需要JoVE订阅才能观看此内容。 请登录或开始免费试用

方法文章

使用染色质免疫沉淀测序方法对中国稻瘟菌Magnaporthe oryzae进行全基因组组蛋白修饰分布分析

2.8K 次观看

⸱

DOI：

10.3791/62423

⸱

2021年6月2日

 ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Beijing Key Laboratory of New Technology in Agricultural Application, National Demonstration Center for Experimental Plant Production Education, Department of Agronomy, Beijing University of Agriculture

* These authors contributed equally

本文内容

摘要

本文介绍了一种用于分析组蛋白修饰全基因组分布的实验方案，该方法可鉴定稻瘟病菌及其他丝状真菌致病过程中的新靶基因。

摘要

染色质免疫沉淀测序（ChIP-seq）是一种强大且广泛应用的分子技术，用于绘制转录因子（TFs）、染色质调控因子和组蛋白修饰在全基因组上的定位，同时可用于检测整个基因组以揭示转录因子的结合模式和组蛋白翻译后修饰。组蛋白甲基化等染色质修饰活性通常被招募到特定的基因调控序列上，引起染色质结构的局部改变，从而产生特定的转录效应。稻瘟病是一种在全球范围内严重危害水稻的真菌病害，也是研究真菌-植物互作的模式系统。然而，组蛋白修饰如何调控稻瘟病菌（Magnaporthe oryzae）毒力基因的分子机制仍不清楚。越来越多的研究人员需要利用ChIP-seq来研究组蛋白表观遗传修饰对其靶基因的调控作用。ChIP-seq也广泛应用于动植物中蛋白质与DNA相互作用的研究，但在植物病理学领域应用较少，尚未得到充分发展。本文描述了ChIP-seq的实验流程与操作方法，用于鉴定稻瘟病菌（M. oryzae）中与功能靶基因结合的组蛋白甲基化（如H3K4me3）在全基因组范围内的分布情况。本文提供了一套分析组蛋白修饰全基因组分布的实验方案，有助于识别稻瘟病菌及其他丝状真菌致病过程中的新靶基因。

引言

表观遗传学是遗传学研究的一个分支，指在不改变基因核苷酸序列的前提下，基因表达发生的可遗传变化。越来越多的研究表明，表观遗传调控在真核细胞的生长与发育过程中发挥着重要作用，其中包括染色质通过折叠和组装成高级结构的动态过程来调控并影响基因表达1,2。染色质重塑和组蛋白共价修饰通过改变染色质聚合物的状态，影响和调控染色质的结构与功能，从而实现对基因表达的调控3,4,5,6。组蛋白的翻译后修饰包括乙酰化、磷酸化、甲基化、单泛素化、SUMO化以及ADP核糖基化7,8,9。组蛋白H3K4甲基化，尤其是三甲基化，已被定位至转录起始位点，在真核生物中与转录复制、重组、修复以及RNA加工等过程相关10,11。

ChIP-seq 技术于2007年被引入，现已成为全基因组范围内研究转录调控和表观遗传机制的实验标准12,13。该方法适用于全基因组尺度，可用于获取组蛋白或转录因子与DNA相互作用的信息，包括DNA结合蛋白所结合的DNA片段。任何与目标蛋白交联的DNA序列都将作为染色质复合物的一部分共沉淀。此外，该方法还利用新一代测序技术对36–100 bp的DNA片段进行测序，随后将测序结果比对至相应的参考基因组。

在植物病原真菌中，近期研究开始关注组蛋白甲基化修饰如何在致病过程中调控其靶基因。一些先前的研究证明，组蛋白甲基转移酶相关基因的调控主要体现在基因沉默以及催化次级代谢产物（SM）的生成。MoSet1 是稻瘟病菌（M. oryzae）中的 H3K4 甲基转移酶。该基因的敲除导致 H3K4me3 修饰完全缺失14。与野生型菌株相比，突变体中 MoCEL7C 基因在羧甲基纤维素（CMC）诱导状态下的表达受到抑制，而在非诱导状态（葡萄糖或纤维二糖）下，MoCEL7C 的表达则升高15。在禾谷镰刀菌（Fusarium graminearum）中，KMT6 可催化 H3K27me3 的甲基化修饰，调控真菌的正常发育，并有助于调控包含 SM 基因簇的"隐秘基因组"16,17,18,19。2013 年，Connolly 报道指出，H3K9 和 H3K27 的甲基化通过次级代谢产物和效应因子调控靶基因的抑制，从而调节真菌的致病过程20。在曲霉属（Aspergillus）中，组蛋白 H3K4me2 和 H3K4me3 的修饰与基因激活相关，在染色质水平上调控 SM 基因簇的过程中发挥重要作用21。在稻瘟病菌（M. oryzae）中，Tig1（与酵母和哺乳动物中的 Tig1 同源）是一种组蛋白去乙酰化酶（HADC）22。Tig1 基因的敲除导致突变体完全丧失致病性和产孢能力，且对过氧环境更为敏感，无法形成侵染性菌丝22。

