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方法文章

小鼠脉络丛的显微解剖与整体封片扫描电镜可视化

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DOI：

10.3791/64733

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2022年12月16日

 ,  ,  ,  ,  , 
1VIB Center for Inflammation Research, VIB, 2Department of Biomedical Molecular Biology, Ghent University

* These authors contributed equally

本文内容

摘要

脉络丛（CP）是神经科学中一个研究尚不充分的组织，在中枢神经系统的健康与疾病中发挥着关键作用。本方案描述了一种用于分离脉络丛的显微解剖技术，并介绍了利用扫描电子显微镜获取其细胞结构整体图像的方法。

摘要

脉络丛（choroid plexus, CP）是一种高度血管化的结构，突入脑室内部，是神经科学领域研究最为不足的组织之一。随着越来越多的研究表明这一微小结构在中枢神经系统（central nervous system, CNS）健康与疾病中发挥着关键作用，以允许后续功能性和结构性分析的方式，从脑室中精确分离脉络丛变得尤为重要。本文介绍了一种无需特殊工具或设备即可分离小鼠侧脑室和第四脑室脉络丛的方法。该分离技术能够保持脉络丛内细胞的活性、功能及结构完整性。由于其高度血管化的特性，在体视显微镜下可观察到脉络丛漂浮于脑室腔内。然而，后续分析所需的经心脏灌注可能会影响脉络丛组织的识别。根据后续处理步骤（如RNA和蛋白质分析），可通过可视化手段解决此问题。 通过 用溴酚蓝进行心脏灌注。分离后，脉络丛（CP）可采用多种技术进行处理，包括RNA、蛋白质或单细胞分析，以进一步理解这一特殊脑结构的功能。此处采用扫描电子显微镜（SEM）对完整脉络丛组织进行观察，以获得其结构的整体视图。

引言

紧密的屏障将中枢神经系统（CNS）与外周系统分隔开来，其中包括血脑屏障（BBB）和血-脑脊液屏障（blood-cerebrospinal fluid barrier, blood-CSF barrier）。这些屏障可保护中枢神经系统免受外界有害因素的侵袭，并维持其内部微环境的稳定与可控1,2,3。尽管血脑屏障长期以来已被广泛研究，但位于脉络丛（choroid plexus, CP）的血-脑脊液屏障在近十年才逐渐引起越来越多的研究关注。该屏障分布于脑室系统的四个脑室内（图1A、B），其结构特征为单层脉络丛上皮（choroid plexus epithelial, CPE）细胞包裹着中央间质，其间含有通透性较高的毛细血管、成纤维细胞以及淋巴细胞和髓系细胞群体（图1C）4,5,6。CPE细胞通过紧密连接牢固相连，从而防止来自下方有孔毛细血管的物质渗漏进入脑脊液（CSF）和脑组织。此外，物质在CPE细胞间的跨膜转运受到多种内向与外向转运系统的调控，这些系统控制着有益物质（如营养物质和激素）从血液向脑脊液的输入，以及有害物质（如代谢废物、过量神经递质）向血液方向的排出1,6。为了实现其主动转运功能，CPE细胞的胞质中含有大量线粒体7。此外，脉络丛是脑脊液的主要生成部位，并因其内部存在常驻的炎症细胞而发挥着大脑“守门人”的作用1。由于其独特的解剖位置介于血液与脑组织之间，脉络丛也处于执行免疫监视功能的理想位置8。

脉络丛示意图；脑室及脑脊液生成，标注结构示意图。
图1：脉络丛（CP）位置与组成的示意图。（A,B）CP组织位于（A）人和（B）小鼠大脑的两个侧脑室、第三脑室以及第四脑室中。（C）CP组织由单层紧密连接的立方形脉络丛上皮（CPE）细胞构成，这些细胞包绕着有孔毛细血管、疏松结缔组织以及淋巴细胞和髓系细胞，共同形成血-脑脊液屏障（改编并修改自参考文献23）。图由Biorender.com制作。请点击此处查看该图的放大版本。

