需要JoVE订阅才能观看此内容。 请登录或开始免费试用

方法文章

利用血管套环的小鼠异位颈部心脏移植

2.7K 次观看

⸱

DOI：

10.3791/64089

⸱

2022年6月23日

 ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Surgery, Washington University School of Medicine, 2Department of Surgery, The University of Maryland, 3Department of Pathology & Immunology, Washington University School of Medicine, 4Department of Medicine, Washington University School of Medicine

本文内容

摘要

小鼠心脏移植模型是研究移植免疫学的重要研究工具。本方案详细介绍了小鼠异位颈部心脏移植技术，该技术涉及在受体的颈总动脉和供体的肺动脉干上放置套管，以实现层流血流。

摘要

小鼠心脏移植模型常用于研究缺血-再灌注损伤、移植后的固有免疫与适应性免疫反应，以及免疫调节治疗对移植物排斥反应的影响。小鼠异位颈部心脏移植技术最早于1991年通过缝合吻合方法建立，随后被改进为包括套管技术。该改进显著提高了手术成功率，此后已有多种进一步优化技术的报道。然而，由于移植物吻合操作技术难度较高，限制了该技术的广泛应用；操作中需精确控制套管的长度与口径，以避免血管吻合处发生扭转或过度张力，否则可能导致移植物损伤。本方案介绍了一种改良的小鼠异位颈部心脏移植技术，其特点是在受体的颈总动脉和供体的肺动脉上放置套管，并使其方向与血流方向一致。

引言

Abbott 等人于 1964 年首次发表了关于大鼠异位腹腔心脏移植的描述1。Ono 等人在 1969 年对该手术技术进行了改进和简化2。Corry 等人于 1973 年首次报道了小鼠异位腹腔心脏移植的方法；该方法与此前报道的大鼠模型类似，即将供体心脏移植至受体腹腔内，通过将供体肺动脉与受体下腔静脉进行端侧吻合、供体升主动脉与受体腹主动脉进行端侧吻合，实现再血管化3。Heron 于 1971 年描述了大鼠异位颈部心脏移植技术，使用由 16 G（外径 1.6 mm）静脉导管制成的聚四氟乙烯（Teflon）套管进行血管吻合4。Chen5 和 Matsuura 等人6 于 1991 年进一步报道了小鼠异位颈部心脏移植，其技术主要区别在于再吻合方法的不同。Chen 的方法采用缝合方式，将供体升主动脉与受体颈总动脉吻合，供体肺动脉与受体颈外静脉吻合5。由于这些显微外科缝合吻合技术对操作技能要求较高，需花费大量时间和经验积累才能达到较高的手术成功率。Matsuura 等人则描述了一种无需缝合的套管技术，类似于 Heron 所用方法，采用套管进行端对端吻合，套管置于血管外腔。他们使用 22 G（外径 0.8 mm）和 24 G（外径 0.67 mm）静脉导管分别制作聚四氟乙烯套管，并将其套在受体颈外静脉和颈总动脉上6。随后将这些套管插入供体肺动脉和主动脉内，并通过在连接处结扎缝线固定。该方法显著提高了手术成功率。更重要的是，该技术缩短了完成双侧颈部血管吻合所需的时间，使移植物的热缺血时间减少至采用腹腔缝合方法的三分之一以下。此外，由于套管位于血管外壁，血管腔内无异物暴露，从而大大降低了术后血栓形成的风险7。同时，套管技术在吻合部位为血管提供了支撑，无需缝合，从而降低了再血管化后出血的风险6。

该技术已有多种改进方法被提出。为了适应小鼠颈总动脉较短的长度（约5 mm），Tomita等人8开发了一种改良技术，采用更小的动脉套管（外径0.6 mm），并省略固定缝线，改用精细镊子直接将血管拉过套管。Wang等人进一步简化了该方法，将22 G和24 G的套管分别置于供体的右肺动脉和受体的右颈总动脉上9。已有多种文献报道了对这些方法的进一步改进，包括使用特制套管、显微外科夹、血管扩张器以及心脏停搏液等10,11,12。值得注意的是，所有这些方法均涉及血液经心脏的逆行循环，即血液从受体的颈总动脉流向供体的主动脉、冠状动脉、冠状窦，随后流入右心房，再从肺动脉流出，进入受体的颈外静脉。

