利用纤连蛋白黏附与迁移实验分离软骨细胞和软骨祖细胞

摘要

本方案详细描述了从人关节软骨中分离软骨细胞、纤维连接蛋白黏附实验衍生的软骨祖细胞（FAA-CPs）以及迁移性软骨祖细胞（MCPs）的方法。内容涵盖用于分离和鉴定这些细胞的酶消化、纤维连接蛋白黏附以及基于迁移的实验方法。

摘要

软骨祖细胞（CPCs）最近被鉴定为一种独特的亚群，因其间充质特性、增强的软骨形成能力以及有限的肥大特征而展现出良好的应用前景。通过差异性纤连蛋白黏附和基于迁移的组织块实验可实现祖细胞的富集，其中通过纤连蛋白黏附实验获得的软骨祖细胞（FAA-CPs）和迁移型软骨祖细胞（MCPs）相较于软骨细胞表现出更优越的潜能。本文深入探讨了来源于软骨的驻留细胞——即软骨细胞和软骨祖细胞的分离细节。尽管软骨细胞研究提供了有关软骨修复的重要见解，当前的研究重点正逐步转向软骨祖细胞，并探索其作为替代性治疗策略的潜力。此外，本方法学文章提供了从软骨中分离三种特定细胞类型的详细分步操作方案：软骨细胞、FAA-CPs 和 MCPs。通过遵循标准化的操作流程，该方案有助于成功提取这些细胞亚群。基于大量研究，本文聚焦于分离不同细胞亚群所采用的精细技术，以及扩增和维持这些细胞培养所需的优化培养条件。该方法包括人关节软骨来源软骨细胞的酶消化分离、连续酶消化后的差异性纤连蛋白黏附分离，以及基于迁移的组织块实验以获取软骨驻留细胞。

引言

基于细胞的再生治疗作为一种重要的治疗手段，可用于治疗骨关节炎（OA）和软骨缺损等软骨相关疾病¹。这些疾病以关节内软骨的退变或损伤为特征，在治疗过程中面临巨大挑战。据报道，由于关节软骨缺乏神经支配、无血管结构以及细胞分裂活性较低，其自我修复能力十分有限²。

用于软骨组织再生最常用的细胞是间充质干细胞（MSCs）和软骨细胞³然而，多项研究报道了在再生医学中使用这些细胞存在局限性⁴。这些局限性包括软骨细胞在长期培养过程中发生的终末分化 体外 扩增至所需细胞数量以及间充质干细胞（MSCs）的肥大倾向。这些因素可能导致修复组织形成纤维软骨与透明软骨的组合不佳^5,6,7,8.

软骨祖细胞（CPCs）的发现源于对关节软骨替代细胞的探索⁹由于它们与间充质干细胞（MSCs）具有相似性，且表现出更强的软骨形成潜能，同时伴有较低的肥大化倾向，因此引起了广泛关注——这种特性组合正是研究者所追求的理想特征^10,11与软骨细胞相比，这些祖细胞群体据报表现出更强的复制能力和端粒酶活性，以及神经源性位点 notch 同源物蛋白 1（NOTCH-1）和 SRY-box 转录因子 9（SOX-9）表达水平的升高^12,13,14,15有两种标准方法可用于从软骨和半月板中分离软骨祖细胞（CPCs），一种基于其整合素受体（CD49e/CD29）的表达，通过纤连蛋白黏附实验进行分离——即纤连蛋白黏附实验来源的软骨祖细胞（Fibronectin Adhesion Assay-derived Chondroprogenitors, FAA-CPs）；另一种则基于其从软骨组织块中较强的迁移潜能——即迁移性软骨祖细胞（Migratory Chondroprogenitors, MCPs）。^{11,13,16,17,18,19}. 大量的 体外 研究结果表明，与软骨细胞和骨髓间充质干细胞（BM-MSCs）相比，FAA-CPCs和MCPs均表现出更优的软骨形成能力及更低的肥大倾向^20,21,22,23.

近期 体外 比较FAA-CPCs与MCPs的研究表明，在正常氧浓度条件下，后者祖细胞群体具有更强的软骨再生能力²⁴。这些乐观的 体外 结果展示了类似透明软骨的再生，鼓励进一步研究 体内 实验表明，尽管如此，这两种CPC群体均被证实可在动物模型中有效修复和再生骨关节炎（OA）及其他骨软骨疾病中的软骨^{25,26,27,28,29}.

