Na+/K+泵在节律性簇状放电中的作用：基于建模与动态钳分析的研究

摘要

本文介绍了一种利用动态钳技术研究钠钾泵（Na⁺/K⁺ pump）和持续性钠电流（persistent Na⁺ current）在蛭心脏中间神经元中作用的方法。

摘要

Na⁺/K⁺ 泵通常被视为神经元活动中的背景功能，它产生一种外向电流（I_pump），该电流响应细胞内 Na⁺ 浓度（[Na⁺]_i）。在爆发式放电的神经元中，例如产生节律性运动的中枢模式发生器（CPG）神经网络中的神经元，[Na⁺]_i 以及由此决定的 I_pump 可望在爆发周期中发生变化。这种对电活动的响应性，加上其对膜电位的独立性，赋予了 I_pump 不同于基于离子通道电流（如电压门控、递质门控或漏通道）的动力学特性。此外，在许多神经元中，泵的活性受到多种调节因子的调控，进一步扩展了 I_pump 在节律性爆发活动中的潜在作用。本文将展示如何结合建模与动态钳制技术，来确定 I_pump 及其与持续性 Na⁺ 电流的相互作用如何影响 CPG 中的节律性活动。具体而言，本文将聚焦于医用水蛭心脏中间神经元中的动态钳制实验方案和计算建模方法。

引言

蛭类的心跳由一个中央模式发生器（CPG）驱动，该发生器由分布在多个中段体节神经节中的9对双侧心脏中间神经元（HNs）组成。CPG的核心是由位于第3节段的相互抑制的中间神经元对构成^rd 和 4^th 形成半中心振荡器（HCOs）的节段性神经节（图1A）。当使用荷包牡丹碱药理学地隔离突触后，这些神经元仍持续产生簇状放电。¹. 其他，如第7对^th 节段性神经节（本方案的重点）同样具有爆发活性，当处于突触隔离状态时，能够产生节律性爆发活动。这些神经节之间无相互连接，仅接收下行输入，因此可通过将神经节与其余神经索切断而轻松分离。这种独立的爆发活动对使用尖锐微电极穿刺记录时引入的漏电流较为敏感，但在采用松贴式膜片钳技术记录时则表现出强烈的节律性爆发。¹.

已对单个HN神经元和HN半中心振荡器（HN HCOs）建立了模型（基于Hodgkin-Huxley的单等电位区室模型，包含实验已鉴定出的所有电压门控电流和突触电流），成功再现了生物系统中所有爆发活动的特征²。肌调节素（myomodulin）是水蛭体内的一种内源性神经肽，可显著缩短离体HN神经元和HN HCOs爆发节律的周期（T）。该调节因子通过增强h电流（超极化激活的内向电流，I_h）并抑制I_pump发挥作用³。这一发现促使人们进一步探究I_pump与I_h之间的相互作用，以及二者共调节如何影响HN神经元的节律性活动。通过提高细胞内钠离子浓度（[Na⁺]_i，使用离子载体莫能菌素）激活钠钾泵，可加快HN HCOs和离体HN神经元的爆发节律⁴。这种加速效应依赖于I_h：当I_h被阻断（使用2 mM Cs⁺）时，泵的激活不再改变爆发周期；然而，爆发持续时间（BD）缩短，且HN HCOs和离体HN神经元的爆发间期（IBI）均延长⁴。

在本方案中，活体 HN(7) 神经元的所有电流（包括泵电流 I_pump）均按如下方式纳入 HN 模型中：

(1)

其中 C 为膜电容（单位：nF），V 为膜电位（单位：V），t 为时间（单位：s）。详细的离子电流描述和方程已在其他文献中报道^2,4。完整的 HN 模型神经元可实时运行（图 2）。该软件将在发表后发布于 GitHub，适用于 材料表 中所述的数字信号处理板。本文研究的重点是 Na⁺/K⁺ 泵电流（I_pump）以及对 Na⁺ 流通量有显著贡献的电压门控电流：快速 Na⁺ 电流（I_Na）和持续性 Na⁺ 电流（I_P）。这些电流的最大电导分别为 。Na⁺/K⁺ 泵将三个细胞内 Na⁺ 离子与两个细胞外 K⁺ 离子进行交换，从而产生净外向电流。重要的是，该泵将 Na⁺ 排出神经元的量是该电流所指示量的 3 倍，这一点在计算细胞内 Na⁺ 浓度时至关重要。