与腹部移植相比，颈部心脏移植具有多项优势。如前所述，颈部暴露可实现更快的血管再通，缩短热缺血时间6。该方法创伤更小，且因无需开腹手术，术后恢复时间更短6。重要的是，可采用套管进行端对端吻合，而非端对侧吻合，从而降低吻合口出血等并发症的风险。而腹部手术途径则可能增加腹主动脉或下腔静脉血栓形成的风险，进而导致脊髓缺血和后肢瘫痪。移植心脏位于颈部表浅位置，便于通过触诊、心电图以及有创或无创影像学手段评估移植物的存活状态。尽管颈部移植物在再灌注后可恢复自主心跳，但其对受体的收缩压和舒张压参数影响较小。该模型为研究移植后的细胞反应（如缺血-再灌注损伤和移植物排斥反应）提供了重要视角。此外，该模型还非常适合进行移植后影像学观察，例如活体双光子显微成像或正电子发射断层扫描（PET）成像。为此，本实验室此前已报道了在小鼠体内对运动组织和器官进行成像的方法，包括异位颈部移植后跳动的小鼠心脏和主动脉弓移植物，分别用于观察缺血-再灌注损伤过程中的白细胞迁移以及动脉粥样硬化斑块内的细胞行为 13,14,15。此外，由于其位置表浅且易于暴露，该模型也适用于心脏再移植研究16。

本报告描述了一种技术，该技术通过在血流起始血管上外部放置血管套管，实现层流血流。这种方法可使血流从一个血管平稳过渡到下一个血管，避免远端血管边缘暴露于血管腔内。此外，该技术采用较大的20 G套管，取代以往使用的22 G套管，用于供体肺动脉，以确保足够的血流回流至受体。

访问受限。请登录或开始试用以查看此内容。

方案

所有动物操作程序均遵循美国国立卫生研究院（NIH）《实验动物的护理和使用指南》的规定，并经华盛顿大学医学院动物研究委员会批准。将来自C57BL/6（B6）和BALB/c小鼠（体重20–25 g）的心脏移植至同性别、6–8周龄的B6受体小鼠体内。实验所用小鼠购自商业来源（见材料表）。通过同基因型移植评估与缺血-再灌注损伤相关的细胞反应，通过异基因型移植研究移植物耐受与排斥相关的免疫机制。在部分实验中，使用B6溶菌酶M-绿色荧光蛋白（LysM-GFP）报告小鼠17作为受体，以观察中性粒细胞向心脏移植物的浸润情况；该品系小鼠最初由加利福尼亚州拉霍亚过敏与免疫学研究所Klaus Ley提供，随后在本实验室内繁育。手术操作均在无菌条件下进行。 

