基于石墨烯的三维生物杂化水凝胶生物墨水的制备与表征及其在外周神经工程中的应用

摘要

在本论文中，我们展示了含有石墨烯的生物杂化水凝胶生物墨水的制备方法，用于外周组织工程。利用这种3D生物杂化材料，实施干细胞的神经分化方案。这可能是将类似生物材料推向临床应用的重要一步。

摘要

周围神经病变可能由轴突损伤引起，偶尔也由脱髓鞘疾病导致。周围神经损伤是一个全球性问题，在急诊患者中的发生率为1.5%至5%，可能导致严重的劳动力丧失。如今，随着三维（3D）生物打印技术的发展，基于组织工程的方法——包括支架材料、合适的细胞系以及生物信号分子——已变得更加可行。目前常通过将多种水凝胶生物材料与干细胞、外泌体或生物信号分子相结合，以克服周围神经再生中存在的现有难题。因此，通过各种生物打印方法制备的可注射系统（如水凝胶）或可植入导管结构，在周围神经工程领域日益受到重视。正常情况下，干细胞是机体的再生细胞，其数量和功能不会随时间推移而显著下降，以维持其种群稳定；这类细胞本身未分化，但在损伤发生时，可在适当刺激下分化为特定细胞类型。干细胞系统受其微环境——即干细胞生态位（stem cell niche）——的调控。在周围神经损伤中，尤其是神经断伤（neurotmesis）情况下，即使通过手术将断裂的神经末端重新连接，该微环境仍难以完全恢复。复合生物材料与联合细胞治疗策略可提升材料在生物可降解性、生物相容性和可加工性等方面的性能与适用性。因此，本研究旨在展示基于石墨烯的生物杂化水凝胶图案化的制备与应用，并评估干细胞向神经细胞分化的效率，以期为神经再生提供一种有效解决方案。

引言

神经系统是连接生物体内部结构与外界环境的机制，分为中枢神经系统和周围神经系统两部分。周围神经损伤是一个全球性问题，占急诊科就诊患者的1.5%–5%，常由多种创伤引起，可导致严重的劳动力丧失^1,2,3。

目前，细胞方法在周围神经工程领域备受关注。在这些方法中，干细胞居于首位。在正常情况下，干细胞是机体的再生细胞，其数量和功能不会随着时间推移而减少，以维持其种群的稳定性；这些细胞具有特化性，但在受到适当刺激时可响应损伤而发生分化^4,5。根据干细胞假说，干细胞系统受其微环境（称为干细胞生态位）的影响。若缺乏其微环境，干细胞的维持和分化将无法实现⁶，而通过组织工程结合细胞与支架材料可重建该微环境⁷。组织工程是一门多学科交叉领域，融合了工程学与生物学原理。组织工程为人工组织的构建提供了工具，可用于替代活体组织，并通过移除受损组织、提供功能性组织来实现组织再生⁸。组织支架是组织工程的三大支柱之一，可通过天然和合成材料以不同方法制备⁹。三维（3D）打印是一种新兴的增材制造技术，因其能够通过多种方法简便而灵活地制造复杂结构，被广泛用于替代或修复缺陷组织。生物打印是一种增材制造方法，可实现细胞与生物材料（称为生物墨水）的共存¹⁰。鉴于神经细胞之间的相互作用，研究已转向如石墨烯等导电性生物材料候选物。石墨烯纳米片因其在柔性电子、超级电容器、电池、光学、电化学传感器及能量存储等方面的特性，已成为组织工程领域中备受青睐的生物材料¹¹。石墨烯已被应用于多种研究中，以促进受损组织和器官的增殖与再生^12,13。

组织工程包含三个基本要素：支架、细胞和生物信号分子。在周围神经损伤的研究中，完全提供这三个结构方面仍存在不足。已开展的研究中所制备和使用的生物材料存在多种问题，例如仅含有干细胞或生物信号分子、缺乏能够促进干细胞分化的生物活性分子、所用生物材料缺乏生物相容性、对组织微环境中细胞增殖的促进作用较弱，从而导致神经传导功能未能充分实现^{2,13,14,15,16}。 因此，有必要优化神经再生过程，减轻肌肉萎缩^17,18，并通过生长因子建立必要的归巢效应¹⁹，以应对上述问题。在此背景下，对一种拟进入临床应用的外科用生物材料原型进行神经活性的表征与分析显得尤为重要。