由M. oryzae引起的稻瘟病是全球大多数水稻种植区最严重的水稻病害之一19。由于其具有代表性的侵染过程，M. oryzae与许多重要致病真菌的侵染过程相似。该真菌易于进行分子遗传操作，已成为研究真菌-植物互作的模式生物23。阻断M. oryzae侵染过程的每一个步骤，均可能导致侵染失败。侵染过程中形态变化受到全基因组功能和基因转录的严格调控。其中，组蛋白甲基化等表观遗传修饰在功能基因的转录调控中发挥着关键作用24,25。然而，迄今为止，关于组蛋白甲基化和组蛋白乙酰化等表观遗传修饰在M. oryzae致病基因转录中的分子机制研究仍十分有限。因此，进一步深入研究稻瘟病菌的表观遗传调控机制，并解析这些致病相关基因的上下游调控网络，将有助于开发稻瘟病的防控策略。

随着功能基因组学（如ChIP-seq）的发展，尤其是在表观遗传学领域，这种高通量数据获取方法加速了染色体相关研究。利用ChIP-seq实验技术，可鉴定水稻稻瘟病菌（M. oryzae）及其他丝状真菌中组蛋白甲基化（如H3K4me3、H3K27me3、H3K9me3）的全基因组分布。因此，该方法有助于阐明表观遗传修饰在植物病理学中调控真菌致病过程中候选靶基因的分子机制。

访问受限。请登录或开始试用以查看此内容。

方案

1. M. oryzae 原生质体制备

  1. 制备燕麦-番茄琼脂（OTA）。
    1. 称取30–50 g燕麦片，加入800 mL去离子水（ddH₂O）中煮沸2O）中孵育 20 分钟。用两层纱布过滤，收集滤液。
    2. 挑选成熟的番茄并去皮，挤出汁液，用两层纱布过滤，收集150 mL滤液。
    3. 将番茄汁与制备好的燕麦滤液充分混合，并加入ddH₂O。2O 至 1000 mL。
    4. 向500 mL锥形瓶中加入250 mL OTA和2.5 g琼脂粉，121 °C高压灭菌20 min。25 °C保存。
  2. 将25 mL高压灭菌的OTA倒入一个5 cm × 5 cm的玻璃培养皿中。共制备10个这样的培养皿。待OTA在培养皿中凝固后，将培养皿倒置于25 °C条件下保存。
  3. 使用无菌牙签从菌丝体中挑取一小块 M. oryzae （野生型菌株P131，敲除菌株 Δmobre2、Δmospp1 和 Δmoswd2）并置于已准备好的OTA培养皿上，在28 °C、光照条件下培养4-6天。
    注意：将培养皿倒置，以防止污染。
  4. 使用1000 µL移液器向OTA培养皿中加入1000 µL液体完全培养基（CM）（0.6%酵母提取物，0.3%酶解酪蛋白水解物，0.3%酸水解酪蛋白，1%葡萄糖）。
    注意：菌丝在 OTA 培养皿上生长 4–6 天。
  5. 用接种环刮取野生型菌株和敲除菌株的菌丝。
  6. 收集菌丝残体并将其转移至250 mL液体完全培养基（CM）中。
  7. 在28 °C、150 rpm振荡条件下，将真菌残渣于三角烧瓶中培养36 h。
  8. 使用漏斗过滤并收集菌丝。
  9. 用500 mL 0.7 M NaCl溶液洗涤真菌菌丝。
  10. 收集真菌菌丝体并称重。
    注意：菌丝在称重前无需干燥。
  11. 每1克真菌菌丝添加约1 mL裂解酶渗透液。
    1. 通过溶解溶菌酶来配制20 mg/mL的裂解酶透化溶液 Trichoderma harzianum 在 0.7 M NaCl 中。
  12. 将菌丝置于28 °C、150 rpm振荡条件下孵育3-4小时以进行裂解。
  13. 用50 mL 0.7 M NaCl溶液洗涤裂解的菌丝。
  14. 收集原生质体，在2,000 x g条件下离心15分钟 g 和 4 °C。
  15. 离心后，小心弃去上清液。在 4 °C 下，用 20 mL 0.7 M NaCl 缓冲液重悬原生质体。

