需要JoVE订阅才能观看此内容。 请登录或开始免费试用

方法文章

便携式纸质免疫分析法结合智能手机应用程序用于登革病毒NS1抗原的比色与定量检测

2.7K 次观看

⸱

DOI：

10.3791/66130

⸱

2024年1月26日

 ,  ,  , 
1Department of Pharmacy, Faculty of Mathematics and Natural Sciences, Universitas Islam Indonesia, 2School of Bioresources and Technology, King Mongkut's University of Technology Thonburi, 3Department of Otolaryngology, Phramongkutklao Hospital and College of Medicine, 4Sensor Technology Laboratory, Pilot Plant Development and Training Institute, King Mongkut's University of Technology Thonburi, 5Biosciences and Systems Biology Research Team, National Center for Genetic Engineering and Biotechnology, National Sciences and Technology Development Agency at King Mongkut's University of Technology Thonburi

本文内容

摘要

针对紧迫的登革热诊断需求，本文介绍了一种与智能手机应用程序集成的基于纸张的登革热NS1抗原检测装置（DEN-NS1-PAD），可用于定量临床血清/血液样本中的登革热NS1抗原浓度。该创新技术有助于在各类医疗环境中进行临床决策，即使在资源有限的地区也能提升登革热的管理水平。

摘要

登革病毒（DENV）感染由伊蚊（Aedes）传播，是热带和亚热带国家重要的公共卫生问题。该病每年约有1000万例发病，导致20,000至25,000例死亡，尤其在儿童中较为严重，因此迫切需要实用的诊断工具。在感染早期阶段，登革病毒非结构蛋白1（NS1）的存在与细胞因子释放、血管渗漏以及内皮功能障碍相关，使其成为重症登革热的潜在标志物。

基于纸张的免疫分析方法，如侧向流动分析（LFAs）和微流控纸基分析装置（PADs），因其操作简便、快速、成本低廉、特异性强且易于解读，已广泛用作诊断检测手段。然而，传统的用于登革病毒NS1检测的纸基免疫分析通常依赖肉眼观察，仅能提供定性结果。为克服这一局限性并提高检测灵敏度，我们开发了一种高度便携式的登革病毒NS1检测方法——纸基分析装置（PAD）上的DEN-NS1-PAD，该方法结合智能手机应用程序作为比色和定量读取工具。该系统可直接对临床样本中的NS1浓度进行定量分析。

采集自患者的血清和血液样本被用于验证该系统原型的性能。结果可即时获得，适用于设备完善的医疗机构以及资源有限环境下的临床评估。这种基于纸质的免疫测定法与智能手机应用程序的创新结合，为登革病毒NS1抗原的增强检测与定量提供了有前景的解决方案。通过提升超越肉眼观察能力的检测灵敏度，该系统在改善登革热管理的临床决策方面具有巨大潜力，尤其适用于偏远或医疗资源匮乏地区。

引言

登革病毒（DENV）感染是传播速度最快的蚊媒疾病1，全球每年有超过3.9亿人感染，其中9600万例出现临床症状，200万例发展为重症，死亡人数超过2.5万1,2。根据世界卫生组织（WHO）估计，约有39亿人面临登革热感染风险，其中约70%分布在亚太地区，主要集中在东南亚3。2019年，向世界卫生组织报告的登革热病例数达420万例，其中泰国报告至少13.6万例登革热病例，因登革病毒感染导致144例死亡4。泰国的登革热疫情每年均发生在雨季，时间为4月至12月，城市和农村地区均有暴发，尤以东北部地区为甚。

登革病毒（DENV）感染具有多种临床表现，从无症状、轻度登革热（DF）到重度登革出血热（DHF）不等。重度DHF的主要特征是血管通透性增加，继而引发休克和器官功能障碍1。了解可导致血管渗漏的分子通路，对于开发有效的登革热治疗方法至关重要。登革病毒非结构蛋白1（NS1）是在病毒感染早期分泌的一种糖蛋白5,6，其功能是作为病毒RNA复制的辅助因子7。NS1可通过与Toll样受体4（TLR4）和内皮细胞糖萼结合，触发细胞因子释放，从而导致血管渗漏8,9。体外研究表明，NS1可与内皮细胞相互作用并诱导细胞凋亡，这一状况可能导致内皮功能障碍和血管渗漏10。在重症患者中，NS1抗原水平显著升高，并与血清白细胞介素（IL）-10水平呈正相关11。登革病毒NS1还可通过诱导IL-10表达并抑制DENV特异性T细胞反应，参与疾病发病机制12,13。此外，登革病毒NS1蛋白与重症临床疾病相关，疾病前3天内NS1浓度> 600 ng mL-1 与DHF的发生密切相关14。