Na⁺/K⁺ 泵电流取决于细胞内 Na⁺ 浓度，并由以下S形函数表示：

(2)

其中，[Na]_i 为细胞内 Na⁺ 浓度， 为 Na⁺/K⁺ 泵的最大电流，[Na]_ih 为 Na⁺/K⁺ 泵半激活时的细胞内 Na⁺ 浓度，[Na]_is 为 Na⁺/K⁺ 泵对 [Na]_i 的敏感性。[Na]_i 因由 I_P 和 I_Na 介导的 Na⁺ 内流而积累，并因 Na⁺/K⁺ 泵的 Na⁺ 外流而减少。I_h 和 I_Leak 对总 Na⁺ 流的贡献较小，在实时模型中不予考虑。

(3)

其中，v 是细胞内 Na⁺ 储库的体积（约 6.7 pL），F 为法拉第常数，细胞外 Na⁺ 浓度保持恒定。

电压门控性和漏电导已与泵电流区分开来——前者响应膜电位变化，而后者受计算得到的细胞内 Na⁺ 浓度（[Na⁺]_i）调节。[Na⁺]_i 通过产生动作电位（即放电）的快速 Na⁺ 电流（I_Na）以及提供去极化以维持放电活动的持续性 Na⁺ 电流（I_P）介导的 Na⁺ 内流而逐渐累积；反过来，[Na⁺]_i 又通过钠泵将 Na⁺ 排出细胞的作用而降低。我们假设 HN 细胞的基础生理值为 （5 nS）和 （150 nS），并同时考虑了额外加入的动态钳制 的影响。

本方案的目标是实时精确且可逆地调控 I_pump，以研究其如何与电压门控电流（在本方案中为持续性 Na⁺ 电流）相互作用，从而调控单个 HN 神经元的节律性簇状放电。为实现该目标，采用了动态钳技术，该技术可根据指令在模型运行过程中实时引入精确数量的任意电流。与药理学方法相比，动态钳具有优势：药理学方法作用于整个组织，可能产生难以逆转的脱靶效应，且无法实现精确操控。动态钳^5,6 可实时读取记录神经元的膜电位（图 1B），并根据模型方程以及设定的 或 值，实时计算并注入相应量的电流。类似的方法可轻松应用于任何能够进行细胞内记录的神经元。然而，参数需根据所选神经元重新标定，且该神经元应通过药理学等手段隔离突触输入。