因此，本方法学研究探讨了由3D生物打印机形成的含石墨烯纳米片的生物墨水水凝胶图案化，及其对所含干细胞神经元向分化的影响。同时，还研究了石墨烯对神经球形成和分化的作用。

方案

1. 华通氏胶间充质干细胞的培养

1. 从 −80 °C 冰箱中取出华通氏胶间充质干细胞（WJ-MSCs，来自 ATCC）。按照 Yurie 等人²⁰所述方法，在室温下的无菌层流环境中，将 WJ-MSCs 培养于含有 10% 胎牛血清（FBS）、1% 青霉素-链霉素（Pen-Strep）和 1% L-谷氨酰胺的 DMEM-F12 培养基中。
2. 用含有 35% FBS、55% DMEM-F12 和 10% 二甲基亚砜（DMSO）的冻存液，以 1 × 10⁶ 个细胞/mL 的密度对部分细胞进行冷冻保存。操作时，在 Thoma 细胞计数板上计数 1 × 10⁶ 个细胞，并逐滴加入冻存液。迅速将细胞转移至液氮容器中。
3. 当培养瓶中的细胞融合度达到 80% 时，倒出培养基，并用 5 mL 磷酸盐缓冲液（PBS）洗涤。加入 5 mL 含 0.25% 胰蛋白酶和 2.21 mM EDTA-4Na 的溶液，在 37 °C 培养箱中孵育 5 分钟。
4. 向从培养箱中取出的细胞加入 10 mL 含 10% FBS 的 DMEM-F12 培养基。充分重悬细胞，收集培养基，并将细胞悬液转移至离心管中。
5. 在室温下以 101 ×g 的转速离心 5 分钟。弃去上清液，将细胞重新接种至新的培养瓶中，使用含 10% FBS 的新鲜营养培养基进行培养。
   注意：可通过转导方法标记 GFP 基因的商用 WJ-MSCs，以便更清晰地观察即将形成的生物材料-细胞相互作用²¹。本方法中所使用的实验分组可参照 表 1 设置。

创建的组别		创建原因		重复次数
2D WJ-MSCs (2D-C)		2D 对照组		x 5
2D WJ-MSCs 与石墨烯 (2D-G)		确定石墨烯在2D条件下的毒性剂量		每种不同浓度均设 x 5 次重复
WJ-MSCs 包含于生物墨水中的组别 (3D-B)		3D 对照组		x 3
WJ-MSCs 与 0.1% 石墨烯共同包含于生物墨水中的组别 (3D-G)		3D 石墨烯-生物墨水杂化组		x 3
WJ-MSCs 以球状体形式存在于生物墨水表面的组别 (3D-BS)		球状体形态的3D对照组		x 3
WJ-MSCs 与 0.1% 石墨烯以球状体形式存在于生物墨水表面的组别 (3D-GS组)		球状体形态的3D石墨烯-生物墨水杂化组		x3
3D 生物墨水液滴		用于SEM和FTIR表征分析		x5
3D 石墨烯液滴		用于SEM和FTIR表征分析		x5
含GFP标记的WJ-MSCs与0.1%石墨烯的3D生物墨水		观察在含有适宜剂量石墨烯的生物墨水中WJ-MSCs的运动情况		x3