登革热NS1抗原在登革出血热（DHF）患者体内的持续存在可作为重症登革热的标志物6。目前已有多种方法可用于临床样本中NS1的检测，例如酶联免疫吸附试验（ELISA）和快速检测法15。在临床环境中，测定NS1蛋白浓度的金标准方法是ELISA法。然而，ELISA方法成本较高，且需要专业技术人员和实验室设施16。因此，针对即时检测（POCT）中NS1蛋白的检测与定量技术的开发仍在持续进行。在过去十年中，基于纸张的免疫分析方法，如侧向流动检测（LFAs）和微流控纸基分析装置（µPADs），因其操作简便、检测快速、成本低廉和特异性高而成为广受欢迎的诊断工具17,18,19。在基于纸张的免疫分析中，已采用多种标记物来产生信号，例如金纳米颗粒（AuNPs）20、磁性纳米颗粒21,22、量子点23以及荧光材料24,25。其中，AuNPs由于其生产成本低、易于制备、稳定性好以及信号读取简单，成为纸基免疫分析中最常用的标记物。目前，用于登革热NS1检测的侧向流动检测（LFAs）已在临床实践中广泛应用26,27。然而，传统的LFA标记检测通常依赖肉眼观察，仅能提供定性结果。

在过去十年中，全球已广泛使用超过50亿部智能手机，这为开发便携式检测技术提供了巨大潜力28,29。智能手机具备多种功能，如内置物理传感器、多核处理器、数字摄像头、USB端口、音频接口、无线通信功能以及应用程序软件，使其适用于多种生物传感器平台30。此外，无线技术可实现数据的快速传输，适用于实时和现场监测31。Mudanyali 等人将基于纸张的免疫分析技术与智能手机结合，开发出一种便携、无需额外设备、快速、低成本且用户友好的疟疾、结核病和艾滋病即时检测（POCT）平台32。Ling 等人报道了一种结合智能手机摄像头的侧向层析检测方法，用于定量检测牛奶中的碱性磷酸酶活性33。Hou 等人也开发了一种基于智能手机的双模成像系统，可对侧向层析检测中的颜色或荧光信号进行定量分析34。此外，将智能手机用作比色和定量读取设备，可在肉眼无法可靠判断目标物是否存在时，显著提高检测灵敏度35。

登革热诊断领域的一项突破性进展——DEN-NS1-PAD36,37,38（下文简称设备），提供了一种便携且高效的解决方案。该设备采用蜡印微流控纸质芯片技术，通过图像处理实现对NS1蛋白的高灵敏度和高特异性定量检测。为进一步提升其实用性，我们开发了一款用户友好的智能手机应用程序，用于比色和定量读数。利用来自泰国医院患者的临床样本进行的验证，凸显了该设备在实时患者评估中的即时应用价值。本项创新标志着登革热即时诊疗管理的重要进步，有望在资源有限的医疗环境中彻底改变诊断模式。

访问受限。请登录或开始试用以查看此内容。

方案

泰国曼谷帕拉蒙固克里奥医院皇家泰国陆军医疗部机构审查委员会伦理委员会（IRBRTA 1218/2562）批准了本研究。在开展本研究过程中，我们遵守了所有必要的伦理规范。