方案

注意：无脊椎动物实验对象不受美国国立卫生研究院（NIH）或埃默里大学和佐治亚州立大学的监管。尽管如此，本研究中仍采取了一切可能的措施以尽量减少所使用水蛭的痛苦。

1. 准备蛭神经索中分离的第7神经节

1. 维持水蛭培养 Hirudo verbana 在16 °C、12小时光照/12小时黑暗循环条件下，将人工池塘水（含0.05% w/v海盐）用去离子水稀释后使用。
2. 通过将水蛭置于碎冰床上进行低温麻醉，为其解剖做好准备 >10 分钟直至不动。
3. 用冰冷的生理盐水填充黑色树脂内衬的解剖皿至约1 cm深度，生理盐水中含有115 mM NaCl、4 mM KCl、1.7 mM CaCl₂₂，10 mM D-葡萄糖，以及10 mM HEPES，溶于去离子水中；用1 M NaOH调节pH至7.4。将水蛭背侧朝上固定于黑色树脂衬里的记录室中（记录室尺寸至少为20 cm × 10 cm，树脂层厚度至少为2 cm，其上方液体深度至少为2 cm）。
4. 在体视显微镜下，使用斜射光导照明，放大20倍，用5 mm弹簧剪在身体前1/3段的体壁上进行至少3 cm长的纵向切口^rd 身体的一部分。用大头针将体壁拉开，以暴露内部器官。
   注意：可使用火焰抛光的巴斯德移液管通过抽吸去除任何储存的血餐。
5. 分离单个中段第7神经节（脑后第7个游离体节神经节）。
   1. 使用5 mm弹簧剪刀切开容纳神经索的窦腔。注意从背侧和腹侧将窦腔剪成两片条状结构。用尖头#5镊子辅助引导剪切并夹持窦腔。
   2. 将窦部保留在从神经节发出的两条侧支神经根上（窦部与每条神经根紧密附着），利用这些窦部条带固定神经节。
   3. 通过切断连接神经节的头端和尾端神经束（尽可能远离第7个神经节）将神经节从身体上移除^th 尽可能保留神经节和窦条，然后在根部从窦部伸出的位置外侧进行切割。
6. 将神经节腹面朝上，用钝化的5号镊子固定，再用截短的昆虫针将其固定在干净的、树脂衬里的培养皿中。将针插入附着于神经根以及吻侧和尾侧连接处的窦状条带和疏松组织中，尽量远离神经节。
   注意：若要在记录期间实现良好的底部照明，树脂厚度不得超过3毫米。确保神经节在纵向和横向均处于紧绷状态。
7. 将体视显微镜的放大倍数增加至40倍或更高，并调节斜射照明，使神经节腹侧表面、神经外膜下方的神经元胞体清晰可见。
8. 用显微剪刀剥离神经节的神经束膜（去鞘）。
   1. 从一侧根部之间的疏松鞘膜开始进行去鞘操作，沿横向剪开至另一侧，注意保持剪刀刀刃贴近表面，避免损伤鞘膜正下方的神经元胞体。
   2. 从侧切口沿中线向尾侧做一相似的浅表切口。
   3. 现在用精细的5号镊子夹住一侧鞘膜的尾外侧瓣，将其从神经节上拉开，并用显微剪将其剪除。
   4. 另一侧重复相同操作；该步骤可暴露两侧的 HN(7) 神经元，以便用微电极进行记录。
9. 将制备好的样本置于记录装置中，并在室温下以5 mL/min的流速用生理盐水进行灌流。

2. 使用尖锐微电极识别并记录蛭心脏中间神经元

1. 在记录 HN(7) 神经元期间（记录持续时间为 30 至 60 分钟），使用以 5 kHz 采样率工作的神经生理学电位仪，通过数字数据采集（模拟转数字，A 到 D）和刺激（数字转模拟，D 到 A）系统，同步采集并数字化细胞内电流和电压信号，并在计算机屏幕上实时显示。
   注意：数据采集（A 到 D）可使用任何商用或自行开发的软件及 A 到 D/D 到 A 数据采集板。动态钳实验则必须使用 D 到 A 转换系统及自行开发的软件。
2. 在 50–100 倍暗场透射照明的体视显微镜下，根据 HN(7) 神经元在第七体节神经节中典型的后外侧位置，初步识别该双侧成对神经元中的 HN(7) 神经元。
3. 现在使用显微操作器，将充满 2 M 醋酸钾和 20 mM KCl 的尖锐微电极插入疑似 HN(7) 神经元中。
   1. 将微电极置于目标细胞体附近。
   2. 持续观察电位仪记录的电位信号，并在穿刺神经元前将该电位调零至 0 mV。
   3. 通过操纵器缓慢沿电极长轴推进，穿刺神经元；同时使用电位仪的蜂鸣功能（设定蜂鸣持续时间为 100 ms），直至观察到膜电位出现负向偏移并伴随强烈的放电活动。
4. 将电位仪设置为不连续电流钳模式（DCC），采样频率 ≥ 3 kHz，以便使用单根微电极同时记录膜电位并注入电流（电容补偿调节至刚好低于振铃阈值，再回调 10%）。
   1. 在示波器上监测 DCC 模式下电极信号的稳定情况。
   2. 使用电位仪的稳流注入功能，注入 -0.1 nA 的稳定电流，持续一至两分钟，以稳定记录状态。
5. 根据其特征性的动作电位波形和微弱的簇状放电活动，最终确认 HN(7) 神经元的身份（图 1Ci）。
6. 实验结束后，离线进行所有数据分析，并将全部数据保存至磁盘。