1. 供体操作步骤

  1. 通过腹腔注射向供体小鼠注射氯胺酮（80−100 mg/kg）和赛拉嗪（8−10 mg/kg）（参见材料表）以麻醉小鼠。通过脚趾和尾部夹捏反应确认手术麻醉深度。
  2. 使用电动剃须刀剃除胸部和腹部的毛发，准备手术区域。
  3. 通过阴茎静脉（雄性）或颈外静脉（雄性或雌性）静脉注射100单位肝素（参见材料表）。
  4. 将小鼠仰卧位放置，前肢上举过头，用手术胶带固定四肢，并使用0.75%碘溶液和70%乙醇交替擦拭三次进行皮肤消毒。
  5. 从脐部至胸骨角（3-4 cm）行正中腹胸切口，随后沿两侧肋缘行双侧胸廓切开术（每侧2 cm）。将前胸壁翻折至颈部，充分暴露纵隔。
  6. 切除胸腺，暴露胸腔内下腔静脉。
  7. 横断腹主动脉以进行放血。
  8. 进行逆行灌注：如先前所述13，将1.5 mL 4 °C生理盐水经胸腔内下腔静脉注入，针头方向朝上指向移植物。
  9. 使用8-0丝线结扎上腔静脉，并在其远端切断。
  10. 再次通过下腔静脉注入1.5 mL 4 °C生理盐水，重复逆行灌注。
  11. 使用8-0丝线结扎下腔静脉，并在其远端切断。
  12. 游离主动脉弓和肺动脉干以便获取移植物，并在远端切断两者。在心脏后表面使用6-0丝线结扎肺静脉，并在远端切断。
  13. 取出供体心脏进行移植物制备：将切除的心脏从胸腔中取出，放入盛有4 °C肝素化生理盐水的塑料容器中浸泡1-2分钟。将移植物转移至装有冰块的无菌塑料烧瓶上，准备套管安装（图1A）。
    注：心脏移植物需在烧瓶上保持约5分钟，以便安装供体肺动脉套管。
  14. 将一段长1 mm的20 G血管导管（参见材料表）作为套管置于肺动脉上作为供体套管。使用精细镊子轻轻将动脉边缘向后翻折覆盖在套管上。使用10-0尼龙线将翻折的血管固定于套管上，方法如前所述18（图1B、C）。
  15. 将供体心脏储存在4 °C的肝素化生理盐水或其他保存液中。
    注：尽管某些研究者可能倾向于使用特定保存液（例如威斯康星大学溶液）进行长时间缺血保存，但其成本较高19。生理盐水在短时间缺血（<1 h）下可能是合适的替代方案20。最终，保存液的选择取决于实验设计21。

2. 受体操作步骤

  1. 将氯胺酮（80−100 mg/kg）和赛拉嗪（8−10 mg/kg）经腹腔注射至受体小鼠以进行麻醉。皮下注射缓释布托啡诺（0.5-1.0 mg/kg）以提供镇痛。通过脚趾和尾部夹捏反应确认手术麻醉深度。
  2. 使用电动剃刀剃除颈部区域的毛发，准备手术区域。在眼睛上涂抹无菌非药物性眼膏，以防止角膜干燥。
  3. 将动物置于仰卧位，前肢紧贴身体两侧，头部轻微向左偏转。用手术胶带固定前肢和后肢。使用0.75%碘溶液和70%乙醇交替擦拭三次，对皮肤进行消毒。
  4. 从下颌骨下缘至胸骨做一正中颈部切口。
  5. 横断右侧胸锁乳突肌。切除下颌下腺的右叶，为移植物植入创造空间。
  6. 使用6-0丝线在近端颈外静脉上打一滑结。使用8-0丝线结扎远端颈外静脉及其邻近分支。在颈外静脉前壁做一横向切口。
  7. 将一根10-0尼龙缝线穿过近端颈外静脉边缘及下方组织，以在套管插入期间固定静脉（图1D）。
  8. 在颈动脉分叉稍下方，使用8-0丝线结扎右侧远端颈总动脉。使用6-0丝线在近端颈总动脉上打一滑结。在两缝线之间远端横断该动脉。
  9. 与供体套管类似，将一段长0.6 mm的24 G血管导管套管套在受体右侧颈总动脉上。使用精细镊子轻轻将动脉边缘向后翻折覆盖在套管上。使用10-0尼龙线将翻折的血管固定在套管上。
  10. 将供体心脏置于右侧颈部区域上方。
  11. 在移植过程中每隔几分钟向心脏移植物滴加冷生理盐水。
  12. 将一根10-0尼龙缝线穿过供体主动脉边缘及下方浅层组织，以固定移植物位置（图1E）。
  13. 用0.5 mL的0.9%肝素化生理盐水冲洗供体主动脉。
  14. 将受体颈总动脉套管插入供体主动脉内。使用8-0丝线固定吻合口（图1F）。移除主动脉固定缝线。
  15. 通过向受体颈外静脉注入0.5 mL的0.9%肝素化生理盐水，排出颈外静脉内的空气。
  16. 通过将供体肺动脉套管插入受体颈外静脉完成肺动脉吻合，并用8-0丝线固定（图1G）。移除颈外静脉固定缝线，并横断剩余的颈外静脉后壁，使移植物与下方组织分离。确保移植物方向正确，吻合口无扭曲或成角。
  17. 依次松开受体颈外静脉和颈总动脉上的滑结，以启动心脏移植物的再灌注（图1H）。
  18. 使用间断的6-0尼龙缝线关闭颈部皮肤切口。