1. 基于纸张的免疫测定装置的制备

注意：纸质免疫分析装置的制备参照了先前已建立的方法36,37以及泰国专利申请号 19010081638。

  1. 设计与图案绘制：在计算机上设计纸基分析装置（图1A，B），在A5尺寸的纸上布置18个纸基分析装置（PAD）的蜡图案。
    注意：该设计具有特定性，专为A5尺寸纸张设计。PAD的数量可根据用户需求，根据纸张大小进行调整。
  2. 使用蜡打印机（材料表）将设计好的图案打印到纤维素纸上。
  3. 将打印蜡图案的纸张在实验室烘箱中于150 °C加热75秒，使蜡熔化。随后将其存放在干燥硅胶盒中，待后续步骤使用。
  4. 在检测区和对照区各加入0.5 µL的0.025%聚-L-赖氨酸（PLL）。在硅胶盒中室温（RT）孵育2分钟，然后在65 °C烘箱中加热5分钟。
  5. 在对照区加入0.5 µL浓度为1 µg µL-1的山羊抗小鼠IgG抗体，在检测区加入0.5 µL浓度为1 µg µL-1的 捕获抗体。将液滴置于硅胶干燥盒中室温下干燥30分钟。
  6. 在样品区加入2 µL封闭缓冲液，结合区加入3 µL，检测区加入2 µL。将液滴置于硅胶干燥盒中室温下干燥30分钟。
  7. 在结合区加入2 µL金纳米颗粒-抗体复合物（AuNPs-Ab）溶液，置于硅胶干燥盒中室温下干燥30分钟。

2. 基于纸张的免疫测定装置的组装

  1. 小心移除粘性塑料背板背面的保护膜，以暴露粘合面。
  2. 将处理过的纤维素纸与粘性塑料背板对齐，并用力将两层压合在一起。
    注意：避免触碰亲水区域，以尽量减少污染或损坏装置的风险。
  3. 覆盖一层塑料膜，包裹纸片并压合紧密。
  4. 使用剪刀从完全组装好的装置板上裁剪出所需数量的装置。
  5. DEN-NS1-PADs（图1C）现已准备就绪，可供使用。如需长期保存，请置于4 °C储存。

3. 金纳米颗粒-抗体偶联物的制备

注意：AuNPs-Ab 的制备方法如 Prabowo 等人先前所述36。

  1. 在 PBS 中取 10 µL 浓度为 1 mg mL−1 的抗 NS1 抗体，加入 1 mL 的 40 nm 金纳米颗粒（AuNPs）胶体和 0.1 mL 的 0.1 M 硼酸盐缓冲液（pH 8.5），混合均匀。
  2. 以 50 rpm 转速旋转孵育 60 分钟，并在室温下静置孵育。
  3. 加入 0.1 mL 浓度为 10 mg mL−1 的 BSA BBS 溶液，以 50 rpm 转速旋转，室温孵育 15 分钟。
  4. 在 20,187 × g 和 4 °C 条件下离心 30 分钟。
  5. 小心使用移液器吸取并分离上清液，保留沉淀的 AuNPs-Ab 复合物。
  6. 将 AuNPs-Ab 沉淀重悬于 500 µL BBS 缓冲液中，并通过超声处理使其充分分散。
  7. 再次在 20,187 × g 和 4 °C 条件下离心 30 分钟。
    注意：重复分散和离心操作共 3 次。
  8. 向悬浮液中加入 50 µL 偶联缓冲液，混匀后即可用于偶联区域的点样。

4. 移动应用程序开发

  1. 图像处理与机器学习开发
    1. 通过收集超过900张DEN-NS1-PADs的自动对焦图像来构建监督图像模型的数据集，涵盖不同浓度、相机品牌（12-13百万像素）、旋转角度（90° 和 180°）以及光照条件等多种情况。每种特定条件下应收集约30张图像。
    2. 通过在所收集的图像中标注两个感兴趣区域（即检测区和对照区），确定并标注监督学习所需的真值标签。
    3. 设计一种算法以识别背景条带。定位检测区与对照区之间的中心线，计算其中点，并建立一个与两个主区域平均尺寸成比例的方形区域，同时保持相同的旋转方向。
    4. 利用步骤4.1.1和4.1.2中的数据集及真值标签，构建图像分割模型，用于识别感兴趣区域。
  2. 应用算法
    1. 将训练好的图像分割模型应用于新图像，以自动定位检测区、对照区和背景区。
    2. 使用基本的图像处理技术，分别获取三个感兴趣区域（检测区、对照区和背景区）各自的单一强度值。
    3. 将图像转换为三维数组表示形式（y, x, 通道），以便访问像素值。
    4. 通过对RGB值取平均将图像转为灰度图，并使用公式（255-x）进行反相处理。
    5. 通过减去背景区域的值，对检测区和对照区的数值进行归一化。
    6. 利用预先建立的校准曲线计算NS1的浓度。
    7. 根据归一化灰度强度导出的0.1103截断值，将结果分类为阳性或阴性37。