3. 构建一个实时的 HN 或其他模型神经元

1. 使用台式计算机中的数字信号处理板（DSB；D/A 和 A/D）构建自定义软件，以实时实现文献^2,4中描述的模型电流，或为其他神经元或实验设计不同的模型电流。
   1. 采用霍奇金-赫胥黎（Hodgkin-Huxley）型方程，因其是表示模型电流的常用首选方法。
   2. 参见文献⁷，了解在加入泵电流之前，实时 HN 模型和动态钳技术实现的详细描述。有关 HN 模型中活体 HN(7) 神经元的电流、细胞内 Na⁺ 浓度及电导的描述，请参见引言部分。

4. 实施并调整动态钳制电导/电流

1. 使用为 DSB 定制开发的动态钳软件，实时实施并更改 HN(7) 神经元 HN 实时模型中可通过图形用户界面（图 3）（GUI）访问的任何程序化电导和电流。
   注：需要提醒的是， 和 分别代表持续性 Na⁺ 电流（I_P）的最大电导和泵电流的最大值（I_pump）。
2. 在模型运行过程中，使用软件中的 GUI 输入框更改 （PumpMaxL 框）和 （GpinHNLive 框）（图 3）。
   注：GUI 输入框接受手动输入的数值，建议对 以 0.1 nA 的步长进行调整，对 以 1 nS 的步长进行调整。
   1. 通过动态钳向 HN(7) 神经元逐步添加少量的 和 ，以稳定因微电极引入的漏电而减弱的神经元簇状放电活动，如 图 1Cii 所示。
      注：尖锐微电极穿刺会造成膜损伤，表现为漏电导增加或输入电阻降低。
   2. 首先添加 0.1–0.2 nA 的 以补偿微电极引起的漏电，但这会抑制兴奋性；随后逐步增加 以提高兴奋性，直至出现规律性的簇状放电，通常在 达到约 1–4 nS 时实现（图 4A）。
3. 在记录 HN(7) 神经元时，系统性地共同改变这些电流（ 以 0.1 nA 为增量， 以 1 nS 为增量），并使用动态钳（图 3）评估其对簇发放电特征的影响：峰电位频率（f：簇状放电期间峰间间隔平均值的倒数）、簇间间隔（IBI：一次簇状放电中最后一个峰电位到下一次簇状放电中第一个峰电位之间的时间）、簇持续时间（BD：一个簇状放电中第一个峰电位到最后一个峰电位之间的时间）以及簇周期（T：一个簇状放电中第一个峰电位到下一个簇状放电中第一个峰电位之间的时间）。
   1. 如视频演示中所示，改变 和 的数值，以熟悉该技术，然后进一步探索。
      1. 将 固定在某一特定值，并在支持规律性簇状放电活动的 范围内以 1 nS 的步长进行扫描。
      2. 现在将固定的 值增加 0.1 nA，再次在支持规律性簇状放电活动的 范围内进行扫描。
      3. 对于每一对设定的参数组合，收集至少包含 8 次簇状放电的数据，以便可靠地计算 f、IBI、BD 和 T 的平均值。
      4. 只要神经元保持活性（通过强放电和稳定的振荡基线电位评估），就持续进行扫描。
      5. 从多个神经元（来自不同动物）收集数据，以生成综合图（图 5）。

结果

通过引入I_pump⁴进行建模，使引言部分所展示的实验结果更加清晰，并开始解释泵辅助的簇放电机制。此处展示的实时模型已进行调参（ 和 参数选定），使其产生的节律性活动处于实验中观察到的正常活动范围之内——包括频率（f）、爆发间期（IBI）、爆发持续时间（BD）和周期（T）——并且当模型中调节肌调节素（myomodulin）的相关参数 （最大泵电流）和 （h电流的最大电导）单独或共同变化时，模型仍可持续产生此类活动。所确定的参数值可作为建模实验的基准或标准参数集。在这些模型实例中，I_pump 随着胞内钠离子浓度 [Na⁺]_i 围绕基线水平在簇放电周期内持续振荡。I_pump 在爆发相期间促进簇放电的终止，其引起的超极化在爆发间期激活 I_h；请注意在簇放电起始附近 I_h 达到最大值（图 2）。