近十年来，越来越多的证据（包括我们研究团队发表的多项研究报告）表明，脉络丛（choroid plexus, CP）在健康与疾病中均发挥着核心作用9,10,11,12,13,14,15,16,17,18。例如，已知衰老的血液-脑脊液屏障在细胞核、微绒毛以及基底膜等结构上均出现形态学改变1,19。此外，在阿尔茨海默病背景下，该屏障的整体完整性受到破坏，且上述与年龄相关的改变似乎更加显著1,8,20。除了形态学变化外，脉络丛的转录组、蛋白质组和分泌组在疾病状态下也发生改变12,21,22,23。因此，深入理解脉络丛的功能对于阐明其在神经系统疾病中的作用，并可能开发新的治疗策略至关重要。

一种精确地从脑室中高效显微解剖脉络丛（CP）的方法，是开展对该微小脑结构进行恰当研究的首要关键步骤。由于其高度血管化的特性（图2B），可使用双目显微镜识别脑室腔内漂浮的脉络丛。然而，后续分析通常需要进行经心灌注，这会增加脉络丛组织的准确识别与分离的难度（图2C）。如果后续处理步骤允许（例如，在进行RNA和蛋白质分析时），可对CP进行可视化。 通过 经心灌注溴酚蓝图 2A）。已有若干出版物描述了从大鼠中分离CP的方法24 和小鼠幼崽的大脑25在此描述了一种显微解剖分离技术，用于从成年小鼠中分离脉络丛（choroid plexus, CP）。重要的是，该分离技术能够保持脉络丛内细胞的活性、功能和结构完整性。本文所述方法适用于分离悬浮于第四脑室和侧脑室中的脉络丛。简而言之，对小鼠实施终末麻醉，必要时进行经心脏灌注。但需注意，灌注可能损伤脉络丛内细胞的结构。因此，若样本将用于透射电子显微镜（TEM）、连续块面扫描电子显微镜（SBF-SEM）或聚焦离子束扫描电子显微镜（FIB-SEM）分析，则不应进行灌注。随后，取出完整脑组织，并使用镊子沿矢状面将脑组织一分为二。在此基础上，可识别并解剖侧脑室中悬浮的脉络丛，而第四脑室的脉络丛则从脑组织的小脑侧进行分离。

灌流对小鼠脑室的影响；溴酚蓝、PBS/肝素、无灌流示意图。
图 2：经 (A,D) 溴酚蓝灌流、(B,E) 无灌流以及 (C,F) PBS/肝素灌流后，(A-C) 第四脑室和 (D-F) 侧脑室脉络丛（CP）的可视化结果。 图像使用体视显微镜（8x-32x 放大倍数）拍摄。请点击此处查看该图的高清版本。

一旦将脉络丛从脑室中正确分离出来，便可应用一系列技术以进一步理解该结构的功能。例如，可进行流式细胞术或单细胞RNA测序，以在特定疾病条件下定量分析浸润性炎性细胞并进行表型鉴定。26,27除了细胞组成外，还可分析脉络丛的分子组成，以评估其中细胞因子和趋化因子的存在情况。 通过 酶联免疫吸附测定（ELISA）、免疫印迹或利用细胞因子微球阵列同时分析多种细胞因子28此外，可对显微切割获得的脉络丛组织进行转录组、血管、免疫细胞组织学以及分泌组分析。29在此，采用整体封片的脉络丛（CP）进行扫描电子显微镜（SEM）观察，以获得CP结构的总体视图。SEM利用聚焦的电子束扫描样品表面，从而生成反映表面形貌与成分的图像。由于电子的波长远小于光波，SEM的分辨率可达纳米级，优于光学显微镜。因此，可开展亚细胞水平的形态学研究。 通过 SEM。简言之，解剖获得的CP组织立即转移至含戊二醛的固定液中固定过夜，随后进行锇酸处理及醋酸铀染色。样品再经天冬氨酸铅染色、脱水，最终包埋用于成像。

因此，本方案可实现从小鼠脑室中高效分离脉络丛，所得样本可进一步采用多种下游技术进行分析，以研究其结构与功能。

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方案

本研究中描述的所有动物实验均依照国家法规（比利时法律14/08/1986和22/12/2003，比利时皇家法令06/04/2010）以及欧洲立法（欧盟指令2010/63/EU，86/609/EEC）进行。所有小鼠实验及动物实验方案均经根特大学伦理委员会批准（许可编号LA1400091和EC 2017-026）。