5. 校准曲线与灵敏度

  1. 准备人血清中的NS1样本，用于浓度为0、0.1、0.2、0.4、0.6、0.8和1.0 µg mL-1的标准曲线校准。
  2. 将每种浓度的样本各50 µL滴加到加样区域，并每组进行三次重复测量。
  3. 让样本完全通过毛细作用渗入检测装置，可能需要20–30分钟以获得结果。
  4. 孵育5分钟后，使用数码相机或智能手机拍摄装置的图像。
  5. 使用ImageJ软件和定制的移动应用程序分析检测线和质控线区域。
  6. 基于ImageJ和移动应用程序的数据绘制标准曲线。
  7. 使用以下公式（1–3）计算空白限（LOB）、检出限（LOD）和定量限（LOQ）：
    LOB = 空白数据均值 + 1.645 × ð（空白数据的标准偏差）（1）
    LOD = LOB + 1.645 × ð（最低浓度数据的标准偏差）（2）
    LOQ = 空白数据均值 + 10 × ð（空白数据的标准偏差）（3）

6. 使用临床样本进行基于纸张的免疫测定

  1. 按照良好的临床规范，在住院第一天采集30名患者的外周血300 µL，并将其处理至紫色头盖的EDTA管中。
  2. 在4 °C条件下，以2,884 × g离心20分钟。
  3. 使用移液器将液体成分（血浆）转移至干净的聚丙烯管中。
  4. 立即将血浆在−20 °C冷冻保存，以备后续分析。
  5. 将20 µL血浆加至检测装置顶部的加样区域，然后加入30 µL洗涤缓冲液（含0.05% v/v Tween 20的1×磷酸盐缓冲液）。
  6. 让样本完全通过毛细作用渗入装置，此过程可能需要20–30分钟以获得结果。
  7. 在室温孵育5分钟后，使用数码相机或智能手机拍摄装置图像。
  8. 使用ImageJ软件和定制的移动应用程序分析检测线和质控线区域。

7. 使用移动应用程序进行定量分析

注意：纸质免疫分析的强度在移动应用程序中进行分析（图2）。

  1. 在智能手机上打开已开发的移动应用程序。
  2. 选择使用相机或从图库上传，以通过相机拍摄或从设备图库中选择图像来选取或上传数据源。
  3. 进入分析界面，点击屏幕上的分析按钮。
  4. 等待应用程序分析数据并显示结果。

访问受限。请登录或开始试用以查看此内容。

结果

选择合适的制备方法对于确保基于纸张的免疫分析装置具有可重复的检测性能至关重要。在本研究中，我们探索了多种制造工艺和材料，以展示一种基于纸张的免疫分析方法。我们所采用的方法利用蜡印系统在基于纸张的微流控装置中构建疏水屏障。该方法因其操作简便、快速且结果稳定而具有显著优势。值得注意的是，该方法避免了使用可能干扰蛋白质吸附并增加纤维素纸疏水性的光刻胶化学品。此外，蜡印技术能够确保流体通道尺寸的一致性，从而有助于实现可重复的检测性能。

形成疏水屏障后，将免疫测定所需的试剂施加到纤维素纸表面。通过静电吸附作用，PLL通过与胺基的正电荷以及抗体的负电荷相互作用，促进生物分子的固定。该步骤有助于在制造过程中实现抗体的修饰与固定，以及标记-抗体结合物的应用。重要的是，该步骤可并行进行。通过将修饰后的纸片叠加到带有黏性的塑料背板上，并用塑料薄膜封合，完成纸质免疫测定装置（DEN-NS1-PAD，如图1A所示）的组装。

本研究的主要目的是开发一种利用智能手机检测NS1浓度的用户友好型方法...

