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方法文章

体内 正电子发射断层成像揭示大鼠深部脑刺激诱导的活动模式

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DOI：

10.3791/63478

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2022年3月23日

 ,  ,  ,  , 
1Centro Nacional de Investigaciones Cardiovasculares (CNIC), 2Laboratorio de Imagen Médica, Instituto de Investigación Sanitaria Gregorio Marañón, 3Departamento de Bioingeniería e Ingeniería Aeroespacial, Universidad Carlos III de Madrid, 4CIBER de Salud Mental (CIBERSAM), 5High Performance Research Group in Physiopathology and Pharmacology of the Digestive System (NeuGut), Universidad Rey Juan Carlos

本文内容

摘要

我们描述了一种用于评估急性深部脑刺激诱导的代谢性神经调节的临床前实验方法 体内 FDG-PET。本论文包含所有实验步骤，从立体定位手术到刺激治疗的实施，以及PET图像的采集、处理与分析。

摘要

脑深部电刺激（DBS）是一种侵入性神经外科技术，通过向参与患者病理生理过程的脑结构施加电脉冲发挥作用。尽管DBS已有较长的应用历史，但其作用机制和适宜的治疗方案仍不明确，凸显出开展相关研究以解决这些难题的必要性。在此背景下，评估 体内 利用功能成像技术研究深部脑刺激（DBS）效应是确定刺激对脑动态影响的有力策略。本文介绍了一种针对临床前模型（Wistar大鼠）的实验方案，并结合纵向研究18采用氟-18标记的脱氧葡萄糖正电子发射断层扫描（FDG-PET）评估深部脑刺激（DBS）对脑代谢急性效应的方法被描述。首先，动物接受立体定向手术，将电极双侧植入前额叶皮层。每只动物术后均接受计算机断层扫描（CT），以确认电极位置。术后一周恢复后，对每只手术动物在未刺激状态下进行首次静态FDG-PET扫描（D1），两天后（D2）在刺激状态下进行第二次FDG-PET扫描。为此，在给予动物FDG后，将电极连接至隔离式刺激器，使动物在FDG摄取期间（45分钟）持续接受刺激，从而记录DBS对脑代谢的急性影响。鉴于本研究具有探索性质，FDG-PET图像采用基于D1与D2研究配对t检验的体素水平分析方法进行分析。总体而言，DBS与影像学研究的结合有助于描述神经调控对神经网络的影响，最终推动揭示DBS相关难题。

引言

神经刺激这一术语涵盖了一系列旨在以治疗为目的刺激神经系统的不同技术1。其中，深部脑刺激（DBS）是临床实践中应用最广泛的神经刺激策略之一。DBS通过立体定向手术将电极植入脑内特定靶区，由直接植入患者体内的神经刺激器发出电脉冲，对深部脑核团进行刺激。评估DBS在不同神经及精神疾病中应用可行性的研究文章数量持续增长2，但目前仅部分适应证获得美国食品药品监督管理局 （FDA）批准（即：原发性震颤、帕金森病、肌张力障碍、强迫症以及药物难治性癫痫）3。此外，目前还有大量脑靶点和刺激方案正在研究中，可用于治疗远超已批准适应证的多种疾病，但尚无任何方案被公认为确定性治疗。DBS在研究和临床应用中的这些不一致性，可能部分源于对其作用机制尚未完全阐明4。因此，科研人员正投入巨大努力以解析DBS对脑功能动态的in vivo影响，因为任何进展，无论多么微小，都将有助于优化DBS治疗方案，提高治疗成功率。

在这一背景下，分子成像技术为直接观察深部脑刺激（DBS）的体内神经调节效应提供了窗口。这些方法不仅能够在施加DBS的同时评估其影响，还有助于揭示其效应的本质，预防不良副作用并促进临床改善，甚至可根据患者需求调整刺激参数5。在这些技术中，使用2-脱氧-2-[18F]氟-D-葡萄糖（FDG）的正电子发射断层扫描（PET）尤为引人关注，因为它能够提供关于不同脑区激活状态的特异性和实时信息6。具体而言，FDG-PET成像基于神经元与胶质细胞之间代谢耦合的生理原理，间接评估神经元的激活状态6。在此基础上，已有若干临床研究利用FDG-PET报告了DBS调控下的脑活动模式（详见3综述）。然而，以患者为对象的临床研究往往面临诸多局限，例如人群异质性或受试者招募困难，这些因素严重限制了其研究潜力6。因此，研究人员常采用人类疾病的动物模型，在将生物医学方法转化至临床应用之前对其进行评估；或在已用于临床实践的情况下，用以解释治疗获益或副作用的生理学来源。因此，尽管人类疾病与实验动物模型之间存在显著差异，这些临床前研究对于安全、有效地过渡到临床实践仍至关重要。