表1. 方法中的分组。包含方法中所有的二维和三维分组。

2. 石墨烯毒性与二维成像

1. 石墨烯浓度的制备及其对细胞的应用
   注意：原始石墨烯纳米颗粒为商业购买（工业级石墨烯纳米片类型），部分由捐赠获得。颗粒尺寸为厚度5–8 nm，直径5 µm，比表面积120–150 m²/g。
   1. 称取石墨烯以配制1%溶液（mg/mL）。通过向称量好的100 µg石墨烯纳米颗粒中加入10 mL含10%胎牛血清（FBS）的DMEMF-12培养基，配制成储备液，并标记为储备液。在121 °C、1.5 atm压力下高压灭菌20分钟进行灭菌。
      注意：灭菌后的石墨烯混合物应储存于4 °C冰箱中，直至使用。该溶液不宜长期保存（最长1个月）。若超过此期限，必须重新配制并灭菌。
   2. 配制不同浓度的含石墨烯培养基混合物，以确定无毒剂量。初始稀释浓度设定为1%、0.1%、0.01%、0.001%和0.0001%（石墨烯/培养基）。
   3. 从1%储备液开始，依次从每一浓度中取出1 mL，转移至新的离心管中。向每管中加入9 mL含10% FBS的DMEMF-12培养基，制备出五种梯度稀释样品，并充分振荡混匀，确保分布均匀。对照组仅使用10 mL含10% FBS的DMEMF-12培养基。
      注意：石墨烯大片层易发生沉淀，因此需重新混匀分散。
   4. 将WJ-MSCs细胞以每孔5 × 10⁵个细胞、2 mL含10% FBS的新鲜培养基接种于6孔板中。在37 °C下培养1天。随后将孔板分为若干组，每组设置相同且重复的孔。每个浓度设5个重复孔。
   5. 弃去原培养基，更换为含不同浓度石墨烯的培养基，每孔2 mL。对照组仅加入培养基。将孔板置于37 °C下继续培养24小时。
2. 通过MTT法测定石墨烯的无毒浓度
   1. 24小时后弃去含石墨烯的培养基，用PBS洗涤每个孔。
      注意：在石墨烯处理细胞后使用PBS洗涤至关重要，因为未通过内吞作用进入细胞的石墨烯纳米颗粒可由此从环境中清除，从而提高MTT检测的准确性。
   2. 采用MTT（3-(4,5-二甲基噻唑-2-基)-2,5-二苯基四氮唑溴盐）检测方案测定IC50值（表示50%细胞存活率），具体步骤参照Kose等²²的研究及本方案第2.2.3–2.2.6步。
   3. 首先称取5 mg/mL的MTT盐，溶于PBS中。使用0.45 µm滤器过滤灭菌。将配制于15 mL离心管中的MTT溶液用铝箔包裹，避光保存于4 °C。
   4. 向所有孔中加入10 µL MTT溶液，于37 °C孵育4小时。孵育结束后，在显微镜下以10倍放大观察甲臜晶体的形成。
   5. 为溶解细胞内形成的晶体，向每孔加入100 µL DMSO，并用移液器吹打混匀。将孔板置于室温避光环境中30分钟。随后将孔板放入酶标仪中，设置程序在570 nm波长下测定吸光度并读取数据²²。
      注意：虽然石墨烯颗粒本身在270 nm处有吸收²³，但此处570 nm的读数范围仅用于检测细胞活力²⁴。
   6. 使用统计分析软件，对所得结果进行单因素方差分析（one-way ANOVA），并采用Tukey检验进行多重比较。
3. 拼接成像
   1. 为观察不同浓度石墨烯与细胞的相互作用，采用“拼接成像”（stitch imaging）方法对细胞进行延时成像。该方法通过显微镜下定期采集图像样本，生成延时图像序列。
   2. 操作时，首先打开计算机，启动延时成像培养箱并设置温度为37 °C，将MTT孔板放入延时培养箱的指定插槽中。
   3. 在计算机上打开Stitch程序，设定系统需读取的孔位。将读取头移至第一个孔，使用白光在10倍放大下定位并聚焦目标区域，然后启动程序。
      注意：该程序用于生成高质量的4行×5列多图像拼接图。程序可连续采集高清图像并自动拼接。按下系统启动按钮后，仪器将自动读取各孔，并拍摄并拼接4行×5列的多幅图像。