访问受限。请登录或开始试用以查看此内容。

讨论

基于智能手机的读取系统的一个重要设计参数是能够对样本进行可重复的图像处理。本研究中，为简化操作并提高便利性，使用三种不同品牌的智能手机（配备1200万至1300万像素摄像头）直接拍摄图像，未使用成像箱或其他附件。图像采集过程中的多种可变条件，如摄像头分辨率、图像采集时间、光照条件和环境因素，均可能影响设备上检测线和质控线的颜色强度。通过采用归一化信号强度，可最小化不同采集时间对纸基微流控芯片（PAD）光照和干燥程度所导致的信号强度变化，从而在不同时间点采集的图像间保持信号一致性36。背景信号扣除被作为一种提升颜色强度测量准确性的策略，有效减轻了光照条件的影响。我们的研究结果与先前研究一致，均表明基线或背景扣除技术在降低环境干扰方面具有显著效果39,40。

关于使用成像盒或无附件方法哪种更具优势的持续争论，对图像处理具有重要意义39,

访问受限。请登录或开始试用以查看此内容。

披露

作者声明无利益冲突。

致谢

M.H.P. 感谢伊斯兰印尼大学（Universitas Islam Indonesia，UII）提供的奖学金研究基金。作者们衷心感谢 Nutchanon Ninyawee 先生在移动应用程序开发过程中提供的宝贵专业知识和协助，以及他对本手稿的贡献。此外，作者们感谢泰国科学、研究与创新局（Thailand Science Research and Innovation，TSRI）基础研究基金：2023 财年（项目编号 FRB660073/0164）在国王蒙库特科技大学（Thonburi）智能医疗项目下的财政支持。

访问受限。请登录或开始试用以查看此内容。

材料

本文使用的材料清单
姓名公司目录编号评论
材料
0.1 M 磷酸盐缓冲液（PBS，pH 7.2） 
含0.1% Tween 20、10%蔗糖和1%酪蛋白的硼酸盐缓冲液（BBS）  结合区处理及封闭缓冲液
硼酸盐缓冲液（BBS）（25 mM 硼酸钠和150 mM 氯化钠，pH 8.2），添加1% BSA 抗体与AuNPs结合过程中的洗涤缓冲液
硼酸Merck10043-35-3
牛血清白蛋白第五组分（BSA）  PAA Lab GmbH（德国）K41-001 
酪蛋白Merck9005-46-3
2号层析滤纸 GE Healthcare3002-911 
透明覆膜3M（文具店）
磷酸氢二钠Merck7558-79-4
双面胶带文具店
羊抗小鼠IgG抗体 MyBiosource（美国）MBS435013
金纳米颗粒（40 nm）  Serve Science Co., Ltd.（泰国）
人IgG多克隆抗体  MerckAG711-M
小鼠登革病毒NS1单克隆抗体 MyBiosource（美国）MBS834415
小鼠登革病毒NS1单克隆抗体 MyBiosource（美国）MBS834236
NS1 2型血清型抗原MyBiosource（美国）MBS 568697
含0.1% Tween 20的1× PBS用作洗脱缓冲液
塑料背板（10×30 cm）Pacific Biotech Co., Ltd.（泰国）
聚-L-赖氨酸（PLL）Sigma AldrichP4832
氯化钾Merck104936
磷酸二氢钾Merck104877
氯化钠Merck7647-14-5
四硼酸钠 Sigma Aldrich1303-96-4
蔗糖Merck57-50-1
Tween 20Sigma Aldrich9005-64-5
仪器
CytationTM 5 多功能酶标仪BioTek
手机Huawei Y7、iPhone 11、Samsung a20
平板扫描仪Epson Perfection V30
烘箱Memmert
蜡质打印机 Xerox ColorQube 8880-PS
软件
Google Cloud AutoML Vision 目标检测文档Google Cloud
ImageJ美国国立卫生研究院，贝塞斯达，马里兰州，美国
Inkscape 0.91 软件