本文描述了一种用于小鼠模型的实验性脑深部电刺激（DBS）方案，并结合纵向氟脱氧葡萄糖正电子发射断层扫描（FDG-PET）研究，以评估DBS对脑代谢的急性影响。通过该方案获得的结果有助于揭示DBS对脑活动所诱导的复杂调节模式。因此，这是一种适用于探究 体内 刺激的效果得以明确，使临床医生能够预测特定情况下的治疗效应，并据此根据患者需求调整刺激参数。

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方案

实验动物操作遵循欧洲共同体理事会指令2010/63/EU，并经格雷戈里奥·马拉尼翁医院动物实验伦理委员会批准。实验方案的图示摘要见图1A。

1. 通过活体神经影像学进行脑部靶点定位

  1. 动物准备
    注：使用体重约300 g的雄性Wistar大鼠。
    1. 将动物放入麻醉诱导箱中，并密封顶盖。
    2. 打开七氟烷蒸发器（诱导时使用5%七氟烷，100% O₂）2）。当大鼠麻醉后，将气体流量切换至鼻罩。通过夹捏大鼠足掌确认麻醉状态。
    3. 将动物仰卧置于CT检查床上，维持七氟烷麻醉（以100%氧气中3%浓度维持）2).
  2. CT成像
    注意：电流、电压、投影数、拍摄次数和体素分辨率的选择取决于CT扫描仪。此处采用以下参数：340 mA、40 kV、360个投影、8次拍摄和 200 µm 分辨率被使用7,8,9.
    1. 将面罩或鼻锥固定在大鼠上。
    2. 用丝带将大鼠的头部、肩部、髋部和尾部固定，以提供足够的限制作用，同时避免损伤。
    3. 持续监测大鼠。
    4. 将头部置于CT扫描仪视野的中心位置。
    5. 按照扫描仪的规格设置采集参数，开始获取CT图像。
    6. 10 分钟后，当 体内 CT扫描完成后，停止异氟烷气流，将大鼠放入MRI扫描仪中。
  3. 磁共振成像
    注意：扫描采集参数因扫描仪而异，包括不同的软件系统，更重要的是取决于具体的研究问题。此处使用了7特斯拉扫描仪。采用T2加权自旋回波序列 7,8,9 TE = 33 ms，TR = 3732 ms，层厚 0.8 mm（34 层），矩阵大小为 256 × 256 像素，视野（FOV）为 3.5 × 3.5 cm2 被使用。
    1. 将动物仰卧位放置于MRI检查床上，维持七氟烷麻醉（3%浓度用于维持，100%氧气）2).
    2. 将头部固定在放置于扫描仪床面上的立体定位仪上，以避免在 MRI 采集过程中头部移动。同时，使用丝质胶带固定大鼠身体的其余部分。
    3. 将头部置于磁共振成像扫描仪视野的中心位置。
    4. 位置正确后，即可进行 MRI 图像采集。
    5. 当 体内 MRI扫描完成后，停止异氟烷气流，将大鼠放回笼中。
    6. 在笼子附近放置一盏加热灯，因为大鼠在扫描过程中通常会降低体温。
    7. 监测大鼠直至从麻醉中恢复。
  4. 图谱共定位与目标坐标计算
    1. 在按照扫描仪的推荐完成CT和MRI图像的采集与重建后，对CT和MRI图像进行配准。
    2. 使用图像处理软件，基于互信息的自动刚性配准算法对CT和MRI进行空间归一化10.
    3. 在共配准图像中定位前囟线，并根据 Paxinos 和 Watson 大鼠脑图谱，从前囟（Bregma）测量至目标区域（即内侧前额叶皮层，mPFC）在前后（AP: +3.5 mm）、中线/外侧（ML: +0.6 mm）和背腹（DV: -3.4 mm）轴向上的距离11.
      注意：当大鼠的体重、体型、性别和品系不同时，从前囟到目标位置的坐标可能会有所差异。

2. 立体定位手术

注意：所有手术器械、植入物和立体定位仪在使用前必须进行高压灭菌，并对手术区域进行消毒，以避免可能影响动物福利的感染和并发症。使用无菌外科手套，并用粘性手术巾覆盖动物，以防止污染。

