本研究证明了在成年绵羊模型中，使用自膨式镍钛合金支架在天然肺动脉瓣位置植入自体肺动脉瓣的可行性和安全性。这是迈向开发经导管肺动脉瓣置换术的重要一步，旨在治疗右心室流出道功能障碍的患者。
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本文内容
摘要
摘要
经导管肺动脉瓣置换术已被确立为治疗右心室流出道或生物瓣膜功能障碍患者的可行替代方案，具有优异的早期和远期临床效果。然而，对于终身应用而言，仍需解决若干临床挑战，如带支架瓣膜退化、冠状动脉闭塞、心内膜炎及其他并发症，尤其在儿科患者中更为突出。为推动开发适用于终身使用的治疗方案，本研究在成年绵羊模型中实施了经导管自体肺动脉瓣置换术。自体心包组织取自同一只绵羊 通过 全身麻醉下经左前外侧小切口开胸。将心包置于三维塑形心脏瓣膜模型上进行无毒交联处理，持续2天21小时。通过经心腔内超声心动图（ICE）和血管造影评估天然肺动脉瓣（NPV）的位置、形态、功能及尺寸。修剪后，将交联心包缝合至自膨式镍钛合金支架上，并压缩至自主设计的输送系统中。将自体肺动脉瓣（APV）植入天然肺动脉瓣位置 通过 左侧颈静脉插管。重复进行ICE和血管造影以评估APV的位置、形态、功能及尺寸。成功植入APV于 绵羊J。本研究选取绵羊J以获得具有代表性的结果。将一枚30 mm的经导管肺动脉瓣（APV）与镍钛诺支架精确植入至天然肺动脉瓣（NPV）位置，未引起显著的血流动力学改变。术后无瓣周漏、无新发肺动脉瓣反流，亦无支架瓣膜移位。该研究通过长期随访证实，采用自膨式镍钛诺支架将经导管肺动脉瓣植入天然肺动脉瓣位置具有可行性与安全性。 通过 成年绵羊模型中的颈静脉插管术
引言
Bonhoeffer 等人1于2000年开启了经导管肺动脉瓣置换术（TPVR）的先河，标志着一项快速发展的创新技术，在减少并发症和提供替代治疗策略方面取得了显著进展。自那时起，TPVR在治疗右心室流出道（RVOT）或生物瓣膜功能障碍中的应用迅速增加2,3。迄今为止，市场上现有的TPVR装置已为RVOT功能障碍患者提供了令人满意的短期和长期疗效4,5,6。此外，多种类型的TPVR瓣膜（包括脱细胞心脏瓣膜和干细胞驱动的心脏瓣膜）正在研发和评估中，其可行性已在临床前大型动物模型中得到证实7,8。Duran 博士首次报道了使用自体心包进行主动脉瓣重建术，该方法采用三个不同尺寸的连续凸起作为模板，根据主动脉瓣环的尺寸引导心包塑形，在60个月随访时的生存率为84.53%9。Ozaki手术被认为是一种瓣膜修复术而非瓣膜置换术，其通过使用戊二醛处理的自体心包替代主动脉瓣瓣叶来实现；然而，与Duran博士的方法相比，该技术在使用模板测量病变瓣膜并裁剪固定心包方面显著改进10，不仅在成人病例中取得了满意结果，在儿科病例中也表现良好11。目前，只有Ross手术能够为患有病变主动脉瓣的患者提供具有生命力的瓣膜替代方案，在避免长期抗凝、具备生长潜力以及较低的心内膜炎风险方面具有明显优势12。但这种复杂的外科手术后，可能需要对肺动脉自体移植物及右心室至肺动脉的管道进行再次干预。
目前临床使用的生物假体瓣膜由于对异种猪或牛组织的移植物抗宿主反应，不可避免地会随时间推移而退化13。瓣膜相关的钙化、退化和功能不全可能在数年后需要重复干预，尤其是在年轻患者中，由于现有生物假体材料本身不具备生长能力，患者一生中可能需要接受多次肺动脉瓣置换手术14。此外，目前可用的基本上无再生能力的经导管肺动脉瓣置换（TPVR）瓣膜存在诸多局限性，例如血栓栓塞和出血并发症，以及因不良的组织重塑导致的耐久性有限，这可能导致瓣叶回缩和普遍的瓣膜功能障碍15,16。