尽管实时 HN 模型已实现了所有电流^2,4 可用于动态钳制，此处的重点是 和 ，这些参数可在模型运行期间通过动态钳制图形用户界面（dynamic clamp GUI）进行修改图3）。动态钳技术允许实验者添加（或通过负值减去） 或 ）人为地向神经元引入一种电导或电流，以模拟真实电导或电流的电压和离子依赖特性。因此，可以全面探究特定电导或电流如何与细胞内源性的电导或电流相互作用（图1）。实时HN模型表明，持续性Na⁺ 电流（我_P在HN神经元中，) 对Na贡献很大⁺ 进入对[Na⁺]_i (图2因此， 我_泵。因为 我_P 在相对较负的膜电位下具有活性，因此起到拮抗作用 我_泵 即使在IBI期间。

这些观察结果表明，如前所述^8,9,10，利用动态钳技术在孤立的 HN 神经元中探索 与 之间的相互作用具有重要意义。这些实验（正在进行中）采用尖锐微电极记录单个突触隔离的 HN(7) 神经元（第七神经节从神经索中切断）进行。迄今为止，实验结果显示，通过动态钳同时施加 I_P 和 I_pump，可在因微电极穿刺引入漏电而呈紧张性活动的 HN 神经元中恢复稳定的节律性放电（图4）。这一重要发现表明，这些神经元中存在一种节律性放电机制（即使存在漏电情况），该机制源于 I_pump 与 I_P 的相互作用。初步结果提示二者之间存在强烈的复杂相互作用，可在模型与实验中进一步探究（图5）。

综上所述，在爆发活动期间，细胞内钠离子浓度（[Na⁺]_i）周期性升高所引发的钠泵电流（I_pump）通过终止爆发（降低BD）参与调控爆发节律。I_P 与 I_pump 之间的相互作用构成了一种足以维持内源性爆发活动的机制；该机制可在第7神经节中记录到的HN中间神经元内恢复强烈的爆发活动。I_P 与 I_pump 通过 [Na⁺]_i 的相互作用对HN爆发周期产生非单调性影响，并确保自主爆发活动的鲁棒性。这些结论与在脊椎动物系统中进行的实验和建模结果一致^11,12。

图1：水蛭心脏中间神经元的电活动及通过动态钳技术实现 I_pump 与 I_P 电流。 （A）在第三神经节的心跳半中心振荡器（HCO）中，同时记录到的正常簇状放电活动，上方为细胞外记录，下方为细胞内记录；右侧为所记录神经元及其相互抑制性突触连接的示意图。（B）在分离的第7神经节中对HN(7)中间神经元进行记录时的动态钳示意图；注意两个HN(7)中间神经元之间无突触相互作用。（Ci）在漏电受损的HN(7)中间神经元中的簇状放电活动。（Cii）通过添加动态钳 I_pump（ = 0.1 nA），可补偿微电极引起的漏电，但会降低兴奋性，同时加入 （1 nS），可增强兴奋性，从而产生更稳定的簇状放电。黑色虚线表示基线值。缩写：HN = 心脏中间神经元；HCO = 半中心振荡器；I_pump = 外向电流；I_P = 持久性 Na⁺ 电流； = 最大 Na⁺/K⁺ 泵电流； = 持久性 Na⁺ 电流的最大电导；Vm = 膜电位；[Na⁺]_i = 细胞内 Na⁺ 浓度。请点击此处查看该图的放大版本。

图2：单个HN中间神经元模型，显示膜电位（Vm）、I_h、I_pump、[Na⁺]_i 和 I_P 的变化轨迹。 外向超极化电流为负值，内向去极化电流为正值。黑色虚线表示基线值。缩写：HN = 心脏中间神经元；I_pump = 外向电流；I_P = 持久性Na⁺电流； = 最大Na⁺/K⁺泵电流；I_h = 超极化激活的内向电流； = 持久性Na⁺电流的最大电导； = 超极化激活内向电流的最大电导；Vm = 膜电位；[Na⁺]_i = 细胞内Na⁺浓度。请点击此处查看此图的放大版本。