  1. 动物准备与麻醉
    1. 手术前一天，通过腹腔注射给予动物 0.1 mg/kg 的布托啡诺。将动物放入麻醉诱导箱室中，并密封顶部。
    2. 打开七氟烷蒸发器（以 100% O2 为载气，诱导浓度为 5%）。
    3. 当大鼠呈侧卧状态时，关闭七氟烷蒸发器，并将大鼠从诱导箱中取出。
    4. 通过腹腔注射给予氯胺酮（100 mg/kg）和赛拉嗪（10 mg/kg）的混合物以麻醉动物。
    5. 等待动物完全麻醉。通过夹捏足趾间区域检查麻醉深度。
    6. 剃除耳部与眼部之间的毛发。
  2. 立体定位仪固定与开颅
    1. 将动物以俯卧位置于立体定位仪上，并使用大鼠专用头固定适配器，确保手术过程中动物保持正确位置。
    2. 使用大鼠耳棒固定头部以确保其不动。插入耳棒时需小心，插入过深可能损伤鼓膜。
    3. 在眼睛上涂抹眼科润滑凝胶以防止术中干燥，并用无菌纱布覆盖双眼。
    4. 使用粘性手术巾覆盖动物身体，防止污染。
    5. 在已剃毛区域涂抹碘伏溶液，并用无菌纱布擦拭清洁。
    6. 在已剃毛区域涂抹甲哌卡因凝胶，以实现局部麻醉。
    7. 在颅骨表面、两耳之间做一条纵向皮肤切口，从人字缝至前囟，长度约 1.5–2 cm（即从前囟向眼部方向延伸）。
    8. 使用 2 或 3 个止血钳暴露颅骨。用棉签去除骨膜，并用生理盐水清洗血液，以暴露前囟及矢状缝。用纱布吸除多余生理盐水。
    9. 用手术刀轻划颅骨表面，以增强牙科水泥的粘附性。用浸有双氧水的棉签清洁该区域。
  3. 电极放置与颅骨固定
    1. 使用塑料镊子将电极拉直，以确保手术过程中正确放置。
      注：本方案使用带接地端的同心双极铂铱电极。
    2. 将一个电极固定在立体定位仪右臂的夹持器上。
      注：可能需要调整夹持器以更好地固定电极（见 图 1B）。确保电极与夹持器轴线平行。
    3. 移动立体定位仪右臂，使电极尖端精确对准前囟位置。尝试将电极尖端尽可能接近颅骨但不接触，以避免电极变形，并记录立体定位仪显示的前囟坐标。用手术笔在颅骨上标记电极初始位置。
    4. 将夹持器移至步骤 1.4.3 所得的前后（AP）和内外（ML）坐标处，并用手术笔在颅骨上标记电极目标位置。
    5. 取下固定电极的立体定位仪右臂。操作时注意避免电极接触任何物体。
    6. 使用小型电动钻在目标位置钻孔（直径约 1–1.5 mm），穿透颅骨直至可见硬脑膜。使用棉签止血。
    7. 沿颅骨钻 4 个孔，用于固定 4 枚螺钉（推荐使用长度为 2–3 mm 的不锈钢螺钉），以增大牙科水泥的附着面积并用于接地。安装 4 枚螺钉。
    8. 将立体定位仪右臂连同右侧电极复位。移动右臂至计算好的位置，使其与钻孔位置重合。然后缓慢下降电极，直至其接触硬脑膜。此位置将作为 DV 方向的 0 水平基准。
    9. 根据步骤 1.4.3 中确定的 DV 坐标，将电极尖端沿 DV 方向插入。使用棉签清理电极周围渗出的血液和脑脊液。
    10. 将接地端连接至靠近电极的其中一枚螺钉。
    11. 在电极和螺钉周围涂抹牙科水泥，注意塑形以避免锐利边缘，防止损伤动物。牙科水泥应分层涂抹，以防止因固化放热造成组织或颅骨热损伤。厚层需等待充分固化后方可添加下一层。在从夹持器中取出电极前，必须确保牙科水泥已完全硬化。
      注意：牙科水泥配制过程中会释放有毒气体，直至水泥完全固化。因此，从此时起直至手术结束，必须佩戴可防护化学气体的防护面罩。
    12. 对大脑另一侧半球重复执行步骤 2.3.2–2.3.11 的相同操作。
    13. 追加涂抹牙科水泥，形成保护帽，但不要覆盖电极。等待其完全硬化。
    14. 使用 1/0 号编织天然丝不可吸收缝线配合三角针，在保护帽前后进行缝合。如有需要，可根据缝线所在身体部位，在适当时间拆除不可吸收缝线。使用碘伏溶液对手术区域进行消毒。
    15. 将大鼠从立体定位仪中取出。
  4. CT 成像以确认电极位置
    1. 执行步骤 1.2.4–1.2.5，并参见 图 1C。
    2. 完成 体内 CT 扫描后，将大鼠放回笼中。
    3. 执行步骤 1.3.6 和 1.3.7。
  5. 术后护理
    1. 术后给予抗生素（头孢曲松，100 mg/kg，皮下注射）连续 5 天，镇痛药（布托啡诺，0.1 mg/kg，腹腔注射）连续 3 天。若观察到保护帽周围出现感染迹象（红肿、渗出），可将抗生素疗程延长至 5 天。
    2. 每日对每只动物进行目视检查，观察是否存在疼痛或痛苦迹象，并用碘伏溶液清洁保护帽区域。
    3. 术后提供强化护理，持续最多 1 周。