人们推测，开发一种具有自我修复、再生和生长能力的自体肺动脉瓣（APV），并将其安装在可用于经导管肺动脉瓣置换术（TPVR）的自膨式镍钛合金支架上，以模拟天然瓣膜的特性，将可确保其生理功能和长期有效性。经无毒交联剂处理的自体心包组织可在采集和制备过程中保持活性。为此，本研究开展了一项临床前试验，旨在成年绵羊模型中植入带瓣支架的自体肺动脉瓣，以研发理想的介入性瓣膜替代物及低风险的操作方法，从而改善右心室流出道（RVOT）功能障碍的经导管治疗。本文以绵羊J为例，详细说明了完整的TPVR操作流程，包括心包切除术及经颈静脉植入自体心脏瓣膜。
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方案
本研究已获得柏林地区卫生与社会事务局法律与伦理委员会（LAGeSo）的批准。所有实验动物 （Ovis aries）均按照欧洲和德国实验动物科学学会（FELASA、GV-SOLAS）的指南接受人道护理。本操作以一只3岁、体重47 kg的雌性绵羊J进行自体肺动脉瓣置换术为例进行说明。
1. 术前管理
- 将所有实验用绵羊安置在同一房间内，铺有稻草，从到达之日到心包切除手术日共饲养1周，以维持社会同伴关系（图1A）。
- 在心包切除术和植入手术前12小时，禁食但不禁水。
- 在气管插管前20分钟，通过肌内注射给予咪达唑仑（0.4 mg/kg）、布托啡诺（0.4 mg/kg）和格隆溴铵（0.011 mg/kg 或 200 mcg）进行术前给药。
2. 全身麻醉的诱导
- 无菌条件下，在头静脉中置入18 G安全型静脉（IV）导管、注射端口和T型端口（图1B）。
- 通过静脉注射丙泊酚（20 mg/mL，1–2.5 mg/kg）和芬太尼（0.01 mg/kg）实现麻醉诱导。
- 镇静充分的指征包括下颌松弛、吞咽反射消失和瞳孔反射减弱。镇静后，使用合适尺寸的气管内插管对绵羊进行气管插管（图1C）。剃除绵羊体表毛发，随后将其转移至手术室（OR）。
3. 心包切除术与植入术的术中麻醉管理
- 在手术室中使用循环压力型机械呼吸机，以100%氧气启动间歇性正压通气（IPPV）。
- 将绵羊连接至麻醉设备平台，并在麻醉期间全程采用压力通气模式进行通气（潮气量（TV）= 8–12 mL/kg，呼吸频率（RF）= 12–14 次/分钟）。调整潮气量和呼吸频率，以维持呼气末二氧化碳（EtCO₂）在正常范围。2) 在35-45 mmHg之间，且动脉血二氧化碳分压为CO2 (PaCO₂)2低于 50 mmHg。
- 维持麻醉，使用异氟烷（根据效果调整，建议维持浓度为1.5%–2.5%）与氧气混合，氧流量为1 L/min（吸入氧浓度（FiO₂）2) = 75%），联合持续输注芬太尼（5–15 mcg/kg/h）和咪达唑仑（0.2–0.5 mg/kg/h）。
- 在耳动脉中放置18 G安全型静脉导管，用于有创血压（IBP）监测。
- 将绵羊连接至多功能麻醉平台以进行血流动力学监测，该平台显示耳动脉有创血压（IBP）的直接测量值（零点校准至心脏水平）、通过直肠探头测量的体温、导联Ⅳ心电图、脉搏血氧饱和度（SpO₂）2），电视，射频，呼气末二氧化碳2心率（HR）和吸入氧浓度（FiO₂）2.