图 3：在数字信号处理板上实现的实时心脏中间神经元（HN）模型与动态钳制技术的图形用户界面。 左上方：红色的“Math”框为实时模型中由用户设定的参数框，而蓝色的“Live”框为动态钳制中由用户设定的参数框。El = 漏电流的反转电位；Gl = 漏电导；Gh = h电流的最大电导；Gp = P电流的最大电导；GCaS = 慢钙电流的最大电导；PumpMax = 泵的最大电流；[GSyn2 = 到相应神经元的最大突触电导；ThreshSyn2 = 触发突触电位的峰电位阈值——这些参数用于构建混合型（活体/模型）半中心振荡器，但本图未展示该结构。] 左下方为动态钳制部分。最左侧为动态钳制变量的5个计算值：I_pump = 注入的泵电流；Ih = 注入的h电流（本实验未使用）；IP = 注入的P电流；NaI = 计算得到的细胞内Na⁺浓度；ENa = 计算得到的钠离子反转电位。左下方动态钳制区域中，在计算变量右侧为6个由用户设定的参数框：GNa = 假设的内源性快速钠通道最大电导，用于计算与动作电位相关的Na⁺通量；PumpMaxL = 动态钳制注入的最大泵电流；Naih 参见公式(2)；Gh = 最大电导，用于确定动态钳制注入的h电流；Gp = 假设的内源性P电流最大电导，用于计算与内源性P电流相关的Na⁺通量；GpinHNLive = 最大电导，用于确定动态钳制注入的P电流。请点击此处查看该图的放大版本。

图 4：独立 HN(7) 节律性爆发的动态钳制分析。 将 从（A）4.0 nS 增加至（B）9.0 nS，导致独立 HN 节律性爆发频率减慢。实验迹线显示在动态钳制条件下分离的 HN(7) 神经元中的节律性爆发活动。随着 的上调，[Na⁺]_i 和 Vm 的振荡范围增大。从上到下的迹线依次为：记录的 Vm、注入的 I_pump、计算的 [Na⁺]_i 以及注入的 I_P。黑色虚线表示基线值。缩写：HN = 心脏中间神经元；I_pump = 外向电流；I_P = 持久性 Na⁺ 电流； = 最大 Na⁺/K⁺ 泵电流； = 持久性 Na⁺ 电流的最大电导；Vm = 膜电位；[Na⁺]_i = 细胞内 Na⁺ 浓度。请点击此处查看该图的放大版本。

图5：独立HN(7)节律性放电的动态钳分析。 上调 会导致其值先减小，随后HN放电周期增加。在使用动态钳的单个实验中（由线条连接的点），在保持 恒定的条件下，对 的取值进行扫描。不同颜色代表不同实验中所添加的恒定水平的 。缩写：HN = 心脏节律神经元； = 最大Na⁺/K⁺泵电流； = 持续性Na⁺电流的最大电导。 请点击此处查看该图的放大版本。

讨论

建模、动态钳制及其所支持的分析是研究单个及多组离子电导/电流如何影响神经元电活动的有用技术（图1, 图2,图4，以及 图5). 这些技术的应用展示了Na⁺/⁺ 泵电流（我_泵) 与电压门控电流相互作用，特别是持续性钠离子流（persistent Na⁺ 电流I_P)，以促进蛭类心脏节律发生器核心HN神经元的强健节律性放电。通过结合动态钳实验与建模方法，可比常规的电压记录和电流钳技术更直接地检验相关模型。动态钳实验所获得的结果（图5将使用这些数据进一步优化HN模型。此处展示的动态钳基本方法可根据所研究神经元的特性进行定制，只要通过电压钳实验确定了神经元电流的数学模型，即可应用该方法。

使用尖锐微电极进行此类实验时，成功的关键在于对HN或其他神经元进行精细的穿刺，因为电极插入会抑制强烈的簇状放电活动¹。（全细胞膜片钳记录技术可最大程度减少引入的漏电流，适用于其他类型的神经元，但在医用水蛭神经元上效果不佳。）穿刺HN神经元时必须尽可能减少对细胞的损伤（避免增加漏电流），并应持续监测输入电阻，只有当其保持在60–100 MΩ范围内时，实验才能成功⁴。

动态钳是一种强大的技术，但由于神经元几何结构的限制，其应用受到制约，因为人工电导是在记录电极所在位置（通常是细胞体）实现的，而非在节律产生电流通常所在的部位^5,6,10。在沙蚕HN神经元中，细胞体在电学上接近神经元的整合区（主神经突），而大多数活性电流正集中于此区域，并在此产生动作电位。