参考文献

  1. Cattarino, L., Rodriguez-Barraquer, I., Imai, N., Cummings, D. A. T., Ferguson, N. M. Mapping global variation in dengue transmission intensity. Science Translational Medicine. 12 (528), 1-11 (2020).
  2. World Health Organization (WHO). Treatment, prevention and control global strategy for dengue prevention and control. , WHO, Geneva. 1-34 (2012).
  3. WHO Dengue and severe dengue. , https://www.who.int/news-room/fact-sheets/detail/dengue-and-severe-dengue (2020).
  4. Department of Disease Control Ministry of Health Thailand. Weekly Disease Forecast Dengue. , (2020).
  5. Malavige, G. N., Ogg, G. S. Pathogenesis of vascular leak in dengue virus infection. Immunology. 151 (3), 261-269 (2017).
  6. Paranavitane, S. A., et al. Dengue NS1 antigen as a marker of severe clinical disease. BMC Infectious Diseases. 14 (1), 570(2014).
  7. Muller, D. A., Young, P. R. The flavivirus NS1 protein: Molecular and structural biology, immunology, role in pathogenesis and application as a diagnostic biomarker. Antiviral Research. 98 (2), 192-208 (2013).
  8. Modhiran, N., et al. Dengue virus NS1 protein activates cells via Toll-like receptor 4 and disrupts endothelial cell monolayer integrity. Science Translational Medicine. 7 (304), 304ra102(2015).
  9. Glasner, D. R., et al. Dengue virus NS1 cytokine-independent vascular leak is dependent on endothelial glycocalyx components. PLOS Pathogens. 13 (11), e1006673(2017).
  10. Lin, C. -F., et al. Antibodies from dengue patient sera cross-react with endothelial cells and induce damage. Journal of Medical Virology. 69 (1), 82-90 (2003).
  11. Adikari, T. N., et al. Dengue NS1 antigen contributes to disease severity by inducing interleukin (IL)-10 by monocytes. Clinical and Experimental Immunology. 184 (1), 90-100 (2016).
  12. Malavige, G. N., et al. Suppression of virus specific immune responses by IL-10 in acute dengue infection. PLoS Neglected Tropical Diseases. 7 (9), e2409(2013).
  13. Malavige, G. N., et al. Serum IL-10 as a marker of severe dengue infection. BMC Infectious Diseases. 13 (1), 341(2013).
  14. Libraty, D. H., et al. High circulating levels of the dengue virus nonstructural protein NS1 early in dengue illness correlate with the development of dengue hemorrhagic fever. The Journal of Infectious Diseases. 186 (8), 1165-1168 (2002).
  15. World Health Organization (WHO) and the Special Programme for Research and Tropical Diseases (TDR). Dengue: guidelines for diagnosis, treatment, prevention and control -- New edition. , https://www.who.int/publications-detail-redirect/9789241547871 (2009).
  16. Axelrod, T., Eltzov, E., Marks, R. S. Capture-layer lateral flow immunoassay: a new platform validated in the detection and quantification of dengue NS1. ACS Omega. 5 (18), 10433-10440 (2020).
  17. Kim, S. -W., Cho, I. -H., Lim, G. -S., Park, G. -N., Paek, S. -H. Biochemical-immunological hybrid biosensor based on two-dimensional chromatography for on-site sepsis diagnosis. Biosensors and Bioelectronics. 98, 7-14 (2017).
  18. Fu, Q., et al. Development of a novel dual-functional lateral-flow sensor for on-site detection of small molecule analytes. Sensors and Actuators B: Chemical. 203, 683-689 (2014).
  19. Dzantiev, B. B., Byzova, N. A., Urusov, A. E., Zherdev, A. V. Immunochromatographic methods in food analysis. TrAC Trends in Analytical Chemistry. 55, 81-93 (2014).
  20. Hu, J., et al. Advances in paper-based point-of-care diagnostics. Biosensors and Bioelectronics. 54 (4), 585-597 (2014).
  21. Zhong, Y., et al. Gold nanoparticles based lateral flow immunoassay with largely amplified sensitivity for rapid melamine screening. Microchimica Acta. 183 (6), 1989-1994 (2016).