3. PET/CT成像采集

注意：每只动物在吸入麻醉下接受两次PET/CT扫描（即，在未进行DBS和进行DBS期间），以评估电刺激引起的急性效应。两次扫描均遵循相同的成像采集方案，分别在术后第1周（D1，无刺激）和术后第9天（D2，进行DBS时）进行。

  1. 动物准备与麻醉
    1. 在每次 PET 扫描前 8–12 小时对大鼠进行禁食，以提高脑组织对 FDG 的摄取，从而改善信噪比12。
    2. 将动物放入麻醉诱导箱中，并密封顶部。
    3. 开启七氟烷蒸发器（在 100% O2 中设定为 5% 用于诱导麻醉）。
    4. 当大鼠进入麻醉状态后，将气体流切换至鼻罩。
  2. FDG 注射与摄取期
    注意：FDG 为放射性示踪剂，需采取放射防护措施以避免辐射暴露。请确认所在机构已获得操作放射性化合物的所有必要许可。
    1. 在使用前，将 FDG 小瓶置于铅衬屏蔽柜内，以避免不必要的辐射暴露。
    2. 使用小规格注射器（约 27G），在活度计测定下，用尽可能小的体积抽取约 37 MBq 的 FDG 溶液。
    3. 在动物尾部下方放置加热垫或使用红外灯，以扩张尾静脉。
    4. 当尾部侧静脉明显显现时，用 96% 医用酒精清洁注射区域。
    5. 通过其中一条尾部侧静脉注射 FDG 溶液，进针时使注射器平行于静脉走向，针尖斜面朝上。
    6. 关闭麻醉气体，将动物放回笼中，在加热灯下恢复意识。
    7. 注射 FDG 后等待 45 分钟以完成示踪剂摄取，再开始图像采集。在此期间，保持动物清醒并置于铅屏蔽室中。
    8. 若为 D2 研究，在 FDG 摄取期间按照下文第 4 节（电刺激给药）所述实施 DBS。
  3. PET 采集与图像重建
    注：PET 图像采集参数取决于扫描仪型号与扫描时长。本方案中，使用小动物 PET/CT 扫描仪采集 45 分钟静态 PET 图像，能量窗设定为 400–700 keV7,8,9。在设计采集方案前，请查阅 PET/CT 设备的技术规格。
    1. FDG 注射后 45 分钟，将动物放入麻醉诱导箱中，并密封顶部。
    2. 开启七氟烷蒸发器（在 100% O2 中设定为 5% 用于诱导麻醉）。
    3. 将动物转移至 PET/CT 床，并呈仰卧位固定，将鼻部连接至麻醉鼻罩，维持七氟烷麻醉（在 100% O2 中维持浓度为 3%）。通过夹捏大鼠足掌确认麻醉状态。
    4. 重复步骤 1.2.2 和 1.2.3。
    5. 将动物头部置于 PET 扫描仪视野中心位置。
    6. 根据扫描仪的技术参数，采集静态 PET 图像。
    7. 采用 2D-OSEM（有序子集期望最大化算法）进行图像重建，并进行衰变校正和死时间校正7,8,9。
    8. 完成 in vivo PET 扫描后，继续向大鼠输送七氟烷，以便在不移动头部位置的前提下直接进行 CT 扫描。
  4. CT 采集
    1. 保持动物相对于前次 PET 采集的位置不变，进行 CT 图像采集。
    2. 重复步骤 1.2.3–1.2.5。
    3. 完成 in vivo CT 扫描后，停止七氟烷供气，将大鼠放回相应笼中恢复。
    4. 执行步骤 1.3.6 和 1.3.7。
    5. 将动物置于铅屏蔽室中，直至放射性完全衰减。

4. 电刺激施加

注意：在 D2 成像阶段的 FDG 摄取期间进行电刺激。本方案中，使用隔离刺激器以恒流模式进行高频（130 Hz）电刺激，刺激参数为 150 µA，脉宽为 100 µs7,13,14。