本实验室积极参与了软骨祖细胞（CPC）分离技术的标准化工作，并将其表型特征与软骨细胞及间充质干细胞（MSCs）进行了比较。本文将提供一份详细的实验方案，阐述分离和培养软骨组织驻留细胞（即软骨细胞、FAA-CPCs和MCPs）的具体步骤。

方案

本方案已获得机构审查委员会（研究与伦理委员会）的批准，并符合相应的法规和指南要求。在取得书面知情同意后，从因治疗需要而接受全膝关节置换术的骨关节炎（OA）患者（Kellgren-Lawrence 放射学评分 4 分）³⁰ 中获取胫股关节组织。患有肿瘤、感染或炎性关节炎（如类风湿性关节炎或痛风）迹象的患者的关节组织被排除在研究之外。确保所有操作均在无菌条件下进行，并在整个实验过程中遵循标准的实验室操作规程。

1. 获取胫股关节

1. 从因治疗需要而进行膝上截肢的供体或患有四度骨关节炎的供体中获取膝关节（胫股关节）³⁰ （放射学证据显示关节间隙明显减少并伴有软骨下硬化）接受全膝关节置换术。
   注意：应根据《赫尔辛基宣言》的原则，确保已从患者处获得知情同意。确保遵守伦理委员会和机构审查委员会的规定。
2. 排除任何表现出感染或炎症症状的关节。

2. 处理收获的关节

1. 在无菌条件下，将获取的胫股关节置于1×磷酸盐缓冲液（PBS）溶液中。
2. 在超净台内铺设无菌垫，建立无菌操作区域，并将获取的关节转移至无菌垫上。
3. 固定切割后的胫股关节，用手持住软骨下骨，使软骨面朝上。
4. 使用手术刀片（22号），在获取关节后1–2小时内，从骨关节炎（OA）患者关节的非负重区域采集矩形软骨碎屑。
5. 从表层至深层获取大小为8 mm × 10 mm的软骨组织片。
6. 用1× PBS溶液清洗软骨片，并将其置于含有1–2 mL普通DMEM培养基的培养皿中。
7. 用手术刀片（22号）将软骨片仔细切碎至小于1 mm × 1 mm × 1 mm的大小。
   注意：确保软骨片或切碎的软骨不干燥；应将其置于不含血清的培养基或PBS中。

3. 软骨细胞的分离

1. 将切碎的软骨放入直立的 T-25 培养瓶中，加入 10 mL 含 0.15% II 型胶原酶的 Dulbecco 改良 Eagle 培养基 F12（DMEM-F12），进行酶消化。将培养瓶置于 CO₂ 培养箱中静置 12–14 小时，确保标准培养条件³¹。
   注意：应使用不含血清痕迹的普通 DMEM-F12 培养基，因为血清会抑制酶的活性。
2. 过夜消化后，使用细胞筛网将含有释放细胞的培养基转移至新的无菌离心管中，离心管内预先加入等体积的含 10% 胎牛血清（FBS）的 DMEM-F12 培养基，以分离细胞与碎片。所获得的释放细胞即为"软骨细胞"。
3. 在 37 °C 条件下，以 1200 × g 的转速离心过滤后的细胞 5 分钟。
4. 弃去上清液，注意不要扰动沉淀。将所得沉淀重悬于 1 mL 培养基中，并使用台盼蓝排斥法计数活细胞数量。
5. 以 10,000 个细胞/cm² 的浓度将软骨细胞接种至 T-25 培养瓶中，使用含 10% FBS 的 DMEM-F12 培养基扩增至所需代次。培养基中的其他添加成分包括抗坏血酸（62 µg/mL）、L-谷氨酰胺（2.5 mM/L）、青霉素-链霉素（100 IU/mL）和两性霉素 B（2 µg/mL）。
6. 每 3 天更换一次培养基，并在细胞达到亚融合状态时，使用含乙二胺四乙酸（EDTA）的 0.125% 胰蛋白酶消化收集细胞。