- 放置胃管以排出瘤胃网胃中多余的气体和液体，为心包切除术做准备。在胃管上安装标记导丝作为植入参考。
- 经尿道将 Foley 导尿管插入膀胱，并连接尿袋。使用至少 5 mL 生理盐水（0.9% NaCl）充盈 Foley 气囊。
- 在植入前30分钟进行活化凝血时间检测（ACT：240–300秒），以确认植入前肝素化充分，并在植入后进行拮抗。在心包切除术和植入术前30分钟及两手术过程中每小时进行一次动脉血气分析（ABGs），以评估内环境状态。
- 给予以下抗生素：舒巴坦/氨苄西林（20 mg/kg），30 分钟后 通过 心包切除术及植入术前静脉滴注。在整个心包切除术和植入术过程中，确保持续输注晶体液（5 mL/kg/h，等渗平衡电解质溶液）和羟乙基淀粉（HES，30 mL/h）。
4. 心包切除术
- 心包切除术的术前准备
- 将绵羊置于手术台上，呈右侧卧位，左侧抬高30°，然后用固定带和绑带固定其四肢。
- 用氯己定-酒精对手术区域（心包切除术：上至左侧锁骨，前至胸骨，下至膈肌水平，后至左侧锁骨中线）进行消毒，然后实施小切口开胸术。其余部位用无菌铺巾覆盖图2A).
- 在全身麻醉下，使用#10手术刀于胸骨旁第四肋间隙处做一5 cm皮肤切口。
- 解剖胸大肌-胸小肌-前锯肌-肋间肌 通过 左侧小切口开胸术（m-LLT）依次在第三和第四肋间隙分别做长度为5 cm的切口，以获得理想暴露图2B).
- 切口位置应距离胸骨至少2 cm，以避免损伤左侧胸廓内动脉及静脉。打开胸腔前，暂停呼吸机通气10秒，以防止肺损伤。
- 使用数块无菌纱布压迫左肺，以在放置肋骨牵开器后更好地暴露手术视野图2C). 在手术视野中观察心包和胸腺（图2D).
- 从心包与膈肌的附着点开始行心包切除术，获取两侧膈神经之间的心包组织，上至无名静脉，下至膈肌。
- 按照步骤4.1.5所述压缩左肺，以暴露膈肌-心包-纵隔胸膜的附着处。使用手术剪在该附着处沿纵隔胸膜做一条长约1 cm的切口，切开左纵隔胸膜。沿距左膈神经1 cm偏移的连线，将切口向上延伸至无名静脉图2E).
- 用手指将心尖向左抬起，对右侧心包重复上述操作。解剖胸骨上的胸腺及心包脂肪组织。
- 在主动脉前方汇合心包的两个切口。用4-0不可吸收缝线，牢固固定主动脉前方两个心包切口与胸腺交界处，手动打六个外科结，完成交叉结扎。
- 采集心包时，避免损伤膈神经及深部血管结构。行心包切除术期间，从心包表面剥离脂肪组织，包括胸腺组织。使用电凝设备（如电刀、Bovie）进行止血。
- 将收获的心包组织置于带有厘米刻度的无菌培养皿上，去除多余的脂肪组织，然后用0.9% NaCl冲洗两次图2F). 仔细检查所有手术区域是否止血彻底。
- 用3-0聚对二氧环己酮线连续缝合两次，将开放的右侧纵隔胸膜与残留的右侧心包边缘缝合。使用呼吸囊手动将右肺充气至最大容积，保持10秒，然后关闭右侧胸腔。用3-0聚对二氧环己酮线连续缝合两次，将开放的左侧纵隔胸膜与残留的左侧心包边缘缝合。
- 按以下步骤分四层缝合左侧胸腔切口。
- 用2-0聚二氧六环酮以单纯间断或十字缝合方式缝合肋间肌和前锯肌，用3-0聚二氧六环酮以连续缝合方式缝合胸大肌-胸小肌，用3-0聚二氧六环酮以十字缝合方式缝合皮下组织，用3-0尼龙以单纯间断缝合方式缝合皮肤。所有缝线均以1 cm间隔放置。
- 使用呼吸球囊手动将左肺充气至最大容积，并在关闭肋间肌前维持10秒。
- 用无菌纱布覆盖切口，并在新心脏瓣膜植入后肝素化期间手动按压5分钟，以防止出血。然后包扎手术部位。
- 缝合皮肤时停止静脉麻醉药和异氟烷的使用，以减轻镇静深度。
- 在自主呼吸恢复后，拔除胃管和导尿管。随后将连接脉搏血氧仪的绵羊用担架转移至恢复室。