2. 体内交联与超声处理

  1. 向含有原生质体的 2 mL NaCI 缓冲液中加入 55 µL 37% 甲醛（逐滴加入甲醛，直至终浓度为 1%），以进行交联。
  2. 在 25 °C 下孵育原生质体 10 分钟。
  3. 向每根试管中加入 20 µL 10x 甘氨酸，以淬灭未反应的甲醛。
  4. 轻轻摇动混匀，并在 25 °C 下孵育 5 分钟。
  5. 在 4 °C 下以 2,000 x g 离心 15 分钟。
  6. 离心后，小心弃去上清液。将沉淀重悬于 1 mL 0.7 M NaCI 溶液中。
  7. 在 4 °C 下以 2,000 x g 离心 10 分钟。
  8. 离心后，小心弃去上清液。将沉淀重悬于 750 µL RIPA 缓冲液（50 mM Tris-HCl pH 8、150 mM NaCl、2 mM EDTA pH 8、1% NP-40、0.5% 脱氧胆酸钠、0.1% SDS 和蛋白酶抑制剂）中。
  9. 加入 37.5 µL 20x 蛋白酶抑制剂。
  10. 将上一步所得原生质体转移至 1.5 mL 离心管中。
  11. 立即使用超声波破碎仪进行超声处理（25% W，输出 3 秒，暂停 5 秒，4 °C），持续约 10 分钟。此步骤的目的是对交联后的裂解液进行一定时间的超声处理，以确定最佳条件。
    注意：此步骤中裂解液可在 -80 °C 冻存。
  12. 若已确定超声处理的最佳条件，则进入下一步。
  13. 如需要，可取 5 µL 原生质体用于琼脂糖凝胶分析（未剪切 DNA）。
  14. 使用超声波匀化器对染色质进行超声剪切，共 8 分钟（25% W，输出 3 秒，暂停 5 秒，4 °C）。
  15. 样品超声破碎后，取出部分样品作为 "input"。该 input 样品不进行 ChIP 实验，包含超声处理后释放的所有 DNA 和蛋白质。
  16. 超声处理后，进行 1% 琼脂糖凝胶电泳，以分析 DNA 片段长度。
    注意：琼脂糖凝胶电泳结果显示，DNA 片段长度为 200–500 bp（图 4）。
  17. 将超声处理后的管子置于冰上，以防止蛋白质降解。
  18. 在 4 °C 下以 10,000 x g 离心 10 分钟。
  19. 离心后，将上清液转移至新的 1.5 mL 离心管中，并于 -80 °C 保存以备后续使用。本步骤获得的染色质溶液可用于后续的免疫沉淀（IP）。
  20. 在进行 IP 实验前，用 1x RIPA 缓冲液将每个染色质样品按 1:10 的比例稀释（例如，将 10 µL 染色质样品加入 1 µL 1×RIPA 缓冲液中）。

3. 交联蛋白质/DNA的免疫沉淀

  1. 将50 µL超顺磁性蛋白珠加入2 mL离心管中。将离心管置于磁力架上，使磁珠沉淀，弃去上清液。
  2. 向离心管中加入1 mL预冷的1× RIPA缓冲液，洗涤超顺磁性蛋白珠三次。洗涤后，将离心管置于磁力架上，弃去上清液。每管中加入100 µL 1× RIPA缓冲液。
  3. 向离心管中加入300 µL染色质样品（使用了2 × 107个细胞）、100 µL超顺磁性蛋白珠和4 µL H3K4me3抗体。
  4. 使用小鼠IgG作为阴性对照的样品。
    注：本实验方案中使用的小鼠IgG含有0.01 M磷酸盐缓冲液和0.15 M NaCl，需在-20 °C以下保存（见材料表）。
  5. 充分混匀后，将样品置于旋转摇床上，4 °C、30 × g条件下孵育过夜。
    ​注：免疫沉淀（IP）的孵育时间可能可以缩短。具体孵育时间取决于多种因素（例如抗体、基因靶点、细胞类型等），需通过实验进行优化。