1. 准备

  1. 麻醉剂：准备用于安乐死的麻醉剂。例如，可配制戊巴比妥钠（≥100 mg/kg）的磷酸盐缓冲液（PBS）溶液。
  2. 经心灌注液：每只小鼠准备 10 mL 磷酸盐缓冲液/肝素（含 0.2% 肝素）溶液，并添加 0.5% 溴酚蓝。
    ​注意：如果后续处理步骤允许（例如进行RNA和蛋白质分析时），可以观察到脉络丛（CP） 通过 用溴酚蓝进行心脏灌注。如果溴酚蓝与后续处理步骤（如成像）不兼容，则使用PBS/肝素进行灌注。
  3. 准备扫描电镜分析所需的溶液。
    1. 配制 0.1 M Na-卡可基酸缓冲液（pH 7.4）。用 0.1 M Na-卡可基酸缓冲液配制含 2% 多聚甲醛和 2.5% 戊二醛的溶液。每份样品配制 20 mL 该溶液。
    2. 在0.1 M Na-卡可基酸盐缓冲液中配制2%四氧化锇（每份样品5 mL）。
    3. 配制50%、70%、85%和100%的EtOH溶液。每个样品各准备5 mL上述EtOH溶液。

2. 从侧脑室和第四脑室中显微解剖脉络丛

注意：本研究使用了9周龄的雌性C57BL/6小鼠。然而，所述的分离技术与成年小鼠的品系、性别和年龄无关。

  1. 分离小鼠脑组织。
    1. 腹腔内注射致死剂量的短效巴比妥类药物（>100 mg/kg，于步骤1.1中配制）通过26G针头对小鼠进行终末麻醉。使用镊子夹住小鼠后肢足掌，检查其足部反射。
    2. 当无足底反射时，将深度麻醉的动物置于仰卧位，并用针固定四肢于板上以固定小鼠。
      注意：如果小鼠无需进行经心脏灌注，可根据下游分析方法（例如扫描电镜成像）直接进行步骤2.1.7。然而，若需通过灌注去除血液细胞或其他血液成分，则可观察到脉络丛呈现为脑室中漂浮的蓝色结构 通过 用溴酚蓝灌注。
    3. 用70%乙醇喷洒消毒胸部。在手术区域周围铺无菌洞巾。使用碳钢手术刀片在膈肌下方约4 cm处做一切口（参见 材料表).
    4. 使用手术剪刀切开皮肤并暴露胸腔。完全切开膈肌。
    5. 分离胸腔以暴露肺脏和跳动的心脏。
    6. 以灌注泵以每分钟4.5 mL的速度，用10 mL灌注液对小鼠进行心脏灌注，（参见 材料表灌注过程将持续约2分钟。将26G针头插入左心室，以将溶液泵入体循环系统。同时，用手术剪在右心房剪开一个小口，以便血液流出循环系统。
      注意：建议使用灌注泵而非手动灌注液体，因为灌注泵能够以精确编程的速率输送液体，确保灌注产生的剪切力不会过强。过强的剪切力会损害脉络丛（CP）内细胞的活性和结构。此外，此处推荐的灌注流速适用于7周龄及以上的成年小鼠。若使用更年轻的小鼠，应采用较低的流速。同时， важно用吸水纸吸除从右心房流出的血液，以保持手术区域清洁。
    7. 处死小鼠并断头。
      注意：切割头部时应尽可能靠近肩部，以保留脑部结构。若切割位置过高，可能会损伤小脑。
    8. 断头后，从两耳之间向眼睛上方做切口，切开头皮。将皮肤向两侧拉开以暴露颅骨。随后沿鳞状缝切开颅骨，向鼻部方向延伸。
      注意：轻柔地去除颅骨以保持脑组织的完整性非常重要。
    9. 将脑组织置于冰冷的培养皿中，并在脑组织上加入1 mL冰冷的1×PBS。
      注意：无需包被培养皿。
  2. 分离位于第四脑室中漂浮的脉络丛。
    1. 用手术刀小心地将小脑与大脑分离。大脑是脑部最大的部分，而小脑是位于脑后部的较小结构。如有必要，从小脑上清除残留的脑干组织。
    2. 将脑组织旋转，使切面朝上。确保第四脑室腔现在位于切片中央，脉络丛（CP）漂浮在背侧位置。如有必要，可用尖头镊子轻轻拉开结缔组织，稍微打开脑室，以便更清楚地观察并更容易接触到脉络丛（CP）。
    3. 使用微型尖头镊子轻轻将CP从心室壁上撕下。
      注意：此步骤中仅需接触并取出CP，以免周围组织污染样本。按照步骤2.2.2所述打开脑室将有助于完成步骤2.2.3。
  3. 分离从侧脑室突出的脉络丛。
    1. 使用微型尖头镊子将脑组织沿矢状面切分为两个半球。
    2. 将脑组织旋转，使切面朝上。为暴露侧脑室，轻轻将皮层从丘脑处分离。
    3. 将海马回向正中矢状切线回缩。此时侧脑室可见，脉络丛位于脑室底部。如有必要，可用尖头镊轻轻拉开结缔组织，稍扩大脑室，以便更清楚地观察并更容易接触到脉络丛。
    4. 使用微型尖头镊子轻轻将脉络丛从心室壁上撕下。
      ​注意：此步骤中仅需触碰并取出脉络丛（CP），以避免周围组织污染样本。按步骤2.3.4所述打开脑室将有助于完成步骤2.3.5。此步骤需格外小心，尽可能保持脉络丛结构完整。操作时从头侧向尾侧方向牵拉脉络丛最为方便。