- 当吞咽反射、瞳孔反射和正常的自主呼吸恢复后，拔除气管插管。植入前每日皮下注射一次0.5 mg/kg美洛昔康。
- 当麻醉完全逆转后（即绵羊能够独立站立时），可允许其进食和饮水。
三维自体心脏瓣膜的制备
- 通过去除脂肪组织修剪心包膜（图3A、B、C），然后将其放置于三维塑形心脏瓣膜模具上。（由于专利申请正在审核中，此步骤无法提供图示。）
- 将心包膜与三维塑形心脏瓣膜模型一同放入含有无毒交联剂（30 mL）的培养箱中，孵育2天21小时（图3D；由于专利申请正在审核中， 此步骤无法提供图示及无毒交联剂的详细信息）。
6. APV 的制备
- 将交联的心脏瓣膜在0.9% NaCl溶液中清洗两次，2天21小时后以间断缝合法将其缝合至镍钛合金支架上（直径30 mm，高度29.4 mm，48个菱形细胞）。使用5-0聚丙烯缝线，通过六到八个结将心脏瓣膜固定到位，以对齐心脏瓣膜与支架之间的附着点。（由于专利申请原因，此步骤无法提供图示。）
- 使用15号手术刀片将自体肺动脉瓣的三个游离边缘切开（图4A、B）。用手术镊夹住带支架的肺动脉瓣，提起并置于0.9% NaCl溶液中，测试其开闭功能，并评估三个交界处是否需要进一步切割以实现瓣口更大程度的开放。
- 将自体肺动脉瓣（APV）置于含0.8%两性霉素B（0.4 mL）和4.0%青霉素/链霉素（2 mL）的47.6 mL PBS溶液中，在培养箱中孵育30分钟以进行灭菌。使用商用压握器将带瓣支架压握至输送系统（DS）头部，用于双重测试（图4C-D），然后将其装配入输送系统（图4E）。
7. 经导管自体肺动脉瓣植入术 通过 左侧颈静脉
- 按照步骤1至3所示，对绵羊进行麻醉以植入APV。
- 血管通路：在进行植入手术前，剃除绵羊的毛发，并使用聚维酮碘消毒剂对术区进行消毒，消毒范围包括上方至下颌骨下缘，前方至前正中线，下方至左锁骨上缘，后方至后正中线。将未剃毛且未消毒的区域用无菌巾覆盖。
- 标记颈部左侧颈静脉，采用塞丁格技术将导丝插入左侧颈静脉。使用10号刀片扩大穿刺点，将11 F鞘管置入左侧颈静脉，用于ICE导管和输送系统图 5A，B用4-0不可吸收缝线在鞘管导入器周围放置荷包缝线。
- 经心腔超声心动图（ICE）17
- 使用10 Fr超声导管在植入前和植入后立即进行ICE检查图5C评估短轴和长轴切面上NPV、APV及三尖瓣的二维结构、彩色多普勒、脉冲波和连续波多普勒参数，包括其大小和功能。
- 评估瓣膜反流的程度 缩窄部 通过半定量评估18 通过 ICE（图6).
- 血管造影术19：使用便携式C型臂和功能屏进行血管造影，测量右心室流出道、无冠瓣、肺动脉窦以及瓣上肺动脉的直径，以指导植入过程，并在植入后评估肺动脉瓣功能图7A- D).
- 血流动力学20：使用5.2 F 145°猪尾导管，在植入前后测量并记录右心室和肺动脉压力。测量体动脉压力 通过 耳动脉
- 植入
- 建立经皮肺动脉瓣置换术通路：在透视引导下，将一根0.035英寸弯头导丝置入右肺动脉。随后，将一根5.2 Fr猪尾导管经左侧颈静脉置入，并在透视引导下沿先前放置的导丝送入右肺动脉。
- 从左侧颈静脉取出成角的导丝。在导丝引导下，将5 Fr Berman血管造影球囊导管经左侧颈静脉插入，并推进至右肺动脉。
- 根据荧光透视测量结果，将0.035英寸超硬导丝预先塑形成长度约为8-10 cm的圆环，其直径等于三尖瓣中心点至肺动脉瓣中心点之间的距离，并在球囊导管的引导下将其送入右肺动脉图8A）。确保导丝不干扰三尖瓣腱索。
- 使用11号刀片扩张皮肤，并依次使用16 Fr至22 Fr的商用扩张器扩张左侧颈静脉（图8B）。扩张后用3-0聚二氧杂环己酮荷包缝合线关闭切口（图8C）。按照所述方法进行血管造影，以确认支架承载部分的 DS 处于理想位置19.
