制器软件N/AN/A使用LabView编写的自定义软件，用于控制Velmex电机控制器
电机控制器软件运行环境国家仪器公司（National Instruments）LabView运行引擎版本2017或更高版本https://www.ni.com/en-us/support/downloads/software-products/download.labview.html
三轴线性位移台（XYZ定位器）Velmex
螺栓VelmexMB-1BiSlide螺栓 1/4-20x3/4" 内六角圆柱头螺钉（10个装），数量：3
电机控制器VelmexVXM-3控制器，三轴可编程步进电机控制，数量：1
安装夹板VelmexMC-2夹板，双孔BiSlide，数量：6
安装夹板VelmexMC-2夹板，双孔BiSlide，数量：2
USB转串口转换器VelmexVXM-USB-RS232USB转RS232串行通信电缆 10英尺，数量：1
X轴线性位移台VelmexMN10-0100-M02-21BiSlide，行程=10英寸，2 mm/转，限位开关，NEMA 23，数量：1
X轴步进电机VelmexPK266-03A-P1Vexta Type 23T2，单轴步进电机，数量：1
Y轴线性位移台VelmexMN10-0100-M02-21BiSlide，行程=10英寸，2 mm/转，限位开关，NEMA 23，数量：1
Y轴步进电机VelmexPK266-03A-P1Vexta Type 23T2，单轴步进电机，数量：1
Z轴阻尼器VelmexD6CL-6.3FD6CL 阻尼器，适用于Type 23双轴步进电机，数量：1
Z轴线性位移台VelmexMN10-0100-M02-21BiSlide，行程=10英寸，2 mm/转，限位开关，NEMA 23，数量：1
Z轴步进电机VelmexPK266-03B-P2Vexta Type 23T2，双轴步进电机，数量：1
可3D打印的文件
浸入式换能器支架和指针https://www.tinkercad.com/things/cRgTthGXSRq
立体定位仪框架https://www.tinkercad.com/things/ilynoQcdqlH
立体定位仪支架https://www.tinkercad.com/things/aZNgqhBOHAX
9.4T小孔径动物MRI系统BrukerBruker BioSpec 94/20ParaVision 5.1版本
AAV9-hsyn-GFPAddgene
乳霜型脱毛剂Church & DwightNair乳霜
钆布醇MRI造影剂Bayer加乐显（Gadavist，钆布醇，1mM/mL）
立体定位仪框架Stoelting#51500不适用于MRI
即用型FUS递送装置FUS InstrumentsRK-300适用于啮齿类动物的即用型MRI兼容FUS系统