3. 石墨烯-生物墨水杂化水凝胶的制备及WJ-MSCs的分化

1. 生物墨水的制备
   注意：以市售的冻干海藻酸盐-明胶（3:5）粉末作为生物墨水的基础。含石墨烯的生物墨水组（3D-G；3D-GS）与不含石墨烯的对照组生物墨水（3D-B；3D-BS）采用相同方法制备表1).
   1. 使用50 mL离心管进行配制。首先称取4.5 mg海藻酸钠和1.5 mg明胶，转移至离心管中。加入含10% FBS的DMEM/F-12培养基至总体积为50 mL。此为不含石墨烯的对照（C）组。
   2. 重复称取4.5 mg海藻酸钠和1.5 mg明胶，转移至离心管中。取步骤2.1.3中制备的0.1%氧化石墨烯溶液50 µL加入该管中。加入含10%胎牛血清的DMEM/F-12培养基至终体积50 mL。
   3. 先用移液枪吹打混合生物墨水，然后涡旋混匀。在121 °C、1.5 atm压力下高压灭菌20 min。或者，通过微波加热至沸腾以实现灭菌。
   4. 混合物灭菌后，以 280 x g 室温下静置2分钟以去除形成的气泡。将生物墨水置于37 °C保存，直至细胞准备完毕。
2. 添加WJ-MSCs与3D生物打印
   1. 计数时，当细胞融合度达到80%时，用约5 mL PBS洗涤细胞，加入5 mL 0.25%胰蛋白酶和2.21 mM EDTA 4Na，在37 °C孵育5分钟。
   2. 从培养箱中取出后，向细胞中加入10 mL含10%胎牛血清的DMEM-F12培养基。充分悬浮细胞，收集培养基并转移至离心管中。在101 × g 室温下离心5分钟，然后弃去上清液。
   3. 沉淀中保留约 250 µL 培养基。将沉淀重悬于 1 mL 新鲜培养基中。取 48 µL 培养基，加入 2 µL 细胞悬液和 50 µL 台盼蓝溶液（0.4 g 台盼蓝/100 mL），于锥形管（1.5 mL）中混匀，用于细胞计数⁴用移液器充分吹打混匀。
   4. 向Thoma细胞计数板中加入约10 mL制备好的染色细胞悬液。在光学显微镜下计算两侧计数室方格内细胞的平均数量。
      活力百分比（%）=（计数的活细胞数 / 总计数细胞数）× 100
      注意：细胞与生物墨水的相互作用通过两种方式研究：（1）将细胞加入生物墨水中进行打印（3D-B；3D-G）；（2）将细胞接种于压制成型后的生物墨水表面，细胞形成球状体（3D-BS；3D-GS）。
   5. 对于细胞与生物墨水的相互作用，首先创建生物墨水组（表1第1组包括用于生物打印的含生物墨水的3D-B和3D-G打印物。第2组包括生物打印后形成类球体的3D-BS和3D-GS生物墨水。
   6. 对第1组细胞进行计数，使其数量约为1 x 10⁷ 将细胞加入0.5 mL培养基中，再加入4.5 mL生物墨水，使总体积达到5 mL。在超净台中借助注射器将混合液转移至打印 cartridges 中。将 cartridges 安装至生物打印机相应的挤出单元。
   7. 对于第二组，使用注射器从每种生物墨水组中取出5 mL，并转移至无菌 cartridge 中。
   8. 使用配备两个同轴打印头和气动驱动挤出技术的生物打印机。将X/Y/Z轴每微步分辨率设为1.25 µm，挤出宽度设为400 µm，挤出高度设为200 µm。20 mm × 20 mm × 5 mm的网格是三维生物打印实验中最常用的三维模型之一。
   9. 使用开源的基于网页的CAD程序创建3D模型。在生物打印前，使用其中一个开源平台（例如infill）创建简单的3D模型。模型可以是线性的（如本研究中使用的模型）、蜂窝状或网格状。创建一个5 mm × 20 mm × 20 mm的方块后，以.stl格式导出并下载。
   10. 生物打印机软件使用 .stl 文件，并通过切片模块将其转换为可打印的 .gcode 格式。为获得可打印的网格形状，需在切片模块中关闭外壁。操作前先用 70% 乙醇擦拭设备，然后进行紫外灭菌。
   11. 在生物打印过程中，借助注射器将生物墨水组转移至 cartridges 中。将 cartridges 安装至生物打印机相应的挤出单元部分。
   12. 将3D打印机的平均压力设为7.5 psi，筒温与平台温度均设为37 °C。将打印速度设为60%，并执行标准的3D打印流程。
       注意：在设计制备模型时预留空间（如线性模型），可在生物打印后于这些空间内进行细胞培养。
   13. 在打印阶段，将系统置于初始位置。自动定位各轴（X、Y、Z），选择挤出头并设置。启动打印过程。生物打印完成后，取出样品并置于超净工作台内。
   14. 用 0.1 N CaCl₂ 喷洒生物墨水₂ 打印后立即加入溶液，或用移液器在室温下加入1 mL该溶液。静置约10–20秒，然后用含Ca的PBS洗涤打印图案2次²⁺ 和 Mg^2+.
   15. 向每组含细胞的生物墨水中加入2 mL含10% FBS的DMEM/F-12培养基。将培养板置于37 °C、5% CO₂条件下孵育。₂随后，加入2 mL含有1 × 10⁶个细胞的悬浮培养基⁶ 每个组加入细胞以形成球状体。
   16. 将培养板置于37 °C、5% CO₂条件下孵育₂孵育24小时后，在倒置显微镜下观察球状体的形成情况。
3. WJ-MSCs 向神经元样细胞的分化
   1. 孵育24小时后观察并拍照记录所有批次的生物墨水。除对照组外，每孔加入2 mL神经分化培养基，每2天更换一次。持续培养7天以观察神经分化情况。