- 在肺动脉造影过程中，于心脏收缩末期和舒张末期标记肺动脉瓣的窦管交界处作为着陆区的远端边界，以肺动脉瓣的基底平面作为着陆区的近端边界。
- 重新打开并检查支架化自体瓣膜是否存在因压握引起的损伤。重新压握APV，并将其装入DS输送系统的头部图8D）。推进已加载的DS 通过 将预塑形导丝经右心室流入道（RVIT）和右心室流出道（RVOT）送至无冠窦（NPV）位置（图8E，F，以及 图9A).
- 在透视引导下，于舒张末期将DS的外鞘管回撤，并缓慢、直接地在着陆区的NPV上方展开APV。图9A- C）。当加载的DS通过右心室流入道（RVIT）与右心室流出道（RVOT）交界处时，需谨慎操作，以避免心肌损伤和心室颤动。APV的最佳位置是将支架的中段置于NPV处。
- 部署后，小心地将DS的尖端缩回保护管中，并将DS从绵羊体内取出图9D）。重复 ICE（图6D- F），血管造影术（图7C- D），并对植入的APV的尺寸和功能进行血流动力学测量。使用预先放置的荷包缝线缝合颈部左侧切口，并手动按压。
8. 围植入期用药
- 植入前，给予绵羊肝素5000 IU，以维持活化凝血时间（ACT）在240-300秒之间。整个手术过程中使用ACT检测，并在手术开始后每30分钟重复一次ACT检测，以确认植入前肝素化充分，以及植入后肝素作用已被拮抗。
- 在APV植入前，给予10%硫酸镁（剂量为0.02 mol/L）和胺碘酮（剂量为3-5 mg/kg），以预防心律失常。
- 在心包切除术和植入手术开始时，静脉注射舒巴坦/氨苄西林（20 mg/kg），以预防感染和心内膜炎。
9. 术后管理
- 术后每天随访5天，观察绵羊的一般状况，包括心率和心律、呼吸深度、呼吸节律及呼吸音（用于检查术后肺炎）、疼痛迹象及其他异常情况。检查手术切口是否存在术后肿胀、炎症、发红、出血和分泌物。
- 术后继续抗凝治疗5天，每日皮下注射达肝素钠5000 IU或其他低分子肝素。术后5天内每日皮下注射美洛昔康1 mg/kg，用于镇痛。
- 进行实验室血液检测，包括血常规、肝功能、肾功能和血清生化检查，以评估绵羊的身体状况。
10. 随访
- 植入后每3至6个月进行一次经食管超声心动图（ICE）、心脏磁共振成像（cMRI）、血管造影，并记录血流动力学参数，持续随访至21个月。ICE和血管造影的操作步骤如上文所示。
- 使用3.0 T磁共振成像仪，采用标准心电图门控电影MRI方法进行cMRI检查，以评估反流分数（RF）21。进行最终的心脏计算机断层扫描（CT），以评估支架位置以及右心在整个心动周期中的形变情况，具体方法参见我们之前的研究22。
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结果
在绵羊J中，直径为30 mm的APV成功植入右心室流出道（RVOT）的“着陆区”。
在羊J中，全身麻醉并进行通气的情况下，经左侧前外侧小切口开胸术全程血流动力学保持稳定，随访期间的MRI和ICE检查结果也显示稳定（表1、表2 和 表3）。取9 cm × 9 cm大小的自体心包组织，修剪去除多余部分（图3A-C）。将自体心包置于3D塑形模具上，并在培养箱中使用无毒交联剂交联2天21小时（图3D）。
将镍钛合金支架安装在交联心包膜的外侧，使用5-0聚丙烯缝线以间断方式将支架与心脏瓣膜缝合在一起。然后将带支架的心脏瓣膜切开（图4A-H
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讨论
本研究在开发用于经导管肺动脉瓣置换术（TPVR）的活体肺动脉瓣方面迈出了重要一步。在成年绵羊模型中，该方法证实了利用绵羊自体心包组织构建的主动脉瓣（APV）可成功植入，并能与自扩张型 Nitinol 支架协同使用 通过 颈静脉插管。在 绵羊J中，利用自行设计的通用输送系统成功地将支架支撑的自体肺动脉瓣植入到正确的肺动脉位置。植入后，绵羊J的心脏瓣膜在长达21个月内表现出良好的功能，不仅为未来在未成熟绵羊中开展自体肺动脉瓣的临床前试验提供了安全且高效的临床前证据，也为向临床应用的转化奠定了基础。
经导管肺动脉瓣置换术-经导管主动脉瓣置换术 通过 成年绵羊模型中的颈静脉插管
由于绵羊在解剖结构和血流动力学方面与人类具有相似性，成年绵羊已成为众多评估生物瓣膜心脏瓣膜功能与性能研究中最常用且应用最广泛的大动物模型之一23,24<...