4. 纤连蛋白黏附实验来源的软骨祖细胞（FAA-CPs）的分离

1. 在释放软骨细胞前12小时，配制10 mL含1 mM MgCl₂（10 µL）和1 mM CaCl₂ （10 µL）以及100 µL纤连蛋白（10 µL/mL）的1×PBS溶液³²。
2. 用上述配制的溶液对6孔板中所需数量的孔进行包被（每孔1.5 mL/9.3 cm²）。
3. 将板密封严密，并于4 °C冰箱中过夜冷藏。
4. 此外，以与软骨细胞分离相似的方法（步骤2.1–2.5）获取软骨碎屑。
5. 将软骨碎屑置于37 °C振荡水浴中，依次进行过夜酶消化处理（0.2% Pronase消化3小时；随后0.04% II型胶原酶消化12小时），以获得单个软骨细胞。
6. 次日，从冰箱中取出经纤连蛋白包被的6孔板，并去除多余的纤连蛋白。
   注意：去除多余纤连蛋白时应缓慢轻柔操作，避免破坏孔底的包被层。MgCl₂（10 µL）和1 mM CaCl₂ 的存在对于确保细胞贴附至关重要。
7. 向已包被的孔中加入2–3 mL普通DMEM-F12培养基。
8. 以每孔4000个细胞的接种密度将释放的软骨细胞接种至包被孔中，并静置20分钟，期间勿扰动培养板。
9. 孵育结束后，移除多余培养基及未贴壁细胞，加入2–3 mL用于软骨细胞的标准生长培养基（DMEM-F12 + 10% FBS）。
10. 在标准培养条件下维持贴壁细胞培养10–12天，以获得CPC克隆（即含>32个细胞的细胞集落）。
11. 使用0.125%胰蛋白酶-EDTA消化180秒后分离克隆，按1个克隆/5 cm²的比例重新接种，并扩增富集后的多克隆CPs至所需汇合度。所获得的细胞称为"FAA-CPCs"。
12. 进一步在DMEM-F12培养基 + 10% FBS + 转化生长因子β2（TGFβ2: 1 ng/mL）+ 成纤维细胞生长因子（FGF2: 5 ng/mL）中培养细胞。
    注意：细胞在纤连蛋白包被板上的孵育时间不应超过20分钟，否则软骨细胞也可能开始贴附。在20分钟贴附期间，培养基中必须不含血清。随后，形成克隆的贴壁细胞必须在额外含有FBS的培养基中继续培养。克隆的分离必须在确认每个克隆含有超过32个细胞后进行，以避免过渡性扩增细胞的干扰。胰酶消化后对克隆的进一步扩增应包含上述额外添加的生长因子。在纤连蛋白包被板上以4000个软骨细胞/9.3 cm²的接种密度接种，经20分钟孵育后洗涤，最终可使总共80–100个细胞贴附。其中约有20个克隆可继续生长，并在10–12天内达到5次群体倍增。

5. 迁移性软骨祖细胞的分离

1. 从获取的关节软骨组织中切取软骨外植体（10 mm × 5 mm × 1 mm），并将其置于含有DMEM-F12培养基（含10% FBS和10 mM Glutamax）的无菌6孔板中（每孔2-3个外植体）³³。
2. 将含有外植体的培养板在37 °C、CO₂培养箱中静置培养48小时。
3. 两天后，将外植体转移至含有10 mL 0.1%胶原酶溶液的离心管中进行酶消化。在37 °C下孵育2小时。
   注意：在酶消化前需用1×PBS冲洗外植体，因为残留的血清可能抑制酶活性。清洗时，将外植体浸入盛有2–3 mL 1×PBS的培养皿中；此举也可避免释放的软骨细胞造成交叉污染。操作外植体时应尽量减少扰动，以避免对已开始迁移的前体细胞造成应激。
4. 消化完成后，用1×PBS冲洗外植体，并将其重新放回含有新鲜DMEM-F12培养基（含10% FBS和10 mM Glutamax）的原培养板孔中。
5. 将培养板置于标准培养条件下继续在培养箱中培养，并在随后几天内观察软骨前体细胞的迁移情况。
6. 当细胞达到亚汇合状态时，使用含EDTA的0.125%胰蛋白酶消化收集MCPs。
7. 使用标准扩增培养基对MCPs进行扩增，该培养基包含DMEM-F12、10% FBS和10 mM Glutamax。