3. 利用扫描电子显微镜（SEM）对脉络丛组织进行形态学分析

警告：以下处理步骤中使用了有毒溶液。建议在通风橱内进行样品制备。

  1. 按照下述方法进行扫描电镜样品制备。
    1. 将新鲜分离的CP转移至新配制的固定液中，固定液含2%多聚甲醛和2.5%戊二醛，溶于0.1 M Na-卡可基酸缓冲液（pH 7.4）。4 °C下孵育过夜。
      注意：由于脉络丛组织非常脆弱且薄，应将其置于小型标本篮中（参见 材料表) 在缓冲液之间转移。通过这种方法，组织的结构将得到更好的保存。使用基于卡考基酸盐（cacodylate）的固定剂而非基于磷酸盐缓冲液（PBS）的固定剂，因为卡考基酸盐缓冲液具有较强的缓冲能力，可中和电镜固定剂中戊二醛的低pH值。
    2. 用 3–5 mL 0.1 M Na-卡考迪酸缓冲液（pH 7.4）洗涤样品，每次 5 分钟，共洗涤 3 次。
    3. 在0.1 M Na-卡可基酸缓冲液中加入3-5 mL的2%四氧化锇，将样品后固定30分钟。用3-5 mL超纯水洗涤样品，每次5分钟，共洗涤3次。
    4. 在一系列冰冻的、浓度递增的乙醇溶液（50%、70%、85%、100%）中依次脱水，每种乙醇溶液处理15分钟。使用临界点干燥仪对样品进行彻底的临界点干燥。
      注意：从液相转变为气相会影响表面张力，导致表面结构受损。临界点干燥步骤可有效保持表面结构。
    5. 将样品小心地放置在配有碳贴片的样品台（见 材料表).
    6. 用一层薄铂（2-5 nm）包覆样品。具体操作为：将铂源安装在真空系统中两个高电流电极之间，加热至铂的蒸发温度，使铂以细流形式沉积在样品表面。
      注意：此步骤的更详细方案见参考文献30除了铂之外，也可以使用金或金/钯。
  2. 使用 SEM 观察 CP 样品（参见 材料表）。CP组织的可视化步骤 通过 SEM 与其他类型组织的 SEM 相似，具体结果取决于所使用的软件和仪器。参考文献中提供了配有视频的逐步 SEM 操作方案。31 或参考30.

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结果

所述方案可高效分离小鼠脑外侧的脉络丛（CP）图 2A-C）和第四（图 2D-F) 脑室。在分离完整脑组织后，使用镊子沿矢状面将脑组织一分为二，并辨认漂浮于侧脑室中的脉络丛（CP）。第四脑室的脉络丛可从脑组织的小脑侧分离获得。可通过溴酚蓝灌流以可视化脉络丛（CP）图2A，D）；然而，当后续步骤不允许使用溴酚蓝时，需用 PBS/肝素灌注（图2C，F）或无灌注（图2B，E）即可开展。在从脑室中分离出脉络丛后，可对组织进行一系列分析，包括基因表达谱分析（RT-qPCR）28

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讨论

本文介绍了一种从小鼠脑的侧脑室和第四脑室中分离脉络丛（CP）的方法。这种完整的脉络丛封片方法便于后续利用多种技术进行分析，从而全面了解脉络丛的形态结构、细胞组成、转录组、蛋白质组和分泌组。此类分析对于深入理解这一从脑室突出的独特结构至关重要。随着研究的深入，脉络丛在健康与疾病中的关键作用日益明确，因此相关知识具有极高的科研价值9,10,11,12,13,14,15,16,17,18<...