4. 收集和洗涤免疫沉淀产物

  1. 将超顺磁性蛋白珠置于磁力架上，使珠子沉淀，吸除并弃去上清液。
  2. 通过将珠子重悬于1 mL 1× RIPA缓冲液中，洗涤超顺磁性蛋白珠-抗体/染色质复合物。
  3. 在旋转摇床上冲洗离心管5分钟，并在30 × g 条件下去除上清液。
  4. 向离心管中加入1 mL低盐免疫复合物洗涤缓冲液（0.1% SDS，1% Triton X-100，2 mM EDTA，20 mM Tris-HCl pH 8.1，以及150 mM NaCl）。
  5. 在旋转摇床上冲洗离心管5分钟，并去除上清液。
  6. 向离心管中加入1 mL高盐免疫复合物洗涤缓冲液（0.1% SDS，1% Triton X-100，2 mM EDTA，20 mM Tris-HCl pH 8.1，以及500 mM NaCl）。
  7. 将离心管置于旋转摇床上5分钟，然后去除上清液。
  8. 在离心管中用1 mL LiCl缓冲液（0.25 M LiCl，1% NP-40，1%脱氧胆酸钠，1 mM EDTA，以及10 mM Tris-HCl pH 8.1）再次冲洗。
  9. 将离心管置于旋转摇床上5分钟，并去除上清液。
  10. 再次用1 mL 0.25 M LiCl缓冲液冲洗试管，用移液器吸除上清液，然后弃去。
  11. 加入1 mL TE缓冲液（10 mM Tris-HCl pH 8.1，1 mM EDTA）。
  12. 将离心管置于旋转摇床上，30 × g 条件下振荡5分钟。
  13. 再次用1 mL TE缓冲液洗涤离心管，并用移液器去除上清液。
  14. 收集珠子。

5. 蛋白质/DNA 复合物的洗脱

  1. 制备洗脱缓冲液（20% SDS 10 µL，1 M NaHCO₃ 20 µL）3，170 µL 无菌蒸馏水2O）适用于所有免疫沉淀（IP）和输入样品管。
  2. 向每支离心管中加入100 µL洗脱缓冲液。
  3. 65 °C 下洗脱 15 分钟。
  4. 离心1分钟，10,000 x g 4 °C 下收集上清液至新的离心管中。
  5. 重复步骤 5.2 - 5.4，并合并洗脱液。向 10 µL 输入 DNA 中加入 190 µL 洗脱缓冲液（总体积 = 200 µL）。

6. 蛋白质/DNA 复合物的反向交联

  1. 向所有管中加入 8 µL 的 5 M NaCl，在 65 °C 下孵育 4–5 小时或过夜，以逆转 DNA-蛋白质交联。
    注意：此步骤完成后，如需可将样品于 -20 °C 保存，并于次日继续后续操作。
  2. 加入 1 µL RNase A，在 37 °C 下孵育 30 分钟。
  3. 向每管中加入 4 µL 蛋白酶 K（溶于 H2O，浓度为 20 mg/mL，储存于 -20 °C），在 45 °C 下孵育 1–2 小时。

7. DNA 的纯化与回收

  1. 向离心管中加入 550 µL 苯酚/氯仿/异戊醇混合液（比例为 25:24:1）。
  2. 充分涡旋振荡混合物 1 分钟。
  3. 在 10,000 x g 条件下离心 15 分钟，并吸除上清液。
  4. 将上一步提取的上清液转移至新的 1.5 mL 离心管中。
  5. 向管中加入 1/10 体积的 3 M 醋酸钠溶液、2.5 体积的无水乙醇以及 3 µL 甘油原（20 mg/mL）。
  6. 将样品置于 -20 °C 冰箱中过夜，以进行沉淀。
  7. 在 10,000 x g 和 4 °C 条件下离心 15 分钟。
  8. 离心后弃去上清液，用 1 mL 新鲜配制的 75% 乙醇在 10,000 x g 条件下洗涤沉淀物三次。
  9. 将洗涤后的沉淀物置于洁净台中，使乙醇完全挥发干燥。
  10. 加入 50 µL 无菌去离子 H2O，充分溶解沉淀物。
  11. 将测序接头连接至 DNA 片段，并使用高通量测序平台对 DNA 进行测序。