6. 软骨细胞、FAA-CPs 和 MCPs 的表型鉴定

1. 流式细胞术分析（FACS）
   注意：以下步骤用于收获的细胞群的FACS分析。
   1. 使用0.125%胰蛋白酶按照标准操作对细胞进行消化，并在室温下以1200 × g 离心5分钟，获得细胞沉淀。
   2. 弃去上清液，用1× PBS洗涤并重悬细胞沉淀。
   3. 将细胞悬液转移至标记好的FACS管中。
   4. 将悬液均分至两管：一管为“未染色”管，作为对照（不含抗体的细胞悬液）；另一管为“染色”管，作为检测组（含抗体的细胞悬液）。
   5. 根据各抗体/分化簇（CD）标记物的技术说明书进行染色。用于比较的抗体包括CD105-FITC、CD73-PE、CD90-PE、CD106-APC（阳性表达标记物）；CD34-PE、CD45-FITC和CD14-FITC（阴性表达标记物）^34,35；CD166-BB515和CD146-PE（潜在软骨生成标记物）^36,37。
      注意：CD标记物对光敏感，所有操作需避光进行。
   6. 将细胞悬液与抗体在避光条件下孵育30分钟。
   7. 染色完成后，向各管中加入1 mL 1× PBS，并在室温下以1200 × g 离心5分钟，获得细胞沉淀。
   8. 弃去约四分之三的上清液，用剩余上清液通过轻柔吹打重悬细胞沉淀。
   9. 进行FACS分析。

7. qRT-PCR

注意：基因表达的qRT-PCR分析包括评估I型胶原（COL1A1）、X型胶原（COL10A1）和Runt相关转录因子（RUNX2）的肥大表达，以及SOX-9、聚集蛋白聚糖（ACAN）和II型胶原（COL2A1）的软骨形成表达。

1. 按照制造商说明，使用市售试剂盒从细胞群中提取RNA。
2. 提取后，测定A₂₆₀/A₂₈₀比值及RNA浓度。
3. 使用280 ng提取的RNA构建互补DNA（cDNA）。
4. 采用Sybr Green进行qRT-PCR，每个反应体系中cDNA终浓度为7 ng，并在热循环仪上进行扩增。
5. 将每个基因的相对mRNA表达量归一化至GAPDH参考管家基因（ΔCt）。
6. 通过2^-ΔΔCt法计算每个基因的相对表达量，即将各基因的ΔCt值与FAA-CPs组的ΔCt值进行比较，得到ΔΔCt值³⁷。

8. 多向分化

注意：市售的分化培养基可诱导三系分化，生成脂肪细胞系、成骨细胞系和软骨细胞系。

1. 进行成脂分化时，将细胞以1000个细胞/cm²的接种密度接种于细胞培养板中，并使用成脂分化培养基培养（每3天更换一次培养基），持续培养3周，直至细胞融合度达到80%。
2. 进行成骨和成软骨分化时，采用28天的细胞团（pellet）培养体系³⁸。
3. 在37 °C条件下，将0.5 × 10⁶个细胞以400 × g离心12分钟，形成细胞团，并使用成骨和成软骨分化培养基启动分化。
4. 对细胞团进行固定、包埋和切片，用于后续确认性染色（步骤9）。

9. 验证性染色

1. 对于成脂系细胞，使用缓冲福尔马林固定细胞，洗涤后用油红O（0.5%）染色。同时对对照组（在含10%胎牛血清的标准DMEM培养基中培养）进行染色。
2. 在显微镜下观察并采集图像。
3. 对于已分化的成骨系细胞，使用茜素红（2%）染色。
   注意：软骨分化细胞可采用多种确证性染色方法。
4. 阿利新蓝染色：将固定后的细胞用阿利新蓝染色5分钟，随后用中性红复染。
5. 为评估糖胺聚糖（GAG）含量，进行番红O染色：先用维格特铁苏木精对切片染色，随后依次孵育酸性酒精（1%）、快绿溶液（0.05%）、乙酸（1%）和番红O溶液（1%）。
6. 甲苯胺蓝染色：用甲苯胺蓝（0.1%）对切片染色5分钟。
7. 苦味酸-天狼星红染色：用苦味酸-天狼星红（0.1%）对切片染色，并使用苏木精染料复染。
   注意：染色后，使用梯度酒精脱水，并用二甲苯透明。用Dibutylphthalate Polystyrene Xylene（DPX）封片剂封片，在显微镜下观察并采集图像。
8. 对软骨分化细胞团块进行免疫组织化学染色（II型胶原）时，将团块切片进行酶法抗原修复，所用酶为蛋白酶K（1 mg/mL）和透明质酸酶（2.5 mg/mL）。
9. 将切片与小鼠单克隆抗II型胶原一抗孵育，随后加入1:250稀释的HRP标记的山羊抗小鼠二抗。
10. 使用3,3′-二氨基联苯胺（DAB）显色剂对切片染色，并用苏木精复染。
11. 在显微镜下观察并采集图像。