3. 术后护理

  1. 手术后立即将受体动物放入温暖的恢复室中，并密切监测直至完全从麻醉中恢复（约1小时）。
  2. 术后至少72小时内，每6-8小时密切观察动物一次，注意是否有异常行为，如嗜睡、颤抖、呼吸急促或厌食等表现。
  3. 为控制疼痛，除在手术结束时开始每8-12小时皮下注射布托啡诺（0.05 mg/kg）持续24-48小时外，还需每8-12小时皮下注射卡洛芬（5 mg/kg）以提供镇痛作用。

4. 心脏移植物中白细胞迁移的活体双光子成像

  1. 在移植器官再灌注2小时后，向B6 LysM-GFP受体小鼠腹腔注射氯胺酮（80-100 mg/kg）和赛拉嗪（8-10 mg/kg）以进行麻醉17。
  2. 使用20 G套管针进行经口气管插管，操作方法如前所述18。
  3. 将套管针连接至小鼠机械呼吸机的管路，以每分钟120次呼吸频率、0.5 mL潮气量的空气进行通气18。
  4. 静脉注射12 µL 655 nm非靶向量子点（见材料表），该量子点悬浮于50 µL PBS中，操作如前所述13。
  5. 重新打开颈部切口以暴露心脏移植物，并将小鼠置于稳定腔内。
  6. 使用组织粘合剂（见材料表）将左心室游离壁的一部分固定于连接在上腔板的玻璃盖玻片上，粘合剂呈细环状涂抹。
  7. 将腔体置于双光子显微镜物镜下，以获取图像和视频，操作方法如前所述13。

访问受限。请登录或开始试用以查看此内容。

结果

本研究中采用的小鼠颈部异位心脏移植模型已在我们的实验室中完成了超过1,000例移植手术，存活率约为97%。该成功率略高于以往使用其他小鼠颈部异位心脏移植技术的报道10,11,20。这一优势可能归因于在供体肺动脉上使用了较大的20 G套管，以确保充足的血液回流至受体（图1B、C）。此外，当前技术中血流方向与套管放置位置的对齐设计，最大限度地降低了血栓形成和吻合口湍流的风险（图1、2）。尽管磁共振成像（MRI）或超声可用于评估移植物灌注的湍流情况22,23，但我们在实验中尚未应用这些技术。对于经验丰富的显微外科医生而言，采用该技术的术中死亡极为罕见。术后死...

访问受限。请登录或开始试用以查看此内容。

讨论

利用该技术，经验丰富的显微外科医生可在不到40分钟内完成小鼠异位颈部心脏移植，初级显微外科医生约需60分钟。尽管颈部心脏移植已在多种动物模型中开展研究，但由于小鼠具有多种明确的遗传品系、可进行基因改造，以及存在大量试剂（包括单克隆抗体）等优势，小鼠模型仍是金标准24。本文所述技术为移植后的监测提供了独特机会，例如心电图检测或活体成像，包括双光子显微镜（图3）或系列非侵入性PET成像13,14,15,25。该方法将心脏移植物置于浅表位置，更易于在活体成像过程中保持稳定，从而避免了腹腔移植方法因移植物位置较深及周围腹腔器官干扰所带来的复杂性。此外，该技术在再移植研究中尤为有用。再移植模型是识别移植心脏移植物中介导同种免疫反应的定居细胞的有力工具。我们此前已在小鼠心脏再移植模型中应用...