8. DNA 修复与 Solexa 文库构建

  1. 使用DNA末端修复试剂盒对DNA末端进行修复，以生成平末端DNA（1-34 µL DNA，5 µL 10x末端修复缓冲液，5 µL 每种2.5 mM dNTP，5 µL 10 mM ATP，1 µL 末端修复酶混合物，加H2O调整反应体系至49 µL）。
  2. 使用PCR纯化试剂盒或苯酚:氯仿抽提法纯化DNA。用30 µL 1x TE缓冲液（pH 7.4）洗脱或重悬DNA。
  3. 在3'末端添加"A"（步骤2中获得的30 µL DNA，2 µL H2O，5 µL 10x Taq缓冲液，10 µL 1 mM dATP，以及3 µL Taq DNA聚合酶）。将试剂加入0.2 mL PCR离心管中，充分混匀，并在PCR仪中于72 °C反应10分钟。
  4. 通过混合10 µL DNA、9.9 µL H2O、2.5 µL T4 DNA连接酶缓冲液、0.1 µL接头寡核苷酸混合物和2.5 µL T4 DNA连接酶进行接头连接。将试剂加入0.2 mL PCR离心管中并充分混匀。于16 °C孵育4小时。
  5. 根据制造商说明书，使用PCR纯化试剂盒纯化DNA。用20–25 µL洗脱缓冲液洗脱。
  6. 在构建DNA文库之前，测定纯化后DNA的浓度，以确认其适用于后续测序实验。
  7. 使用荧光计检测DNA浓度。将样品在冰上解冻后充分混匀，并在4 °C、1000 x g条件下离心30秒。然后取适量样品，在荧光计中以260 nm波长进行测定。
  8. 将质量合格且浓度达标的DNA样品置于Illumina测序平台上进行测序。
  9. 测序前使用PCR引物PE1.0和PE2.0以及2x高保真预混液对DNA进行扩增（10.5 µL DNA，12.5 µL 2x高保真预混液，1 µL PCR引物PE1.0，1 µL PCR引物PE2.0）。将试剂加入0.2 mL PCR离心管中并充分混匀。
  10. 在PCR仪中运行PCR反应：95 °C预变性2分钟；然后进行35个循环，每个循环包括95 °C变性10秒，60 °C退火15秒，72 °C延伸5秒；最后在72 °C延伸5分钟。最终在4 °C保温。
  11. 将DNA用于簇生成，并在Illumina Hiseq 2000上执行边合成边测序。
    注：本方案中使用Illumina流动池进行簇生成。边合成边测序按照制造商说明在Illumina Genome Analyzer上完成。

访问受限。请登录或开始试用以查看此内容。

结果

ChIP-seq 方法的完整流程图如图1所示。为验证稻瘟病菌（M. oryzae）全基因组范围内组蛋白 H3K4me3 的分布图谱，使用 H3K4me3 抗体在野生型菌株 P131 及三个分别缺失 mobre2、mospp1 和 moswd2 基因的空载体突变菌株中开展了 ChIP-seq 实验。将野生型菌株、Δmobre2、Δmospp1 和 Δmoswd2 的原生质体在 4 °C 条件下以 25% 功率进行超声处理，工作 3 秒，间歇 5 秒。随后，利用 H3K4me3 抗体和 Dynabeads protein A/G 对染色质进行免疫纯化。接着，采用酚-氯仿法提取 DNA 片段，构建测序文库，并在高通量测序平台上进行单端测序。

使用H3K4me3抗体通过ChIP-seq方法检测野生型、Δmobre2、Δmospp1和Δmoswd2菌株的代...

访问受限。请登录或开始试用以查看此内容。

讨论

近年来，染色质免疫沉淀测序（ChIP-seq）已成为一种广泛应用的基因组分析方法，用于确定转录因子（TFs）的结合位点或特定组蛋白修饰的富集区域。与早期的ChIP-seq技术相比，新型ChIP-seq技术具有更高的灵敏度和灵活性，能够以高分辨率提供结果，且不会产生诸如核酸非特异性杂交所导致的噪声信号等负面影响。尽管这是一种常见的基因表达分析手段，已有多种计算方法得到验证，但ChIP-seq数据在噪声和变异性方面的复杂性使得该问题对ChIP-seq而言仍尤为难以克服。在数据分析方面，处理和分析ChIP-seq实验所产生的大量数据也仍是一项尚未得到充分解决的挑战。

ChIP-seq 实验包含几个关键步骤。首先，原生质体的制备非常重要，必须控制好酶解时间，以便收集高质量的原生质体。超声处理也非常关键，超声时间需要严格控制，过长或过短均会影响实验效果。其次，抗体的加入量应充足，以促进与蛋白质结合的更多DNA片段得以富集。在验证ChIP-seq实验中沉淀DNA的质量和数量时，使用了Qubit荧光计进行检测。采用Agilent 2100检测DNA的质浓度及片段分布情况，为样本是否可用于后续建库...