10. 测定GAG/DNA含量

1. 使用木瓜蛋白酶-半胱氨酸溶液在 65 °C 下消化软骨诱导分化的细胞团，持续 16 小时。
2. 采用Picrogreen试剂³⁸测定DNA浓度，并使用酶标仪在激发波长480 nm、发射波长520 nm条件下获取荧光强度。
3. 采用二甲基亚甲蓝染色法³⁸评估总糖胺聚糖（GAG）含量。
4. 使用酶标仪在525 nm处测定吸光度。
5. 将GAG值归一化至DNA值，并计算总GAG/DNA比值。

结果

从86.9 mg软骨片中可获得1.72 × 10⁶个软骨细胞⁵ 细胞被注意到。接种后，软骨细胞迅速贴壁，最初呈圆形的鹅卵石样外观，随着进一步扩增则转变为成纤维细胞样状态（图1 A，B)。将这些软骨细胞接种到纤连蛋白包被的培养板上，通常可获得2%的贴壁率，且每个细胞均能进行克隆性增殖。图2 C，D），在第10至12天达到5次群体倍增（每克隆32个细胞）。将10 cm²区域内的克隆合并，并扩增至所需的传代次数以生成FAA-CPs。软骨外植体在胶原酶孵育后持续培养，表现出细胞外基质松解，细胞迁移通常在第7天即开始观察到^th 天（图2E）。FAA-CPs 和 MCPs 均呈现纺锤形结构，这是与骨髓间充质干细胞（BM-MSCs）相关的典型特征，在达到汇合前会形成类似蜂窝的结构。图1E，F).

三种分离的细胞，即软骨细胞、FAA-CP 和 MCP，均通过相差显微成像进行密切监测。FAA-CP 仅在确认完成五次群体倍增后进行传代。

分离并扩增的细胞的表型鉴定通常包括对软骨形成潜在标志物（即CD146和CD166）的流式细胞术分析，以及对软骨形成标志物（SOX-9、ACAN、COL2A1）、纤维软骨标志物COL1A1和肥大标志物（RUNX2和COL10A1）的基因表达分析。这三个细胞群均表现出对CD105、CD73和CD90的高表达（>95%），对CD34和CD45呈低表达或阴性表达，对CD166呈高表达（>98%），而CD146的表达水平中等，且依赖于供体（40%–75%）（图2A）。

qRT-PCR 结果显示，在细胞培养后进行评估时，SOX-9、ACAN 以及纤维软骨标志物 COL1A1 均表现出相当且高水平的表达（图 2B）。为确认软骨形成，经藏红 O 染色后，在含糖胺聚糖（GAG）的区域可见橙红色复合物的阳性着色；经阿利新蓝和甲苯胺蓝染色后则呈现蓝紫色至紫色复合物，所有细胞组均观察到该现象，其中 FAA-CP 组和 MCP 组的比例更高。对软骨诱导分化后形成的细胞团进行胶原 II 型免疫组织化学分析，结果显示三组均可见棕褐色纤维状着色（图 3）。此外，GAG/DNA 分析也证实了软骨分化，其中 FAA-CP 组表现出更高的表达水平（图 2C）。

图1：软骨细胞与软骨祖细胞的分离与鉴定。研究流程展示了三类细胞群的分离过程及其在相差显微镜下分离后即刻及扩增数天后的形态学特征。（A）新分离的软骨细胞在培养初期贴附于培养皿表面，随着进一步扩增，呈现成纤维细胞样形态（B）。（C）经纤连蛋白黏附实验的软骨细胞表现出克隆性生长，在第10天达到5次群体倍增（D）。（E）软骨祖细胞在培养第10天从组织块边缘迁移而出，扩增后呈现纺锤形生长模式（F）。相差显微镜图像放大倍数：10×；比例尺：100 µm。请点击此处查看该图的放大版本。