参考文献

  1. Markou, A., Chiamulera, C., Geyer, M. A., Tricklebank, M., Steckler, T. Removing obstacles in neuroscience drug discovery: the future path for animal models. Neuropsychopharmacology. 34 (1), 74-89 (2009).
  2. Schoepp, D. D. Where will new neuroscience therapies come from. Nature Reviews. Drug Discovery. 10 (10), 715-716 (2011).
  3. Insel, T. R., Landis, S. C. Twenty-five years of progress: the view from NIMH and NINDS. Neuron. 80 (3), 561-567 (2013).
  4. Bicker, J., Alves, G., Fortuna, A., Falcão, A. Blood-brain barrier models and their relevance for a successful development of CNS drug delivery systems: a review. European Journal of Pharmaceutics and Biopharmaceutics. 87 (3), 409-432 (2014).
  5. Pardridge, W. M. The blood-brain barrier: bottleneck in brain drug development. NeuroRx: the journal of the American Society for Experimental NeuroTherapeutics. 2 (1), 3-14 (2005).
  6. Millan, M. J., Goodwin, G. M., Meyer-Lindenberg, A., Ove Ögren, S. Learning from the past and looking to the future: Emerging perspectives for improving the treatment of psychiatric disorders. European Neuropsychopharmacology. 25 (5), 599-656 (2015).
  7. Correll, C. U., Carlson, H. E. Endocrine and metabolic adverse effects of psychotropic medications in children and adolescents. Journal of the American Academy of Child and Adolescent Psychiatry. 45 (7), 771-791 (2006).
  8. Girgis, R. R., Javitch, J. A., Lieberman, J. A. Antipsychotic drug mechanisms: links between therapeutic effects, metabolic side effects and the insulin signaling pathway. Molecular Psychiatry. 13 (10), 918-929 (2008).
  9. Patel, M. M., Goyal, B. R., Bhadada, S. V., Bhatt, J. S., Amin, A. F. Getting into the brain: approaches to enhance brain drug delivery. CNS Drugs. 23 (1), 35-58 (2009).
  10. McCluskey, L., Campbell, S., Anthony, D., Allan, S. M. Inflammatory responses in the rat brain in response to different methods of intra-cerebral administration. Journal of Neuroimmunology. 194 (1-2), 27-33 (2008).
  11. Thanou, M., Gedroyc, W. MRI-Guided Focused Ultrasound as a New Method of Drug Delivery. Journal of drug delivery. 2013, 616197(2013).
  12. Burgess, A., Hynynen, K. Noninvasive and targeted drug delivery to the brain using focused ultrasound. ACS Chemical Neuroscience. 4 (4), 519-526 (2013).
  13. Burgess, A., Shah, K., Hough, O., Hynynen, K. Focused ultrasound-mediated drug delivery through the blood-brain barrier. Expert Review of Neurotherapeutics. 15 (5), 477-491 (2015).
  14. Shin, J., et al. Focused ultrasound-mediated noninvasive blood-brain barrier modulation: preclinical examination of efficacy and safety in various sonication parameters. Neurosurgical Focus. 44 (2), 15(2018).
  15. Bing, C., et al. Characterization of different bubble formulations for blood-brain barrier opening using a focused ultrasound system with acoustic feedback control. Scientific Reports. 8 (1), 7986(2018).
  16. Hynynen, K., McDannold, N., Vykhodtseva, N., Jolesz, F. A. Noninvasive MR imaging-guided focal opening of the blood-brain barrier in rabbits. Radiology. 220 (3), 640-646 (2001).
  17. Baseri, B., et al. Activation of signaling pathways following localized delivery of systemically administered neurotrophic factors across the blood-brain barrier using focused ultrasound and microbubbles. Physics in Medicine and Biology. 57 (7), 65-81 (2012).
  18. Rodríguez-Frutos, B., et al. Enhanced brain-derived neurotrophic factor delivery by ultrasound and microbubbles promotes white matter repair after stroke. Biomaterials. 100, 41-52 (2016).
  19. Karakatsani, M. E., et al. Amelioration of the nigrostriatal pathway facilitated by ultrasound-mediated neurotrophic delivery in early Parkinson's disease. Journal of Controlled Release. 303, 289-301 (2019).
  20. Lin, C. -Y., et al. Non-invasive, neuron-specific gene therapy by focused ultrasound-induced blood-brain barrier opening in Parkinson's disease mouse model. Journal of Controlled Release. 235, 72-81 (2016).
  21. Long, L., et al. Treatment of Parkinson's disease in rats by Nrf2 transfection using MRI-guided focused ultrasound delivery of nanomicrobubbles. Biochemical and Biophysical Research Communications. , (2016).