访问受限。请登录或开始试用以查看此内容。

披露

作者声明不存在任何竞争利益。

致谢

本工作得到了国家自然科学基金（项目编号：31871638）、北京农业大学专项科学研究项目（YQ201603）、北京市教育委员会科研计划项目（KM201610020005）以及北京农林大学高水平科研培育项目（GJB2021005）的资助。

访问受限。请登录或开始试用以查看此内容。

材料

本文使用的材料清单
姓名公司目录编号评论
酸性酪蛋白水解物WAKO65072-00-6培养基配制
琼脂粉scientan9002-18-0培养基配制
脱氧胆酸MedChemExpress83-44-3蛋白质及溶解
DNA末端修复试剂盒NovoBiotecER81050修复由酶切或机械剪切导致的DNA或cDNA损伤
DynabeadsInvitrogenno.100.02D靶标结合
EB缓冲液JIMEIJC2174膜与液体
EDTAThermoFisherAM9912蛋白酶抑制剂
酶解酪蛋白水解物Sigma91079-40-2培养基配制
葡萄糖Sigma50-99-7培养基配制
糖原ThermoFisherAM9510沉淀作用
H3K4me3抗体Abcamab8580针对H3K4me3蛋白的免疫反应
illumina基因组分析仪illuminaillumina Hiseq 2000大型配置
Illumina PCR引物illuminaCleanPlex随机通用引物
异戊醇chemical book30899-19-5纯化DNA
LiClThermoFisherAM9480特异性去除RNA
溶菌酶SigmaL1412-10G细胞裂解缓冲液
小鼠IgGYeasen36111ES10动物正常免疫球蛋白
NaCl溶液ThermoFisher7647-14-5培养基配制
NaHCO3SeebioSH30173.08*蛋白复合物洗脱液的配制
NP-40ThermoFisher85124促进细胞裂解的细胞裂解液
PCR纯化试剂盒Qiagen28004纯化步骤可从DNA样品中去除引物
蛋白酶抑制剂ThermoFisherA32965降低蛋白质活性的蛋白抑制剂
蛋白酶KThermoFisherAM2546DNA提取试剂
Qubit 4.0ThermoFisherQ33226培养基配制
RIPA缓冲液ThermoFisher9806S细胞裂解缓冲液
RNase AThermoFisherAM2271纯化DNA
SDSThermoFisherAM9820掩盖电荷差异
乙酸钠溶液ThermoFisherR1181乙酸缓冲液
脱氧胆酸钠ThermoFisher89904抑制蛋白酶降解
T4 DNA连接酶ThermoFisherEL0011在ATP作为辅酶的条件下，DNA连接酶
T4 DNA连接酶缓冲液ThermoFisherB69DNA连接酶缓冲液
Tris-HClThermoFisher1185-53-1缓冲作用
Triton X-100ThermoFisherHFH10保持膜蛋白稳定
酵母提取物OXOIDLP0021培养基配制