访问受限。请登录或开始试用以查看此内容。

披露

作者无任何利益冲突需要披露。

致谢

DK 受美国国立卫生研究院资助，项目编号为 1P01AI116501、R01HL094601、R01HL151078，美国退伍军人事务部杰出研究资助项目编号 1I01BX002730，以及巴恩斯-犹太医院基金会资助。

访问受限。请登录或开始试用以查看此内容。

材料

本文使用的材料清单
姓名公司目录编号评论
6-0 编织丝线结扎线Henry Schein Inc7718729
0.75% 聚维酮碘擦洗液Priority Care IncNDC 57319-327-0
10-0 尼龙缝合线Surgical Specialties CorporationAK-0106
655 nm 非靶向量子点InvitrogenQ21021MP
70% 乙醇Pharmco Products Inc111000140
8-0 编织丝线结扎线Henry Schein Inc1005597
Adson 镊子Fine Science Tools Inc91127-12
BALB/c 和 C57BL/6 小鼠（6–8 周龄）Jackson Laboratories
双极电凝器Valleylab IncSurgII-20, E6008/E6008B
卡洛芬（Rimadyl）注射液Transpharm35844
卡洛芬（Rimadyl）口服咀嚼片Transpharm38995/37919
定制双光子显微镜，运行 ImageWarp 采集软件A&B Software
Dumont no. 5 镊子Fine Science Tools Inc11251-20
精细 Vannas 弹簧剪Fine Science Tools Inc15000-03
GraphPad Prism 5.0Sun Microsystems Inc.
Halsey 缝合针持Fine Science Tools Inc91201-13
Halsted-Mosquito 弯头止血钳Fine Science Tools Inc91309-12
Harvard Apparatus 小鼠呼吸机型号 687Harvard ApparatusMA1 55-0001
肝素溶液（100 U/mL）Abraxis Pharmaceutical Products504031
ImarisBitplane
氯胺酮（50 mg/kg）Wyeth206205-01
显微镜—Leica Wild M651 × 6–40 放大倍数Leica Microsystems
Moria 超细弹簧剪Fine Science Tools Inc15396-00
Ohio 异氟烷蒸发器Parkland ScientificV3000i
量子点（Qdots）ThermoFisher1604036
S&T SuperGrip 镊子，弯头尖端Fine Science Tools Inc00649-11
S&T SuperGrip 镊子，直头尖端Fine Science Tools Inc00632-11
无菌生理盐水（0.9% (wt/vol) 氯化钠）Hospira IncNDC 0409-4888-20
无菌棉签（锥形迷你棉头 3 英寸涂抹棒）Puritan Medical Company LLC823-WC
Surflow 20 号 1/4 英寸特氟龙血管导管Terumo Medical CorporationSR-OX2032CA
Surflow 24 号 3/4 英寸特氟龙血管导管Terumo Medical CorporationR-OX2419CA
ThermoCare 小动物 ICU 系统（恢复设置：3 L/min O2，80 °C，40% 湿度）Thermocare Inc
VetBondSanta Cruz Biotechnology SC361931NC0846393
赛拉嗪（10 mg/kg）Lloyd Laboratories139-236