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披露

作者无任何利益冲突需要披露。

致谢

本工作由比利时阿尔茨海默病研究基金会（SAO；项目编号：20200032）、弗拉芒研究基金会（FWO Vlaanderen；项目编号：1268823N、11D0520N、1195021N）以及拜列特·拉图尔基金资助。我们感谢VIB生物成像中心提供的培训、支持以及对仪器平台的使用权限。

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材料

本文使用的材料清单
姓名公司目录编号评论
26G x 1/2 针头Henke Sass Wolf4710004512
铝制样品台EM Sciences75220
卡可基酸缓冲液EM Sciences11652
碳素钢外科刀片Swann-Morton0210尺寸：0.45 mm x 12 mm
碳导电胶带 -12 mmEM Sciences77825-12
临界点干燥仪 Bal-Tec CPD030
Crossbeam 540Zeiss扫描电镜系统
镊子Fine Science Tools GmbH 91197-00
戊二醛EM Sciences16220
肝素Sigma-AldrichH-3125
Ismatec Reglo ICC 数字式双通道蠕动泵Metrohm Belgium N.VCPA-7800160
四氧化锇 EM Sciences19170
多聚甲醛Sigma-AldrichP6148
磷酸盐缓冲液（PBS）LonzaBE17-516F
铂 Quorum Q150T ES不含 Ca++、Mg++ 或酚红的 PBS；经无菌过滤
戊巴比妥钠Kela NV514
不锈钢样品篮EM Sciences70190-01
Stemi DV4 体视显微镜Zeiss
手术剪Fine Science Tools GmbH 91460-11