4. 石墨烯-生物墨水生物杂化水凝胶的表征

注意：对石墨烯-生物墨水杂化水凝胶的表征采用延时成像、傅里叶变换红外光谱（FT/IR）和扫描电子显微镜（SEM）分析。用于FT/IR和SEM分析的样品通过滴加法由3D-B和3D-G生物墨水组制备。

1. 傅里叶变换红外光谱（FT/IR）分析
   注意：FT/IR 是一种基于数学傅里叶变换的化学分析方法，对于材料表征至关重要。使用基于 28 °C 迈克尔逊干涉仪原理的 FT/IR 仪器，配备卤素灯、水冷汞光源，信号信噪比为 4 cm⁻¹，在 2,200 cm⁻¹ 处测量 1 分钟。
   1. 准备 FT/IR 显微镜，并确保仪器光学系统已对准。校准设备。
   2. 由于样品呈液滴状，取一块 1–2 mm 厚的水凝胶，用镊子将其放置在样品台上。对样品进行聚焦并抬升，直至实现紧密接触。通过系统启动程序采集样品光谱。
2. 扫描电子显微镜（SEM）分析
   注意：可通过 SEM 分析在不同维度下观察表面形貌、内部结构、细胞分布以及生物墨水与细胞之间的相互作用。
   1. 使用移液枪头滴加法，将水凝胶滴入含有 1 mL CaCl₂ 交联剂的 6 孔板中（见 图 1）。
   2. 用约 1 mL PBS 洗涤孔板两次，以去除盐分。然后用镊子将这些凝胶滴转移至含有 5 mL 5% 多聚甲醛的离心管中。
   3. 借助手术刀从凝胶滴状生物墨水中切取薄片。将样品粘附在金属载片的粘性面上。放入镀膜仪中，通过用氩气取代空气使金钯进入等离子态，从而在样品表面形成覆盖层。
   4. 将样品放入扫描电子显微镜（SEM）中。打开与 SEM 连接的显微镜程序。进行尺度调节，并拍摄样品不同区域的图像。本实验方案采用 5 µm、10 µm 和 200 µm 的标尺。对 3D-B 和 3D-G 组共采集了 40 张图像。
3. 延时成像
   注意：在延时成像过程中，不仅使用含有转染 GFP 基因细胞的生物墨水样品，还对含有类球体的生物墨水进行 16 小时的成像。延时成像用于研究石墨烯对干细胞的影响，并监测细胞在生物墨水内的相互作用。
   1. 将市售的 1 × 10⁷ 个 GFP 标记的间充质干细胞（MSCs）加入 5 mL 生物墨水中，按照步骤 3.2.11 进行生物打印。加入 1 mL 交联剂，静置 20–30 秒，再用 PBS 洗涤两次。
   2. 开启延时成像监测系统，并在计算机上打开相应程序。将延时模式设置为约 16 小时，温度设为 37 °C，点击 开始 按钮。系统将自动记录时长为 40 秒的延时视频片段。
   3. 每隔 2 小时在 10 倍放大倍数下重新对焦显微镜。同时，按照相同步骤对形成的类球体进行可视化观察。