材料

本文使用的材料清单

姓名	公司	目录编号	评论
动物
Hirudo verbana	Leech.com, https://www.leech.com/collections/live-leeches		活体水蛭，2-3 克
化学试剂
人工池水
CaCl2	Sigma Aldrich	C5670-100G	1.8 mM，调节 pH 后最后加入
葡萄糖	Sigma Aldrich	G7021-100G	10 mM
HEPES	Sigma Aldrich	H4034-100G	10 mM
Instant Ocean（海盐）	Spectrum Brands Inc., Madison, WI		0.05% (w/v)，溶于去离子水中
KCl	Sigma Aldrich	P9333-500G	4 mM
NaCl	Sigma Aldrich	S7653-250G	115 mM
NaOH 0.1 N 溶液	Sigma Aldrich	2105-50ML	用 NaOH 调节至 pH 7.4
微电极
乙酸钾	Sigma Aldrich	P1190-100G	2 M
KCl	Sigma Aldrich	P9333-500G	20 mM
生理盐水
设备
#5 镊子	Fine Science Tools Dumont	11251-30 OR 11251-20	用于水蛭常规解剖
AxoClamp 2A/2B DCC 电位计	Axon Instruments Molecular Devices	2A/2B	用于记录神经元膜电位和不连续电流钳
黑色树脂	Dow Sylguard	170	用于铺垫通用解剖皿
毛细玻璃管，外径 1 mm，内径 0.75 mm	A-M Systems	615000	用于制备尖锐微电极
透明树脂	Dow Sylguard	184	用于铺垫用于电生理实验中固定神经节的培养皿
暗场聚光镜	Nikon	Dry 0.95-0.80 MBL 1210	用于细胞穿刺过程中神经节制备的照明
Digidata 1440A	Axon CNS Molecular Devices	1440A	在电生理实验中执行数据采集和刺激的模数与数模转换
数字信号处理板	dSpace	CLP1104	我们的软件在 DS1103 dSPACE PPC 控制器板上以 20 kHz 的速率实时实现模型 HN 神经元中的所有电导/电流，并通过 ControlDesk 图形用户界面（dSPACE，德国帕德博恩）进行控制
Falming/Brown 微电极拉制仪	Sutter Instruments	P-97	用于制备尖锐微电极
Fiber-Lite 高强度照明器	Dolan Jenner Industries	170D	用于通用解剖照明以及细胞穿刺过程中神经节制备的照明
AxoClamp 2A 头级放大器	Axon Instruments	HS-2A 增益：0.1LU	现属于 Molecular Devices，用于记录神经元膜电位和不连续电流钳
导光管	Dolan Jenner Industries	Rev R 38 08 3729107	用于通用解剖照明以及细胞穿刺过程中神经节制备的照明
显微操作器	Sutter Instruments	MPC-385	用于微电极穿刺细胞的显微操作
显微操作器控制器	Sutter Instruments	MPC-200	控制用于微电极穿刺细胞的显微操作器
微小固定针（Minuten pins）	BioQuip	直径 0.15 mm，1208SA	应剪短至约 5 mm
光学面包板 3' x 5' x 8"	Newport	已停产	配合下方四个气动隔振器，用于构建电生理实验的无振动工作平台
示波器	HAMEG Instruments	HM303-6	用于在 DCC 过程中监测电极稳定情况
Pascheff-Wolff 弹簧剪	Moria		由 Fine Science Tools（美国加利福尼亚州福斯特城）提供，目录号 #15371-92
pClamp 9 软件	Axon Instruments	9	现属于 Molecular Devices，使用 Digidata 1440 进行电生理实验中的数据采集和刺激
气动隔振器 28"	Newport	已停产	与光学面包板配合使用，用于构建电生理实验的无振动工作平台
Simulink / MATLAB 软件	MathWorks	2006（已停产）	在数字信号处理板上实现动态钳技术
体视显微镜	Wild	M5A	配备 10x 目镜，用于水蛭解剖及神经节的剥离和去鞘
体视显微镜	Wild	M5	配备 20x 目镜，用于电生理工作站中可视化神经元以便微电极穿刺
Student Vannas 弹簧剪	Fine Science Tools	91500-09	用于水蛭常规解剖