  1. DBS 刺激器配置
    1. 在宽敞安静的房间内准备好隔离的刺激器和所需导线，确保动物笼具有足够的活动空间，并尽量减少可能干扰的刺激因素。
    2. 将刺激导线连接至旋转连接器，使动物可在笼内自由活动，并将导线连接至刺激器。
    3. 根据研究需求设定刺激参数。
    4. 使用示波器检查电流模式、频率和脉冲宽度。确认为具有矩形脉冲形状的双相波形（图 1D）。
  2. DBS 刺激实施
    1. 在 D1 成像结束后至 D2 扫描前，对实验动物进行每日习惯化训练（45 分钟/天），使其适应刺激系统及操作人员的接触，避免在 D2 时产生不良应激反应。将刺激系统连接至每只动物，但不开启刺激。
    2. 刺激器设置完成后，在动物注射 FDG 后，将旋转连接器与电极连接并开启刺激器。
    3. 45 分钟后，关闭刺激器，将动物从旋转连接器上断开，并迅速转移至麻醉诱导舱，开始步骤 3.3。

包含PET/CT扫描、电极放置的深部脑刺激过程；包括mPFC成像数据。
图1：实验设计。（A）本方案所采用的实验步骤概要。（B）用于更好固定电极的持针器适配装置的代表性图像，左侧为安装电极后的状态，右侧为未安装电极的状态。（C）手术动物的MRI与CT融合图像，显示电极在内侧前额叶皮层（mPFC）中的正确放置位置。（D）示波器屏幕截图，显示双相刺激波形。请点击此处查看该图的放大版本。

5. PET 图像处理与分析

注意：对 D1 和 D2 获取的图像需进行相同的数据处理，以获得可用于后续基于体素的统计分析的可比数据。

  1. 正电子发射断层扫描（PET）图像的空间配准
    1. 使用专用的影像处理软件。整个配准工作流程如图2所示。
    2. 将每张PET和CT图像居中并裁剪至视野范围。利用基于互信息的自动刚性配准算法将PET图像与其对应的CT图像进行配准15。
      注：仅当动物之间体重或体型无显著差异时，才适用刚性配准方法。否则，应考虑使用弹性配准方法。
    3. 将每张CT图像与一个已空间配准至Paxinos和Watson大鼠脑图谱11的参考CT图像进行配准（步骤同5.1.2），并保存所得的变换参数。
    4. 将步骤5.1.3中获得的变换参数应用于每张已配准的PET图像，从而得到配准至参考CT图像的PET图像。
    5. 将所有最终的PET图像以Nifti格式保存。
  2. PET图像的强度归一化与平滑处理
    注：强度归一化和平滑处理通过基于公开资源开发的不同内部脚本完成。
    1. 使用全宽半高（FWHM）为2 mm的各向同性高斯核对PET图像进行平滑处理，以校正可能存在的配准误差。
      注：平滑滤波器的大小取决于PET图像采集的分辨率，建议使用FWHM为体素尺寸2-3倍的滤波器。
    2. 采用适当的参考区域归一化方法对PET图像体素值的强度进行归一化16。
    3. 从已配准至参考CT图像的参考MRI中分割出脑掩膜。
    4. 将脑掩膜应用于每张PET图像，以在体素水平分析中排除脑外体素。
  3. 体素水平分析
    注：统计分析采用专用影像分析软件进行，包括对PET图像数据的体素水平分析17。
    1. 使用配对t检验比较D1和D2 PET图像，并设定适当的统计显著性阈值。
    2. 为减少Ⅰ类错误，仅将大于50个体素的连续簇视为分析的最终结果。
    3. 将结果以T图形式叠加在T2加权MRI上呈现，显示DBS诱导的脑葡萄糖代谢变化（冷色调表示FDG减少，暖色调表示FDG增加）。

PET-CT 图像配准示意图：裁剪、互信息、融合过程结果可视化。
图 2：小动物 PET/CT 成像配准工作流程。 使用统计参数映射（SPM）软件进行后续基于体素分析的 PET 图像空间标准化处理的详细步骤。请点击此处查看该图的放大版本。

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结果

动物使用 CO2 研究结束时或动物福利受到损害时。图中展示了一只手术后动物完整的PET/CT研究结果。 图3因此，可以清晰地在CT图像中观察到插入大鼠脑内的电极 图 3A该成像方式可提供良好的解剖学信息，并有助于FDG-PET图像的配准，因为功能成像模式通常比结构图像更模糊图3A，B）。此外，还展示了同一动物的FDG-PET图像与CT图像的融合图像 图3C.