图2：分子表征数据。（A）通过流式细胞术分析MSC阳性与阴性标志物以及潜在的软骨生成标志物。（B）三组细胞的RT-PCR检测结果，用于分析软骨形成及肥大相关基因的表达。（C）软骨诱导分化后细胞团中总糖胺聚糖（GAG）/DNA含量分析。请点击此处查看该图的放大版本。

图3：软骨分化后的验证性染色。 三个细胞组之间进行番红O染色及II型胶原免疫组化分析。比例尺：10倍放大下为50 µm，40倍放大下为200 µm。 请点击此处查看该图的放大版本。

讨论

含有透明组织的关节软骨可能通过优化其两种天然细胞类型——软骨细胞和软骨祖细胞——实现潜在再生。尽管对软骨细胞的广泛研究已为理解其在软骨修复中的作用提供了宝贵见解，但关于再生组织性质的问题促使研究人员致力于增强其表型并探索替代疗法³。软骨祖细胞作为相对较新发现的细胞亚群，因其固有的间充质特性、更强的软骨形成能力以及有限的肥大特征而展现出良好前景¹²。获取和扩增祖细胞的两种主要技术包括差异纤连蛋白黏附法和基于迁移的组织块培养法^18,32。已有研究利用半月板组织分离人源FAA-CPs，并报道其具有较高的增殖能力和多向分化潜能^16,17。体外表征研究表明，与软骨细胞相比，FAA-CPs和MCPs表现出更强的软骨形成能力和更弱的肥大表型，体现出更有利的生物学特性，包括更高的糖胺聚糖（GAG）积累与合成能力^15,24,31,39。有限的体内研究提示，软骨祖细胞可减缓骨关节炎的进展，并在与生物支架联合使用时，对修复骨软骨缺损表现出有益效果。近年来，研究人员已投入大量努力以提升并充分挖掘软骨祖细胞的潜力。

本文提供了一种分离软骨定居细胞的详细方案。从软骨中释放出的主要且最常见的细胞是软骨细胞。然而，经酶消化处理的软骨细胞群体具有异质性，不仅包含软骨细胞，还含有极低浓度的前体细胞，这些前体细胞需要通过富集手段进一步纯化 体外 条件。

观察到这些细胞参与促进附加性生长的间接证据后，Dowthwaite 等人开展了软骨祖细胞的分离与鉴定工作。这些祖细胞通过纤维连接蛋白黏附实验从关节软骨表层获得¹⁰。该独特的细胞群体通过选择性黏附于纤维连接蛋白的方法从小牛胎儿中分离得到。研究证实其具有表型可塑性、高克隆形成能力，并表达细胞命运决定基因 Notch-1。除上述初步研究外，对人关节软骨来源祖细胞的鉴定显示，与成熟软骨细胞相比，其 SOX9 和 Notch1 表达水平升高，偏好表达 CD49e/CD29，且端粒酶活性增强^12,32。该方法也已成功应用于骨关节炎患者的软骨组织，有报道表明此类祖细胞不仅存在于软骨表层，也存在于软骨深层，目前已有多个研究团队实现了从多克隆培养向单克隆培养的过渡^11,12。

另一方面，Koelling 等人研究了软骨祖细胞在软骨损伤后归巢与迁移过程中的潜在作用，从而参与组织修复¹⁸。此外，Seol 等人证明，在软骨损伤刺激下，祖细胞通过高迁移率族蛋白B1（HMGB1）与RAGE介导的趋化作用表现出增强的迁移能力¹⁹。Elsaesser 等人也观察到，与软骨细胞和骨髓间充质干细胞（BM-MSCs）相比，鼻源性软骨祖细胞具有更强的迁移能力²²。Joos 等人的一项研究发现，血小板源性生长因子-BB（PDGF-BB）和胰岛素样生长因子1（IGF-1）的释放可促进软骨祖细胞的迁移，而白细胞介素1β（IL-1β）和肿瘤坏死因子α（TNFα）则抑制损伤后祖细胞的移动⁴⁰。最近有一项研究比较了四种不同的MCP分离方法在分离技术与培养条件方面的差异，本文阐述了其中推荐的分离方法³³。基于迁移能力分离祖细胞的方法所获得的细胞不仅表现出较高的软骨形成潜能，还具有类似于间充质干细胞的特性。