图1：用于表征的3D-B和3D-G生物墨水组以液滴形式制备。（A）含有交联剂的培养板上的生物墨水样品（表征前图像）。（B）3D-B生物墨水液滴图像。（C）3D-G生物墨水液滴图像。待表征的生物材料及其所含细胞可更方便地进行如镀金、取样等处理步骤。请点击此处查看该图的放大版本。

5. 通过免疫染色法测定神经元分化

1. 收集类球体，保持其球形结构不被破坏，并重新接种至新培养板中，以便采用更简便的方法进行复染，避免使用石蜡包埋进行组织切片。
2. 用约 20 mL 预先高压灭菌的 0.1% 明胶溶液覆盖 48 孔板，放入培养箱中孵育至少 1 小时。将约 500 µL 配制好的 0.1% 明胶溶液加入 48 孔板中。将涂有明胶的培养板在培养箱中静置 10 分钟。
   注意：此步骤可使明胶轻微膨胀，充分覆盖孔板表面，为收集的类球体提供更利于贴附的环境。
3. 用移液器收集类球体，将来自培养箱的类球体转移至 48 孔板的各孔中，并加入新鲜培养基。随后孵育 12–24 小时。
   注意：通过计数方式分配类球体较为困难。建议将所有类球体收集至同一离心管中，再将总体积均匀分配至各孔。本研究中，每孔约含 4–6 个类球体。
   注意：对于二维（2D）样本，预先染色洗涤即可，无需更换培养基。
4. 吸除培养基，用 PBS 缓慢清洗细胞，因为类球体将浮于上层。随后用 4% 多聚甲醛固定 2 小时。
5. 再次用 PBS 清洗样本，并用约 10 mL 含 2% BSA 和 0.1% TritonX 的溶液封闭 30 分钟。然后用 PBS 洗涤 3 次。
6. 用抗体稀释液将选定的一抗（N-钙黏蛋白-兔源抗体和 β-III 微管蛋白-小鼠源抗体）按 1:100 比例稀释。每份样本加入 100 µL 抗体溶液，4 °C 过夜孵育。
7. 用 PBS 洗涤样本 3 次。室温下，分别加入稀释至 1:200 的二抗：针对 β-III 微管蛋白使用抗小鼠 IgG-FTIC-兔抗体，针对 N-钙黏蛋白使用抗小鼠 IgG-SC2781-山羊抗体，孵育 30 分钟。所有操作需避光进行。
   注意：在双重染色中，若一抗使用某一物种来源（如小鼠），则二抗应选用不同物种来源（如山羊或兔）以避免交叉反应。
8. 用 PBS 洗涤二抗 3 次，然后向每份样本滴加 DAPI 溶液（1:1），静置 15–20 分钟。进行免疫荧光成像。

结果

石墨烯毒性与二维成像
采用统计分析软件对获得的 MTT 结果进行单因素方差分析（one-way ANOVA），并结合 Tukey 检验进行统计学分析，所得图表如图2所示。与对照组相比，仅在 0.001% 石墨烯浓度下观察到细胞活力显著下降（**p < 0.01）；其余各组与对照组之间均无显著性差异（p > 0.05）。因此，根据 MTT 检测结果及拼接图像，确定最佳石墨烯浓度为 0.1%，因为在此浓度处理后细胞活力最高。