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披露
作者无任何需披露的经济利益冲突。
致谢
我们衷心感谢所有为本工作做出贡献的人，包括过去和现在的成员。本研究得到了德国联邦经济和能源部（EXIST - 研究转移项目，编号：03EFIBE103）资助。Yimeng Hao 得到了中国国家留学基金管理委员会（CSC：202008450028）的支持。
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材料
| 姓名 | 公司 | 目录编号 | 评论 |
|---|---|---|---|
| 10 % 镁 | Inresa Arzneimittel GmbH | PZN: 00091126 | 0.02 mol/L，10×10 ml |
| 10 Fr 超声导管 | 西门子医疗有限公司 | 货号 10043342RH | ACUSON AcuNav™ 超声导管 |
| 3D Slicer | Slicer | Slicer 4.13.0-2021-08-13 | 软件：3D Slicer 图像计算平台 |
| Adobe Illustrator | Adobe | Adobe Illustrator 2021 | 软件 |
| 胺碘酮 | 赛诺菲-安万特德国有限公司 | PZN: 4599382 | 3-5 mg/kg，150 mg/3 ml |
| Amplatz 超硬导丝 | COOK MEDICAL LLC，美国 | 参考部件编号：THSF-35-145-AUS | 0.035 英寸，145 厘米 |
| 麻醉设备平台 | 博士ägerwerk AG & Co. KGaA | 8621500 | 博士äger Atlan A350 |
| ARROW Berman 血管造影球囊导管 | Teleflex Medical Europe Ltd | 批号：16F16M0070 | 5Fr，80厘米（X） |
| 布托啡诺 | Richter Pharma AG | Vnr531943 | 0.4 mg/kg |
| C型臂 | BV Pulsera，飞利浦医疗，荷兰埃因霍温 | CAN/CSA-C22.2 NO.601.1-M90 | 医用电气设备 |
| 压接工具 | Edwards Lifesciences，美国加利福尼亚州尔湾市 | 9600CR | 压接器 |
| 计算机断层扫描 | 西门子医疗有限公司 | − | CT 平台 |
| 扩张器 | Edwards Lifesciences，美国加利福尼亚州尔湾市 | 9100DKSA | 14-22 Fr |
| 爱惜康缝线 | Ethicon | 批号：MKH259 | 4-0 单股单丝平滑缝线，不可吸收 |
| Ethicon 缝合线 | Ethicon | 批号：DEE274 | 3-0，45 厘米 |
| 快速导管止血穿刺鞘 | ST. JUDE MEDICAL Minnetonka MN | 批号：3458297 | 11 月 11 日 |
| 芬太尼 | 扬森制药有限公司 | DE/H/1047/001-002 | 0.01 mg/kg |
| Fragmin | 辉瑞制药有限公司，德国柏林 | PZN: 5746520 | 达肝素钠 5000 IU/天 |
| 功能筛选 | BV Pulsera，飞利浦医疗，荷兰埃因霍温 | 系统编号：44350921 | 医用电气设备 |
| 格隆溴铵 | Accord Healthcare B.V | PZN11649123 | 0.011 mg/kg |
| 导丝 M | 日本TERUMO公司 | REF*GA35183M | 0.89 mm，180 cm |
| Hemochron Celite ACT | 美国爱迪生国际技术动力公司 | NJ 08820-2419 | ACT |
| 肝素 | Merckle GmbH | PZN: 3190573 | 肝素钠 5,000 I.E./0,2 毫升 |
| 羟乙基淀粉（Haes-steril 10%） | Fresenius Kabi Deutschland GmbH | ATC 代码：B05A | 500 毫升，30 毫升/小时 |
| Imeron 400 MCT | Bracco Imaging | PZN00229978 | 2.0–2.5 ml/kg，对比剂 |
| 异氟烷 | CP-Pharma Handelsges. GmbH | ATCvet 代码：QN01AB06 | 250 毫升，最低肺泡浓度：1 % |
| 琼斯特瑞尔输注液ö孙 | Fresenius Kabi Deutschland GmbH | PZN: 541612 | 1000 ml |
| 氯胺酮 | Actavis Group PTC EHF | 货号 799-762 | 2–5 mg/kg/h |
| 美洛昔康 | 勃林格殷格翰动物保健有限公司 | M21020A-09 | 20 mg/mL，50 ml |
| 咪达唑仑 | Hameln pharma plus GMBH | MIDAZ50100 | 0.4 mg/kg |