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讨论

鉴于对大脑功能及神经精神障碍病理生理学中所涉神经网络的理解不断深入，越来越多的研究开始认识到脑深部电刺激（DBS）在多种神经系统相关疾病中的潜在应用价值2然而，该疗法的作用机制仍不明确。尽管已有多种理论试图解释在特定病理状态和刺激条件下所获得的效果，但这些研究方案的异质性使得得出明确结论极为困难。4因此，尽管付出了巨大努力，学界仍未能达成真正共识，但接受DBS干预的患者数量却持续增长18然后，理解脑深部电刺激（DBS）在大脑中的影响 体内 将有助于揭示哪些刺激参数和刺激方案更符合每位患者的具体需求，从而提高治疗成功率。在此背景下，无创功能神经影像技术（如FDG-PET）对于阐明电刺激直接影响下大脑内部实际发生的变化至关重要。例如，在本文所述的纵向研究方案中，脑深部电刺激（DBS）在D2期PET显像的放射性示踪剂摄取期间持续给予。因此，通过比较D2（DBS-ON）与D1（DBS-OFF）期的PET影像，可实现对受电刺激调控的脑区进行可视化分析 体内，因为 ...

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披露

作者声明，本文不存在任何利益冲突。

致谢

我们感谢Christine Winter教授、Julia Klein、Alexandra de Francisco和Yolanda Sierra在本研究所述方法的优化过程中提供的宝贵支持。 MLS 得到了以下支持： 西班牙科学与创新部，卡洛斯三世健康研究所（项目编号 PI17/01766） 以及资助编号 BA21/0030） 由欧洲区域发展基金（ERDF）共同资助， "一种推动欧洲发展的方式"；CIBERSAM（项目编号 CB07/09/0031）；国家药物计划政府代表处（项目编号 2017/085）；马普弗基金会；以及阿丽西亚·科普洛维茨基金会。 MCV 得到了 Fundación Tatiana Pérez de Guzmán el Bueno 的资助，作为该机构的奖学金获得者，并获得了欧盟联合规划—神经退行性疾病研究（JPND）的支持。DRM 得到了马德里自治区教育与研究理事会的资助，该资助由欧洲社会基金共同资助。 "投资你的未来" （资助编号 PEJD-2018-PRE/BMD-7899）。NLR 得到格雷戈里奥马腊尼翁健康研究所（Instituto de Investigación Sanitaria Gregorio Marañón）的支持， "2019年研发创新内部促进计划"MD 的工作得到了西班牙科学部（Ministerio de Ciencia e）的支持。 创新 （MCIN）和卡洛斯三世健康研究所（ISCIII）（PT20/00044）。 国家心血管研究中心（CNIC）由卡洛斯三世健康研究所（Instituto de Salud Carlos III, ISCIII）、科学与创新部（Ministerio de Ciencia e Innovación, MCIN）和 Pro CNIC 基金会资助，是卓越研究中心塞韦罗·奥乔亚中心（Severo Ochoa Center of Excellence，SEV-2015-0505）。