参考文献

  1. Vandenbroucke, R. E. A hidden epithelial barrier in the brain with a central role in regulating brain homeostasis. Implications for aging. Annals of the American Thoracic Society. 13, Suppl 5 407-410 (2016).
  2. Engelhardt, B., Sorokin, L. The blood-brain and the blood-cerebrospinal fluid barriers: function and dysfunction. Seminars in Immunopathology. 31 (4), Springer-Verlag. 497-511 (2009).
  3. Engelhardt, B., Wolburg-Buchholz, K., Wolburg, H. Involvement of the choroid plexus in central nervous system inflammation. Microscopy Research and Technique. 52 (1), 112-129 (2001).
  4. Engelhardt, B., Vajkoczy, P., Weller, R. O. The movers and shapers in immune privilege of the CNS. Nature Immunology. 18 (2), 123-131 (2017).
  5. De Bock, M., et al. A new angle on blood-CNS interfaces: a role for connexins. FEBS Letters. 588 (8), 1259-1270 (2014).
  6. Strazielle, N., Ghersi-Egea, J. F. Physiology of blood-brain interfaces in relation to brain disposition of small compounds and macromolecules. Molecular Pharmaceutics. 10 (5), 1473-1491 (2013).
  7. Redzic, Z. B., Segal, M. B. The structure of the choroid plexus and the physiology of the choroid plexus epithelium. Advanced Drug Delivery Reviews. 56 (12), 1695-1716 (2004).
  8. Kratzer, I., Ek, J., Stolp, H. The molecular anatomy and functions of the choroid plexus in healthy and diseased brain. Biochimica et Biophysica Acta-Biomembranes. 1862 (11), 183430(2020).
  9. Demeestere, D., Libert, C., Vandenbroucke, R. E. Clinical implications of leukocyte infiltration at the choroid plexus in (neuro)inflammatory disorders. Drug Discovery Today. 20 (8), 928-941 (2015).
  10. Brkic, M., et al. Amyloid βoligomers disrupt blood-CSF barrier integrity by activating matrix metalloproteinases. Journal of Neuroscience. 35 (37), 12766-12778 (2015).
  11. Vandenbroucke, R. E., et al. Matrix metalloprotease 8-dependent extracellular matrix cleavage at the blood-CSF barrier contributes to lethality during systemic inflammatory diseases. Journal of Neuroscience. 32 (29), 9805-9816 (2012).
  12. Marques, F., et al. The choroid plexus response to a repeated peripheral inflammatory stimulus. BMC Neuroscience. 10, 135(2009).
  13. Marques, F., et al. The choroid plexus in health and in disease: dialogues into and out of the brain. Neurobiology of Disease. 107, 32-40 (2017).
  14. Lun, M. P., Monuki, E. S., Lehtinen, M. K. Development and functions of the choroid plexus-cerebrospinal fluid system. Nature Reviews Neuroscience. 16 (8), 445-457 (2015).
  15. Spector, R., Keep, R. F., Snodgrass, S. R., Smith, Q. R., Johanson, C. E. A balanced view of choroid plexus structure and function: Focus on adult humans. Experimental Neurology. 267, 78-86 (2015).
  16. Lehtinen, M. K., et al. The choroid plexus and cerebrospinal fluid: emerging roles in development, disease, and therapy. Journal of Neuroscience. 33 (45), 17553-17559 (2013).
  17. Balusu, S., Brkic, M., Libert, C., Vandenbroucke, R. E. The choroid plexus-cerebrospinal fluid interface in Alzheimer's disease: more than just a barrier. Neural Regeneration Research. 11 (4), 534-537 (2016).
  18. Demeestere, D., Libert, C., Vandenbroucke, R. E. Therapeutic implications of the choroid plexus-cerebrospinal fluid interface in neuropsychiatric disorders. Brain, Behavior, and Immunity. 50, 1-13 (2015).
  19. Simon, M. J., Iliff, J. J. Regulation of cerebrospinal fluid (CSF) flow in neurodegenerative, neurovascular and neuroinflammatory disease. Biochimica et Biophysica Acta-Molecular Basis of Disease. 1862 (3), 442-451 (2016).
  20. Serot, J. M., Zmudka, J., Jouanny, P. A possible role for CSF turnover and choroid plexus in the pathogenesis of late onset Alzheimer's disease. Journal of Alzheimer's Disease. 30 (1), 17-26 (2012).
  21. Marques, F., et al. Altered iron metabolism is part of the choroid plexus response to peripheral inflammation. Endocrinology. 150 (6), 2822-2828 (2009).
  22. Thouvenot, E., et al. The proteomic analysis of mouse choroid plexus secretome reveals a high protein secretion capacity of choroidal epithelial cells. Proteomics. 6 (22), 5941-5952 (2006).
  23. Vandendriessche, C., et al. Importance of extracellular vesicle secretion at the blood-cerebrospinal fluid interface in the pathogenesis of Alzheimer's disease. Acta Neuropathologica Communications. 9 (1), 143(2021).
  24. Bowyer, J. F., et al. A visual description of the dissection of the cerebral surface vasculature and associated meninges and the choroid plexus from rat brain. Journal of Visualized Experiments. (69), e4285(2012).
  25. Inoue, T., Narita, K., Nonami, Y., Nakamura, H., Takeda, S. Observation of the ciliary movement of choroid plexus epithelial cells ex vivo. Journal of Visualized Experiments. (101), e52991(2015).
  26. Dani, N., et al. A cellular and spatial map of the choroid plexus across brain ventricles and ages. Cell. 184 (11), 3056-3074 (2021).
  27. Carloni, S., et al. Identification of a choroid plexus vascular barrier closing during intestinal inflammation. Science. 374 (6566), 439-448 (2021).
  28. Van Hoecke, L., et al. Involvement of the choroid plexus in the pathogenesis of Niemann-Pick disease type. C. Frontiers in Cell Neuroscience. 15, 757482(2021).
  29. Shipley, F. B., et al. Tracking calcium dynamics and immune surveillance at the choroid plexus blood-cerebrospinal fluid interface. Neuron. 108 (4), 623-639 (2020).
  30. Guerin, C. J., Kremer, A., Borghgraef, P., Lippens, S. Targeted studies using serial block face and focused ion beam scan electron microscopy. Journal of Visualized Experiments. (150), e59480(2019).
  31. JoVE. Scanning Electron Microscopy (SEM). JoVE Science Education Database. , https://www.jove.com/v/5656/scanning-electron-microscopy-sem (2022).
  32. Pauwels, M., et al. Choroid plexus derived extracelular vesicles exhibit brain targeting characteristics). Biomaterials. 290, 121830(2022).

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