| 磁共振成像 | 飞利浦医疗 | − | Ingenia Elition X，3.0T |
| 氯化钠（NaCl） | B. Braun Melsungen AG | PZN /EAN：04499344 / 4030539077361 | 0.9 %，500 ml |
| 猪尾导管 | Cordis，美国佛罗里达州迈阿密莱克斯 | 参考编号：533-534A | 5.2 组分 145 °，110 厘米 |
| 丙泊酚 | B. Braun Melsungen AG | PZN 11164495 | 20 mg/ml，1–2.5 mg/kg |
| 丙泊酚 | B. Braun Melsungen AG | PZN 11164443 | 10 mg/ml，2.5–8.0 mg/kg/h |
| 带注射端口的安全型静脉留置针 | B. Braun Melsungen AG | LOT: 20D03G8346 | 18 G 注射导管配注射端口 |
| 舒巴坦-氨苄西林 | Pfizer Pharma GmbH，德国柏林 | PZN: 4843132 | 3 g，2.000 mg/1.000 mg |
| 舒巴坦/氨苄西林 | 意大利G·洛伦齐尼生物化学有限公司 – 意大利阿普里利亚福西尼亚诺路2号 – 意大利 | ATC编码：J01CR01 | 20 mg/kg，2 g/1 g |
| 手术刀片 | Brinkmann Medical，Dr. Junghans Medical GmbH 旗下企业 | PZN: 354844 | 15 # |
| 手术刀片 | Brinkmann Medical，Dr. Junghans Medical GmbH 旗下企业 | PZN: 354844 | 11 # |
| 缝合 | Johnson &安普与约翰逊 | 生产商 货号 EH7284H | 5-0 聚丙烯 |
参考文献
- Bonhoeffer, P., et al. Percutaneous replacement of pulmonary valve in a right-ventricle to pulmonary-artery prosthetic conduit with valve dysfunction. Lancet. 356 (9239), 1403-1405 (2000).
- Georgiev, S., et al. Munich comparative study: Prospective long-term outcome of the transcatheter melody valve versus surgical pulmonary bioprosthesis with up to 12 years of follow-up. Circulation. Cardiovascualar Interventions. 13 (7), 008963(2020).
- Plessis, J., et al. Edwards SAPIEN transcatheter pulmonary valve implantation: Results from a French registry. JACC. Cardiovascular Interventions. 11 (19), 1909-1916 (2018).
- Bergersen, L., et al. Harmony feasibility trial: Acute and short-term outcomes with a self-expanding transcatheter pulmonary valve. JACC. Cardiovascular Interventions. 10 (17), 1763-1773 (2017).
- Cabalka, A. K., et al. Transcatheter pulmonary valve replacement using the melody valve for treatment of dysfunctional surgical bioprostheses: A multicenter study. The Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 155 (4), 1712-1724 (2018).
- Shahanavaz, S., et al. Transcatheter pulmonary valve replacement with the sapien prosthesis. Journal of the American College of Cardiology. 76 (24), 2847-2858 (2020).
- Motta, S. E., et al. Human cell-derived tissue-engineered heart valve with integrated Valsalva sinuses: towards native-like transcatheter pulmonary valve replacements. NPJ Regenerative Medicine. 4, 14(2019).