  22. Figueredo, F., Garcia, P. T., Cortón, E., Coltro, W. K. T. Enhanced analytical performance of paper microfluidic devices by using Fe 3 O 4 nanoparticles, MWCNT, and graphene oxide. ACS Applied Materials & Interfaces. 8 (1), 11-15 (2016).
  23. Bahadır, E. B., Sezgintürk, M. K. Lateral flow assays: Principles, designs and labels. TrAC - Trends in Analytical Chemistry. 82, 286-306 (2016).
  24. He, M., Liu, Z. Paper-based micro fluidic device with upconversion fluorescence assay. Analytical Chemistry. 85, 11691-11694 (2013).
  25. Derikvand, F., Yin, D. L. T., Barrett, R., Brumer, H. Cellulose-based biosensors for esterase detection. Analytical Chemistry. 88 (6), 2989-2993 (2016).
  26. Kumar, S., Bhushan, P., Krishna, V., Bhattacharya, S. Tapered lateral flow immunoassay-based point-of-care diagnostic device for ultrasensitive colorimetric detection of dengue NS1. Biomicrofluidics. 12 (3), 034104(2018).
  27. Sinawang, P. D., Rai, V., Ionescu, R. E., Marks, R. S. Electrochemical lateral flow immunosensor for detection and quantification of dengue NS1 protein. Biosensors and Bioelectronics. 77, 400-408 (2016).
  28. Zhang, D., Liu, Q. Biosensors and bioelectronics on smartphone for portable biochemical detection. Biosensors and Bioelectronics. 75, 273-284 (2016).
  29. Preechaburana, P., Suska, A., Filippini, D. Biosensing with cell phones. Trends in Biotechnology. 32 (7), 351-355 (2014).
  30. Laksanasopin, T., et al. A smartphone dongle for diagnosis of infectious diseases at the point of care. Science Translational Medicine. 7 (273), 273re1(2015).
  31. Kim, J., et al. Noninvasive alcohol monitoring using a wearable tattoo-based iontophoretic-biosensing system. ACS Sensors. 1 (8), 1011-1019 (2016).
  32. Mudanyali, O., et al. Integrated rapid-diagnostic-test reader platform on a cellphone. Lab on a Chip. 12 (15), 2678(2012).
  33. Yu, L., Shi, Z., Fang, C., Zhang, Y., Liu, Y., Li, C. Disposable lateral flow-through strip for smartphone-camera to quantitatively detect alkaline phosphatase activity in milk. Biosensors and Bioelectronics. 69, 307-315 (2015).
  34. Hou, Y., et al. Smartphone-based dual-modality imaging system for quantitative detection of color or fluorescent lateral flow immunochromatographic strips. Nanoscale Research Letters. 12 (1), 291(2017).
  35. You, D. J., Park, T. S., Yoon, J. -Y. Cell-phone-based measurement of TSH using Mie scatter optimized lateral flow assays. Biosensors and Bioelectronics. 40 (1), 180-185 (2013).
  36. Prabowo, M. H., Chatchen, S., Rijiravanich, P. Dengue NS1 detection in pediatric serum using microfluidic paper-based analytical devices. Analytical and Bioanalytical Chemistry. 412, 2915-2925 (2020).
  37. Prabowo, M. H., et al. Clinical evaluation of a developed paper-based Dengue NS1 rapid diagnostic test for febrile illness patients. International Journal of Infectious Diseases. 107, 271-277 (2021).
  38. Preparation and detection method for the diagnostic device of dengue NS1 detection in serum, cell medium, and buffer. Thai Patent. , 1901000816 (2019).
  39. Kong, T., et al. Accessory-free quantitative smartphone imaging of colorimetric paper-based assays. Lab on a Chip. 19 (11), 1991-1999 (2019).
  40. Jung, Y., Heo, Y., Lee, J. J., Deering, A., Bae, E. Smartphone-based lateral flow imaging system for detection of food-borne bacteria E. coli O157:H7. Journal of Microbiological Methods. 168, 105800(2020).