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材料

本文使用的材料清单
姓名公司目录编号评论
7-特斯拉 Biospec 70/20 扫描仪Bruker, GermanySN0021用于小动物成像的磁共振成像扫描仪
贝泰碘（Betadine）Meda Pharma S.L., Spain644625.6碘溶液（聚维酮碘）
宝雅 IL 11BeurerSN87318红外光源
双极电缆 50 厘米，带 50 厘米网状屏蔽，总长可达 100 厘米Plastics One, USA305-305 (CM)
双极电缆 TT2  50 厘米，总长可达 100 厘米Plastics One, USA305-340/2双极电缆 TT2  50 厘米，总长可达 100 厘米
布普诺啡（Buprex）Schering-Plough, S.A961425布托啡诺（镇痛药）
头孢曲松 Reig Jofré 1g 肌内注射Laboratorio Reig Jofré S.A., Spain624239.1头孢曲松（抗生素）
换向器Plastics One, USASL2+2C用于深部脑刺激的四通道换向器
同心双极铂铱电极Plastics One, USAMS303/8-AIU/Spc用于深部脑刺激的电极
钻机BoshT58704钻机
氟代脱氧葡萄糖（FDG）Curium Pharma Spain S.A., Spain-----2-[18F]氟代-2-脱氧-D-葡萄糖（正电子发射断层扫描放射性示踪剂）
加热垫DAGA, Spain23115加热垫
氯胺酮（Ketolar）Pfizer S.L., Spain776211.9氯胺酮（麻醉药物）
利波拉西 2 毫克/克Bausch & Lomb S.A, Spain65277眼科润滑凝胶
MatLab R2021aThe MathWorks, IncSPM12 支持软件
MRIcroMcCausland 脑成像中心， 南卡罗来纳大学，美国v2.1.58-0用于影像预处理与分析的软件
多模态工作站（MMWKS）BiiG, Spain用于影像处理与分析的软件
Omicrom VISION VETRGB Medical Devices, Spain731100 ReV B用于小动物成像的心肺监护仪
Prevex 棉签Prevex, Finland-----棉签
异氟烷（Sevorane）AbbVie Spain, S.L.U, Spain673186.4七氟烷（吸入性麻醉剂）
小型螺钉Max Witte GmbH1.2 x 2 DIN 84 A2小型螺钉
标准U型框架立体定位仪（大鼠用，18°耳杆）Harvard Apparatus, USA75-1801双臂式大鼠立体定位仪
统计参数映射（SPM12）惠康人类神经影像中心，伦敦大学学院神经病学研究所，英国SPM12用于体素水平影像分析的软件
STG1004Multi Channel Systems GmbH, GermanySTG1004隔离式刺激器
SuperArgus PET/CT 扫描仪Sedecal, SpainS0026403用于小动物成像的 NanoPET/CT 扫描仪
带针缝合线，1/ºLorca Marín S.A., Spain55325编织天然丝不可吸收缝合线 1/0，配三角针
Technovit 4004（粉末和液体）Kulzer Technique, Germany64708471; 64708474用于开颅术固定的丙烯酸牙科水泥
Wistar 大鼠（Rattus norvergicus）Charles River, Spain动物饲养设施所使用的动物模型
赛拉嗪（Xylagesic）Laboratorios Karizoo, A.A, Spain572599-4赛拉嗪（麻醉药物）
诺蒙 S.A., Spain602910用于局部使用的甲哌卡因凝胶