- Uiterwijk, M., Vis, A., de Brouwer, I., van Urk, D., Kluin, J. A systematic evaluation on reporting quality of modern studies on pulmonary heart valve implantation in large animals. Interactive Cardiovascular Thoracic Surgery. 31 (4), 437-445 (2020).
- Duran, C. M., Gallo, R., Kumar, N. Aortic valve replacement with autologous pericardium: surgical technique. Journal of Cardiac Surgery. 10 (1), 1-9 (1995).
- Sá, M., et al. Aortic valve neocuspidization with glutaraldehyde-treated autologous pericardium (Ozaki Procedure) - A promising surgical technique. Brazilian Journal of Cardiovascular Surgery. 34 (5), 610-614 (2019).
- Karamlou, T., Pettersson, G., Nigro, J. J. Commentary: A pediatric perspective on the Ozaki procedure. The Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 161 (5), 1582-1583 (2021).
- Mazine, A., et al. Ross procedure in adults for cardiologists and cardiac surgeons: JACC state-of-the-art review. Journal of the American College of Cardiology. 72 (22), 2761-2777 (2018).
- Kwak, J. G., et al. Long-term durability of bioprosthetic valves in pulmonary position: Pericardial versus porcine valves. The Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 160 (2), 476-484 (2020).
- Ou-Yang, W. B., et al. Multicenter comparison of percutaneous and surgical pulmonary valve replacement in large RVOT. The Annals of Thoracic Surgery. 110 (3), 980-987 (2020).
- Reimer, J., et al. Implantation of a tissue-engineered tubular heart valve in growing lambs. Annals of Biomedical Engineering. 45 (2), 439-451 (2017).
- Schmitt, B., et al. Percutaneous pulmonary valve replacement using completely tissue-engineered off-the-shelf heart valves: six-month in vivo functionality and matrix remodelling in sheep. EuroIntervention. 12 (1), 62-70 (2016).
- Whiteside, W., et al. The utility of intracardiac echocardiography following melody transcatheter pulmonary valve implantation. Pediatric Cardiology. 36 (8), 1754-1760 (2015).
- Lancellotti, P., et al. Recommendations for the echocardiographic assessment of native valvular regurgitation: an executive summary from the European Association of Cardiovascular Imaging. European Heart Journal. Cardiovascular Imaging. 14 (7), 611-644 (2013).
- Kuang, D., Lei, Y., Yang, L., Wang, Y. Preclinical study of a self-expanding pulmonary valve for the treatment of pulmonary valve disease. Regenerative Biomaterials. 7 (6), 609-618 (2020).
- Arboleda Salazar, R., et al. Anesthesia for percutaneous pulmonary valve implantation: A case series. Anesthesia and Analgesia. 127 (1), 39-45 (2018).
- Cho, S. K. S., et al. Feasibility of ventricular volumetry by cardiovascular MRI to assess cardiac function in the fetal sheep. The Journal of Physiology. 598 (13), 2557-2573 (2020).
- Sun, X., et al. Four-dimensional computed tomography-guided valve sizing for transcatheter pulmonary valve replacement. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (179), e63367(2022).
- Knirsch, W., et al. Establishing a pre-clinical growing animal model to test a tissue engineered valved pulmonary conduit. Journal of Thoracic Disease. 12 (3), 1070-1078 (2020).
- Zhang, X., et al. Tissue engineered transcatheter pulmonary valved stent implantation: current state and future prospect. International Journal of Molecular Sciences. 23 (2), 723(2022).
- Al Hussein, H., et al. Challenges in perioperative animal care for orthotopic implantation of tissue-engineered pulmonary valves in the ovine model. Tissue Engineering and Regenerative Medicine. 17 (6), 847-862 (2020).
- Emmert, M. Y., et al. Computational modeling guides tissue-engineered heart valve design for long-term in vivo performance in a translational sheep model. Science Translational Medicine. 10 (440), (2018).
- Schmidt, D., et al. Minimally-invasive implantation of living tissue engineered heart valves: . a comprehensive approach from autologous vascular cells to stem cells. Journal of the American College of Cardiology. 56 (6), 510-520 (2010).
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