参考文献

  1. Kornberg, R. D. Chromatin structure: are repeating unit of histones and DNA. Science. 184 (4139), 868-871 (1974).
  2. Luger, K., et al. Crystal structure of the nucleosomecore particle at 2.8 a resolution. Nature. 389 (6648), 251-260 (1997).
  3. Strathl, B. D., Allis, C. D. The language of covalent histone modifications. Nature. 403 (6765), 41-45 (2000).
  4. Lachner, M., Jenuwein, T. The many faces of histone lysine methylation. Current Opinion in Cell Biology. 14 (3), 286-298 (2002).
  5. Bhaumik, S. R., et al. Covalent modifications of histones during development and disease pathogenesis. Nature Structural and Molecular Biology. 14 (11), 1008-1016 (2007).
  6. Shilatifard, A. Molecular implementation and physiological roles for histone H3 lysine 4 (H3K4) methylation. Current Opinion in Cell Biology. 20 (3), 341-348 (2008).
  7. Berger, S. L. The complex language of chromatin regulation during transcription. Nature. 447 (7143), 407-412 (2007).
  8. Bernstein, B. E., et al. The mammalian epigenome. Cell. 128 (4), 669-681 (2007).
  9. Weake, V. M., Workman, J. L. Histone ubiquitination: triggering gene activity. Molecular Cell. 29 (6), 653-663 (2008).
  10. Workman, J. L., Kingston, R. E. Alteration of nucleosome structure as a mechanism of transcriptional regulation. Annual Review of Biochemistry. 67 (1), 545-579 (2003).
  11. Kouzarides, T. Chromatin modifications and their function. Cell. 128 (4), 693-705 (2007).
  12. Akhtar, J., More, P., Albrecht, S. ChIP-Seq from limited starting material of K562 cells and Drosophila neuroblasts using tagmentation assisted fragmentation approach. Bio-protocol. 10 (4), 3520(2020).
  13. Steinhauser, S., Kurzawa, N., Eils, R., Herrmann, C. A comprehensive comparison of tools of differential ChIP-seq analysis. Briefings in Bioinformatics. 17 (6), 953-966 (2016).
  14. Kieu, T., et al. MoSET1 (histone H3K4 methyltransferase in Magnaporthe oryzae) regulates global gene expression during infection-related morphogenesis. Plos Genetics. 11 (7), 11005385(2015).
  15. Vu, B. V., Pham, K. T., Nakayashiki, H. Substrate-induced transcriptional activation of the MoCel7C cellulase gene is associated with methylation of histone H3 at lysine 4 in the rice blast fungus Magnaporthe oryzae. Applied and Environmental Microbiology. 79 (21), 6823-6832 (2013).
  16. Kazan, K., Gardiner, D. M., Manners, J. M. On the trail of a cereal killer: recent advances in Fusarium graminearum pathogenomics and host resistance. Molecular Plant Pathology. 13 (4), 399-413 (2012).
  17. Wang, G. H., et al. The AMT1 arginine methyltransferase gene is important for plant infection and normal hyphal growth in Fusarium graminearum. PLoS One. 7 (5), 38324(2012).
  18. Liu, Y., et al. Histone H3K4 methylation regulates hyphal growth, secondary metabolism and multiple stress responses in Fusarium graminearum. Environmental Microbiology. 17 (11), 4615-4630 (2016).
  19. Zhang, M. Y., et al. The plant infection test: spray and wound-mediated inoculation with the plant pathogen Magnaporthe grisea. Journal of Visualized Experiments. (138), e57675(2018).
  20. Connolly, L. R., Smith, K. M., Freitag, M. The Fusarium graminearum histone H3K27 methyltransferase KMT6 regulates development and expression of secondary metabolite gene clusters. PloS Genetics. 9 (10), 1003916(2013).
  21. Palmer, J. M., et al. Loss of CclA, required for histone 3 lysine 4 methylation, decreases growth but increases secondary metabolite production in Aspergillus fumigatus. PeerJ. 1, 4(2013).
  22. Ding, S. L., et al. The Tig1 histone deacetylase complex regulates infectious growth in the rice blast fungus Magnaporthe oryzae. The Plant Cell. 22 (7), 2495-2508 (2010).
  23. Dean, R. A., et al. The genome sequence of the rice blast fungus Magnaporthe grisea. Nature. 434 (7036), 980-986 (2005).
  24. Allis, C. D., et al. New nomenclature for chromatin-modifying enzymes. Cell. 131 (4), 633-636 (2007).
  25. Shilatifard, A. The COMPASS family of histone H3K4 methylases: mechanisms of regulation in development and disease pathogenesis. Annual Review of Biochemistry. 81, 65-95 (2012).
  26. Zhou, S. D., et al. The COMPASS-like complex modulates fungal development and pathogenesis by regulating H3K4me3-mediated targeted gene expression in Magnaporthe oryzae. Molecular Plant Pathology. 22 (4), 422-439 (2021).

访问受限。请登录或开始试用以查看此内容。

重印与许可

标签

ChIP-Seq真菌致病机制组蛋白甲基化蛋白质-DNA相互作用H3K4me3抗体DNA片段化
使用染色质免疫沉淀测序方法对中国稻瘟菌Magnaporthe oryzae进行全基因组组蛋白修饰分布分析
联系我们
向图书馆推荐

隐私政策

使用条款

政策

版权所有 © 2026 MyJoVE Corporation。保留所有权利。