讨论

与传统二维方法相比，采用工程化三维支架进行治疗的优势正日益凸显。在周围神经再生中，单独使用干细胞或将其与生物相容性和可降解性较低的各种生物材料制成的支架联合使用，通常效果有限。华通氏胶间充质干细胞（WJ-MSCs）似乎是一种合适的候选细胞系，尤其考虑到其获取方案的优化潜力、增殖能力以及分化潜能²⁹。在本研究中，我们考察了干细胞在二维和三维培养条件下与石墨烯的相互作用，并比较了所构建的生物杂化水凝胶组与二维环境中的成神经分化情况。我们通过免疫荧光染色证实了生物墨水中神经球的形成。在后续研究中，我们利用扫描电镜（SEM）和傅里叶变换红外光谱（FT/IR）方法对候选原型进行了表征，该原型可作为神经导管进行注射或植入。本研究表征了所制备生物材料的特性、细胞与生物材料之间的相互作用，以及干细胞在该生物材料存在下的神经分化行为。在后续阶段，将进一步考察其对细胞迁移的影响。

通过结合两种或多种生物相容性材料形成的生物杂化材料，其结构性能相较于均质材料展现出越来越多的优势³⁰。在之前的一项研究中，将基于...

材料

本文使用的材料清单

姓名	公司	目录编号	评论
离心日	立		用于细胞培养和生物材料步骤
0.1N CaCl2	HD 生物墨水		用于交联剂
0.22 µm 膜过滤器	AιSΙmo		用于灭菌
0.45 µm 针式过滤器	AιSΙmo		用于灭菌
1.5mL 锥形管	Eppendorfa		用于生物墨水滴
15mL Falcon 管	巢		用于细胞培养步骤
25 cm2 细胞培养瓶（Falcon、TPP 组织培养瓶	巢		用于细胞培养
3D 生物打印	Axolotl Biosystems Biosystems A2（土耳其）		生物打印步骤
50 mL Falcon 管	巢		用于细胞培养步骤
6/24/48/96 孔板（Falcon、TPP 微孔板）	Merck Millipore		用于细胞培养步骤
75 cm2 细胞培养瓶（Falcon、TPP 组织培养瓶	巢		用于细胞培养
抗小鼠 IgG-FTIC-兔	Santa Cruz Biotechnology	J1514	Seconder 抗体，用于染料
抗小鼠 IgG-SC2781-goat	Santa Cruz Biotechnology	C3109	第二抗体，用于染料
Au 涂层装置 EM ACE600	Leica		用于 SEM 成像前生物材料切片的镀金
高压灭菌	NUVE-OT 90L		用于灭菌过程。
高压灭菌	NUVE-OT 90L		用于灭菌过程。
Cell Cultre Cabine	Hera Safe KS		用于细胞培养过程
Dulbecco 改良的 Eagle 培养基/营养混合物-F12	Sigma	RNBJ7249	用作细胞培养基
FEI QUANTA 450 FEG ESEM SEM			用于 SEM
胎牛血清-FBS	Capricorn	FBS-16A	它通过添加到细胞培养基中使用。
冷冻室 -80°;C	松下	MDF-U5386S-PE	我们用于储存细胞和产生的外泌体
明胶-海藻酸盐生物墨水粉末	HD 生物墨水		用于生产生物墨水步骤
GFP 标记的 WJ-MSCs	病毒干细胞		用于细胞-生物墨水相互作用的成像
石墨烯纳米片 （Graphene-IGP2）	Grafen Chemical Industries Co.		用于生产 3D-G 生物墨水
免疫荧光抗体（N-CAD;β-III 微管蛋白）	细胞信号传导和 Santa Cruz		用于染料
JASCO 6600	Tetra		用于 FTIR
MTT 测定	Sigma		活力测试
青霉素/链霉素溶液	Capricorn	PB-S	将其添加到培养基中以防止污染在细胞培养中。
Thoma 载玻片	Isolab		用于细胞计数
延时成像系统	Zeiss Axio.Observer.Z1		成像
Tripsin-EDTA	Multicell		烧瓶用于去除覆盖表面的细胞。
Vorteks	生物碱		用于生产的生物墨水步骤
WJ-MSC	ATCC		用于细胞培养过程