  41. Chen, G., et al. Improved analytical performance of smartphone-based colorimetric analysis by using a power-free imaging box. Sensors and Actuators B: Chemical. 281, 253-261 (2019).
  42. Kim, H., et al. Smartphone-based low light detection for bioluminescence application. Scientific Reports. 7 (1), 40203(2017).
  43. Kim, H., Awofeso, O., Choi, S., Jung, Y., Bae, E. Colorimetric analysis of saliva-alcohol test strips by smartphone-based instruments using machine-learning algorithms. Applied Optics. 56 (1), 84(2017).
  44. Qin, Q., et al. Algorithms for immunochromatographic assay: review and impact on future application. The Analyst. 144 (19), 5659-5676 (2019).
  45. Yan, W., et al. Machine learning approach to enhance the performance of MNP-labeled lateral flow immunoassay. Nano-Micro Letters. 11 (1), 7(2019).
  46. Srisa-Art, M., Boehle, K. E., Geiss, B. J., Henry, C. S. Highly sensitive detection of Salmonella typhimurium using a colorimetric paper-based analytical device coupled with immunomagnetic separation. Analytical Chemistry. 90 (1), 1035-1043 (2018).
  47. Santiago, G. A., et al. Performance of the Trioplex real-time RT-PCR assay for detection of Zika, dengue, and chikungunya viruses. Nature Communications. 9 (1), 1391(2018).
  48. Lanciotti, R. S., Calisher, C. H., Gubler, D. J., Chang, G. J., Vorndam, A. V. Rapid detection and typing of dengue viruses from clinical samples by using reverse transcriptase-polymerase chain reaction. Journal of Clinical Microbiology. 30 (3), 545-551 (1992).
  49. Yang, X., et al. Design and development of polysaccharide hemostatic materials and their hemostatic mechanism. Biomaterials Science. 5 (12), 2357-2368 (2017).
  50. Li, H., Han, D., Pauletti, G. M., Steckl, A. J. Blood coagulation screening using a paper-based microfluidic lateral flow device. Lab Chip. 14 (20), 4035-4041 (2014).
  51. Nilghaz, A., Shen, W. Low-cost blood plasma separation method using salt functionalized paper. RSC Advances. 5 (66), 53172-53179 (2015).
  52. Ataullakhanov, F. I., Pohilko, A. V., Sinauridze, E. I., Volkova, R. I. Calcium threshold in human plasma clotting kinetics. Thrombosis Research. 75 (4), 383-394 (1994).
  53. Pamies, R., et al. Aggregation behaviour of gold nanoparticles in saline aqueous media. Journal of Nanoparticle Research. 16 (4), 2376(2014).
  54. Christau, S., Moeller, T., Genzer, J., Koehler, R., Von Klitzing, R. Salt-induced aggregation of negatively charged gold nanoparticles confined in a polymer brush matrix. Macromolecules. 50 (18), 7333-7343 (2017).
  55. Abe, K., Kotera, K., Suzuki, K., Citterio, D. Inkjet-printed paperfluidic immuno-chemical sensing device. Analytical and Bioanalytical Chemistry. 398 (2), 885-893 (2010).
  56. Sameenoi, Y., Nongkai, P. N., Nouanthavong, S., Henry, C. S., Nacapricha, D. One-step polymer screen-printing for microfluidic paper-based analytical device (µPAD) fabrication. The Analyst. 139 (24), 6580-6588 (2014).
  57. Mora, M. F., et al. Patterning and modeling three-dimensional microfluidic devices fabricated on a single sheet of paper. Analytical Chemistry. 91 (13), 8298-8303 (2019).
  58. Ng, J. S., Hashimoto, M. Fabrication of paper microfluidic devices using a toner laser printer. RSC Advances. 10 (50), 29797-29807 (2020).
  59. Pal, S., et al. Multicountry prospective clinical evaluation of two enzyme-linked immunosorbent assays and two rapid diagnostic tests for diagnosing dengue fever. Journal of Clinical Microbiology. 53 (4), 1092-1102 (2015).

访问受限。请登录或开始试用以查看此内容。

重印与许可

探索更多文章

登革病毒NS1检测比色检测微流控纸质装置金纳米颗粒偶联物血液样本分析侧向流动测定图像分析
便携式纸质免疫分析法结合智能手机应用程序用于登革病毒NS1抗原的比色与定量检测
联系我们
向图书馆推荐

隐私政策

使用条款

政策

版权所有 © 2026 MyJoVE Corporation。保留所有权利。