参考文献

  1. Abbott, C. P., Lindsey, E. S., Creech, O., Dewitt, C. W. A technique for heart transplantation in the rat. The Archives of Surgery. 89, 645-652 (1964).
  2. Ono, K., Lindsey, E. S. Improved technique of heart transplantation in rats. The Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 57 (2), 225-229 (1969).
  3. Corry, R. J., Winn, H. J., Russell, P. S. Heart transplantation in congenic strains of mice. Transplantation Proceedings. 5 (1), 733-735 (1973).
  4. Heron, I. A technique for accessory cervical heart transplantation in rabbits and rats. Acta Pathologica Microbiologica Scandinavica Section A Pathology. 79 (4), 366-372 (1971).
  5. Chen, Z. H. A technique of cervical heterotopic heart transplantation in mice. Transplantation. 52 (6), 1099-1101 (1991).
  6. Matsuura, A., Abe, T., Yasuura, K. Simplified mouse cervical heart transplantation using a cuff technique. Transplantation. 51 (4), 896-898 (1991).
  7. Yu, Y., et al. Cuff anastomosis of both renal artery and vein to minimize thrombosis: a novel method of kidney transplantation in mice. Journal of Investigative Surgery. 35 (1), 56-60 (2022).
  8. Tomita, Y., et al. Improved technique of heterotopic cervical heart transplantation in mice. Transplantation. 64 (11), 1598-1601 (1997).
  9. Wang, Q., Liu, Y., Li, X. K. Simplified technique for heterotopic vascularized cervical heart transplantation in mice. Microsurgery. 25 (1), 76-79 (2005).
  10. Oberhuber, R., et al. Murine cervical heart transplantation model using a modified cuff technique. Journal of Visualized Experiments. (92), e50753(2014).
  11. Ratschiller, T., et al. Heterotopic cervical heart transplantation in mice. Journal of Visualized Experiments. (102), e52907(2015).
  12. Mao, X., Xian, P., You, H., Huang, G., Li, J. A modified cuff technique for mouse cervical heterotopic heart transplantation model. Journal of Visualized Experiments. (180), e63504(2022).
  13. Li, W., et al. Intravital 2-photon imaging of leukocyte trafficking in beating heart. Journal of Clinical Investigation. 122 (7), 2499-2508 (2012).
  14. Kreisel, D., et al. In vivo two-photon imaging reveals monocyte-dependent neutrophil extravasation during pulmonary inflammation. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 107 (42), 18073-18078 (2010).
  15. Li, W., et al. Visualization of monocytic cells in regressing atherosclerotic plaques by intravital 2-photon and positron emission tomography-based imaging-brief report. Arteriosclerosis, Thrombosis, and Vascular Biology. 38 (5), 1030-1036 (2018).
  16. Li, W., et al. Lung transplant acceptance is facilitated by early events in the graft and is associated with lymphoid neogenesis. Mucosal Immunology. 5 (5), 544-554 (2012).
  17. Faust, N., Varas, F., Kelly, L. M., Heck, S., Graf, T. Insertion of enhanced green fluorescent protein into the lysozyme gene creates mice with green fluorescent granulocytes and macrophages. Blood. 96 (2), 719-726 (2000).
  18. Krupnick, A. S., et al. Orthotopic mouse lung transplantation as experimental methodology to study transplant and tumor biology. Nature Protocols. 4 (1), 86-93 (2009).
  19. Westhofen, S., et al. The heterotopic heart transplantation in mice as a small animal model to study mechanical unloading - Establishment of the procedure, perioperative management and postoperative scoring. PLoS One. 14 (4), 0214513(2019).
  20. Ma, Y., et al. Optimization of the cuff technique for murine heart transplantation. Journal of Visualized Experiments. (160), e61103(2020).
  21. Latchana, N., Peck, J. R., Whitson, B., Black, S. M. Preservation solutions for cardiac and pulmonary donor grafts: a review of the current literature. Journal of Thoracic Disease. 6 (8), 1143-1149 (2014).
  22. Hartley, C. J., et al. Doppler velocity measurements from large and small arteries of mice. American Journal of Physiology - Heart and Circulatory Physiology. 301 (2), 269-278 (2011).
  23. Bovenkamp, P. R., et al. Velocity mapping of the aortic flow at 9.4 T in healthy mice and mice with induced heart failure using time-resolved three-dimensional phase-contrast MRI (4D PC MRI). MAGMA. 28 (4), 315-327 (2015).
  24. Wang, H. Small animal models of xenotransplantation. Methods in Molecular Biology. 885, 125-153 (2012).
  25. Martins, P. N. Assessment of graft function in rodent models of heart transplantation. Microsurgery. 28 (7), 565-570 (2008).

访问受限。请登录或开始试用以查看此内容。

重印与许可

标签

利用血管套环的小鼠异位颈部心脏移植
联系我们
向图书馆推荐

隐私

使用条款

政策

版权所有 © 2026 MyJoVE Corporation。保留所有权利。