  22. Fan, C. -H., Lin, C. -Y., Liu, H. -L., Yeh, C. -K. Ultrasound targeted CNS gene delivery for Parkinson’s disease treatment. Journal of Controlled Release. 261, 246-262 (2017).
  23. Kinoshita, M., McDannold, N., Jolesz, F. A., Hynynen, K. Targeted delivery of antibodies through the blood-brain barrier by MRI-guided focused ultrasound. Biochemical and Biophysical Research Communications. 340 (4), 1085-1090 (2006).
  24. Todd, N., et al. Modulation of brain function by targeted delivery of GABA through the disrupted blood-brain barrier. Neuroimage. 189, 267-275 (2019).
  25. Nance, E., et al. Non-invasive delivery of stealth, brain-penetrating nanoparticles across the blood-brain barrier using MRI-guided focused ultrasound. Journal of Controlled Release. 189, 123-132 (2014).
  26. Mulik, R. S., et al. Localized delivery of low-density lipoprotein docosahexaenoic acid nanoparticles to the rat brain using focused ultrasound. Biomaterials. 83, 257-268 (2016).
  27. Lin, T., et al. Blood-Brain-Barrier-Penetrating Albumin Nanoparticles for Biomimetic Drug Delivery via Albumin-Binding Protein Pathways for Antiglioma Therapy. ACS Nano. 10 (11), 9999-10012 (2016).
  28. Timbie, K. F., et al. MR image-guided delivery of cisplatin-loaded brain-penetrating nanoparticles to invasive glioma with focused ultrasound. Journal of Controlled Release. 263, 120-131 (2017).
  29. Fan, C. -H., et al. SPIO-conjugated, doxorubicin-loaded microbubbles for concurrent MRI and focused-ultrasound enhanced brain-tumor drug delivery. Biomaterials. 34 (14), 3706-3715 (2013).
  30. Mainprize, T., et al. Blood-Brain Barrier Opening in Primary Brain Tumors with Non-invasive MR-Guided Focused Ultrasound: A Clinical Safety and Feasibility Study. Scientific Reports. 9 (1), 321(2019).
  31. Chen, K. -T., Wei, K. -C., Liu, H. -L. Theranostic Strategy of Focused Ultrasound Induced Blood-Brain Barrier Opening for CNS Disease Treatment. Frontiers in Pharmacology. 10, 86(2019).
  32. Lipsman, N., et al. Blood-brain barrier opening in Alzheimer’s disease using MR-guided focused ultrasound. Nature Communications. 9 (1), 2336(2018).
  33. Stewart, K., Schroeder, V. Compound Administration I. , JoVE. Cambridge, MA. Available from: https://www.jove.com/science-education/10198/compound-administration-i (2020).
  34. Liu, H. -L., et al. Magnetic resonance imaging enhanced by superparamagnetic iron oxide particles: usefulness for distinguishing between focused ultrasound-induced blood-brain barrier disruption and brain hemorrhage. Journal of Magnetic Resonance Imaging. 29 (1), 31-38 (2009).
  35. Geiger, B. M., Frank, L. E., Caldera-Siu, A. D., Pothos, E. N. Survivable stereotaxic surgery in rodents. Journal of Visualized Experiments. (20), e880(2008).
  36. Marty, B., et al. Dynamic study of blood-brain barrier closure after its disruption using ultrasound: a quantitative analysis. Journal of Cerebral Blood Flow and Metabolism. 32 (10), 1948-1958 (2012).
  37. Alonso, A., Reinz, E., Fatar, M., Hennerici, M. G., Meairs, S. Clearance of albumin following ultrasound-induced blood-brain barrier opening is mediated by glial but not neuronal cells. Brain Research. 1411, 9-16 (2011).
  38. McDannold, N., Zhang, Y., Vykhodtseva, N. Blood-brain barrier disruption and vascular damage induced by ultrasound bursts combined with microbubbles can be influenced by choice of anesthesia protocol. Ultrasound in Medicine & Biology. 37 (8), 1259-1270 (2011).
  39. McDannold, N., Zhang, Y., Vykhodtseva, N. The Effects of Oxygen on Ultrasound-Induced Blood-Brain Barrier Disruption in Mice. Ultrasound in Medicine & Biology. 43 (2), 469-475 (2017).
  40. O'Reilly, M. A., Muller, A., Hynynen, K. Ultrasound insertion loss of rat parietal bone appears to be proportional to animal mass at submegahertz frequencies. Ultrasound in Medicine & Biology. 37 (11), 1930-1937 (2011).
  41. Abrahao, A., et al. First-in-human trial of blood-brain barrier opening in amyotrophic lateral sclerosis using MR-guided focused ultrasound. Nature Communications. 10 (1), 4373(2019).

访问受限。请登录或开始试用以查看此内容。

重印与许可

标签

利用聚焦超声在大鼠模型中实现特定部位血脑屏障开放的台式实验方法
联系我们
向图书馆推荐

隐私政策

使用条款

政策

版权所有 © 2026 MyJoVE Corporation。保留所有权利。