参考文献

  1. Gildenberg, P. L. Neuromodulation: A historical perspective. Neuromodulation. 1, 9-20 (2009).
  2. Lee, D. J., Lozano, C. S., Dallapiazza, R. F., Lozano, A. M. Current and future directions of deep brain stimulation for neurological and psychiatric disorders. Journal of Neurosurgery. 131 (2), 333-342 (2019).
  3. Casquero-Veiga, M. Preclinical molecular neuroimaging in deep brain stimulation. Complutense University of Madrid. , Faculty of Medicine, Department of Pharmacology (2021).
  4. Blaha, C. D. Theories of deep brain stimulation mechanisms. Deep Brain Stimulation: Indictions and Applications. , Jenny Stanford Publishing. New York. 314-338 (2016).
  5. Fins, J. J. Deep brain stimulation: Ethical issues in clinical practice and neurosurgical research. Neuromodulation. 1, 81-91 (2009).
  6. Desmoulin-Canselier, S., Moutaud, B. Animal models and animal experimentation in the development of deep brain stimulation: From a specific controversy to a multidimensional debate. Frontiers in Neuroanatomy. 13, 51(2019).
  7. Casquero-Veiga, M., Hadar, R., Pascau, J., Winter, C., Desco, M., Soto-Montenegro, M. L. Response to deep brain stimulation in three brain targets with implications in mental disorders: A PET study in rats. PLOS One. 11 (12), 0168689(2016).
  8. Casquero-Veiga, M., García-García, D., Desco, M., Soto-Montenegro, M. L. Understanding deep brain stimulation: In vivo metabolic consequences of the electrode insertional effect. BioMed Research International. 2018, 1-6 (2018).
  9. Casquero-Veiga, M., García-García, D., Pascau, J., Desco, M., Soto-Montenegro, M. L. Stimulating the nucleus accumbens in obesity: A positron emission tomography study after deep brain stimulation in a rodent model. PLOS One. 13 (9), 0204740(2018).
  10. Pascau, J., Vaquero, J. J., Abella, M., Cacho, R., Lage, E., Desco, M. Multimodality workstation for small animal image visualization and analysis. Scientific Papers. Molecular Imaging and Biology. 8, 97-98 (2006).
  11. Paxinos, G., Watson, C. The Rat Brain in Stereotaxic Coordinates. , Academic Press. Sydney. (1998).
  12. Roy, M., et al. A dual tracer PET-MRI protocol for the quantitative measure of regional brain energy substrates uptake in the rat. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (82), e50761(2013).
  13. Klein, J., et al. A novel approach to investigate neuronal network activity patterns affected by deep brain stimulation in rats. Journal of Psychiatric Research. 45 (7), 927-930 (2011).
  14. Soto-Montenegro, M. L., Pascau, J., Desco, M. Response to deep brain stimulation in the lateral hypothalamic area in a rat model of obesity: In vivo assessment of brain glucose metabolism. Molecular Imaging and Biology. , 830-837 (2014).
  15. Pascau, J., et al. Automated method for small-animal PET image registration with intrinsic validation. Molecular Imaging and Biology. 11 (2), 107-113 (2009).
  16. Andersson, J. L. R. How to estimate global activity independent of changes in local activity. Neuroimage. 244 (60), 237-244 (1997).
  17. Wellcome Trust Centre for Neuroimaging SPM12-Statitstical Parametric Mapping. , Available from: https://www.fil.ion.ucl.ac.uk/spm/software/spm12/ (2022).
  18. Lozano, A. M., et al. Deep brain stimulation: current challenges and future directions. Nature Reviews Neurology. 15 (3), (2019).
  19. Boecker, H., Drzezga, A. A perspective on the future role of brain pet imaging in exercise science. NeuroImage. 131, (2016).
  20. Sprengers, M., et al. Deep brain stimulation reduces evoked potentials with a dual time course in freely moving rats: Potential neurophysiological basis for intermittent as an alternative to continuous stimulation. Epilepsia. 61 (5), 903-913 (2020).
  21. Middlebrooks, E. H., et al. Acute brain activation patterns of high- versus low-frequency stimulation of the anterior nucleus of the thalamus during deep brain stimulation for epilepsy. Neurosurgery. 89 (5), 901-908 (2021).
  22. Ashkan, K., Rogers, P., Bergman, H., Ughratdar, I. Insights into the mechanisms of deep brain stimulation. Nature Reviews Neurology. 13 (9), 548-554 (2017).
  23. Williams, N. R., Taylor, J. J., Lamb, K., Hanlon, C. A., Short, E. B., George, M. S. Role of functional imaging in the development and refinement of invasive neuromodulation for psychiatric disorders. World Journal of Radiology. 6 (10), 756-778 (2014).
  24. Rodman, A. M., Dougherty, D. D. Nuclear medicine in neuromodulation. Neuromodulation in Psychiatry. , John Wiley & Sons. West Sussex, UK. 81-99 (2016).
  25. Albaugh, D. L., Shih, Y. -Y. I. Neural circuit modulation during deep brain stimulation at the subthalamic nucleus for Parkinson's disease: what have we learned from neuroimaging studies. Brain Connectivity. 4 (1), 1-14 (2014).
  26. Mayberg, H. S., et al. Reciprocal limbic-cortical function and negative mood: Converging PET findings in depression and normal sadness. Neurology, and Radiology. 156 (5), 675-682 (1999).
  27. Kennedy, S. H., et al. Differences in brain glucose metabolism between responders to CBT and Venlafaxine in a 16-week randomized controlled trial. American Journal of Psychiatry. 164 (5), 778-788 (2007).
  28. Kennedy, S. H., et al. Changes in regional brain glucose metabolism measured with positron emission tomography after paroxetine treatment of major depression. American Journal of Psychiatry. 158 (6), 899-905 (2001).
  29. Brown, E. C., Clark, D. L., Forkert, N. D., Molnar, C. P., Kiss, Z. H. T., Ramasubbu, R. Metabolic activity in subcallosal cingulate predicts response to deep brain stimulation for depression. Neuropsychopharmacology. 45, 1681-1688 (2020).
  30. Klooster, D. C. W., et al. Technical aspects of neurostimulation: Focus on equipment, electric field modeling, and stimulation protocols. Neuroscience & Biobehavioral Reviews. 65, 113-141 (2016).
  31. Kasoff, W., Gross, R. E. Deep brain stimulation: Introduction and Technical Aspects. Neuromodulation in Psychiatry. , John Wiley & Sons. West Sussex, UK. 245-275 (2016).
  32. Perez-Caballero, L., et al. Early responses to deep brain stimulation in depression are modulated by anti-inflammatory drugs. Molecular Psychiatry. 19, 607-614 (2014).
  33. Solera Ruiz, I., UñaOrejón, R., Valero, I., Laroche, F. Craniotomy in the conscious patient. Considerations in special situations. Spanish Journal of Anesthesiology and Resuscitation. 60 (7), 392-398 (2013).
  34. Casali, M., et al. State of the art of 18F-FDG PET/CT application in inflammation and infection: a guide for image acquisition and interpretation. Clinical and Translational Imaging. 9 (4), 299-339 (2021).
  35. Gonzalez-Escamilla, G., Muthuraman, M., Ciolac, D., Coenen, V. A., Schnitzler, A., Groppa, S. Neuroimaging and electrophysiology meet invasive neurostimulation for causal interrogations and modulations of brain states. NeuroImage. 220, 117144(2020).

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