在实验室中，遵循标准化方案，已成功分离出所有三种亚型。此外，开创性的比较研究表明，与软骨细胞相比，FAA-CPs 具有更优越的特性^12,15,41。对软骨祖细胞之间的比较也已开展，揭示出 MCPs 具有更高的潜能²⁴。必须注意的是，由于这三种亚型均来源于同一组织，而天然状态下的祖细胞在关节软骨初次释放时含量极低——关节软骨主要含有软骨细胞——因此需要通过体外（in vitro）培养对其进行富集。

综合评估方法包括荧光激活细胞分选（FACS）、逆转录聚合酶链式反应（RT-PCR）、电子显微镜分析、生长因子滴定实验、细胞标记技术、免疫谱型分析，以及利用体内模型评估其治疗骨关节炎和软骨缺损的治疗潜力^12,24,42。

目前的研究结果表明，即使从骨关节炎关节中也能分离出所有三种亚型，尽管需要更长的扩增时间。值得注意的是，我们强调在克隆生长过程中应避免添加生长因子，同时突出在这些细胞扩增过程中引入额外因子的关键需求。诸如在纤维连接蛋白包被的培养板上孵育的时间、在不同时间点添加生长因子以及尽量减少对组织块的操作等关键步骤，以及其他文中提及的重要因素，在收获细胞的培养与扩增过程中均起着重要作用。此外，必须确保细胞在任何时间点的汇合度不超过75%–80%。

软骨祖细胞的潜力已引起广泛关注，因其在软骨修复领域相较于常用的基于细胞的治疗方法（即骨髓间充质干细胞和软骨细胞）具有优势。这些祖细胞展现出良好的应用前景，多项体内实验已证明其在替代当前治疗标准方面的有效性。作为一种新近发现的细胞亚群，对其表型的鉴定和相关研究仍在进行中，首个使用FAA-CPs治疗软骨缺损的临床试验预计于2024年启动。因此，软骨来源细胞特别是软骨祖细胞的分离与扩增，在软骨再生领域的细胞治疗中至关重要并具有广阔前景。

材料

本文使用的材料清单

姓名	公司	目录编号	评论
22号手术刀片	GLASS VAN
6孔板	CORNING	3516
阿利新蓝	THERMO SCIENTIFIC	J6012
茜素红	SIGMA	130223
两性霉素B（2 μg/mL）	GIBCO	15240062
抗坏血酸（62 μg/mL）	SIGMA ALDRICH	A4544-25G
BC CytoFLEX LX流式细胞仪	BECKMAN COULTER	CYTExpert软件版本2.5
CaCl2	SIGMA ALDRICH	C34006
CD105-FITC	BD BIOSCIENCE	561443
CD106-APC	BD BIOSCIENCE	551147
CD14-FITC	BD BIOSCIENCE	555397
CD29-APC	BD BIOSCIENCE	559883
CD34-PE	BD BIOSCIENCE	348057
CD45-FITC	BD BIOSCIENCE	347463
CD49b-FITC	MILTENYL BIOTEC	MACS 130/100337
CD49e-PE	BD BIOSCIENCE	555617
CD73-PE	BD BIOSCIENCE	550257
CD90-PE	BD BIOSCIENCE	561970
细胞计数仪	DE NOVIX	Cell Drop BF
细胞筛	HIMEDIA	TCP024
离心机	BECKMAN COULTER	Allegra X-30R
CO2培养箱	THERMO SCIENTIFIC	MODEL-371
II型胶原（COL10A1）、Runt相关转录因子（RUNX2）、SRY-Box转录因子9（SOX-9）、聚集蛋白聚糖（ACAN）和II型胶原（COL2A1）	EUROGENTEC, BELGIUM
II型胶原酶	WORTHINGTON	LS004176
DMEM F-12（Dulbecco改良Eagle培养基F-12）	SIGMA ALDRICH	D8900-1L
ELISA酶标仪	MOLECULAR DEVICES	SpectraMax i3x Reader
快绿	FISHER SIENTIFIC	2353459
胎牛血清	GIBCO	10270106
FGF2	CLOUD CLONE CORP	APA551Hu01
纤连蛋白（10 µL/mL）	SIGMA ALDRICH	F1141
第一链合成系统	TAKARA BIO	6110A
Glutamax	GIBCO	35050061
苏木精	QUALIGENS	Q39411
MgCl2	SIGMA ALDRICH	M8787
油红O	SIGMA	1320065
PBS（磷酸盐缓冲液）	GIBCO	10010023
PCR扩增仪	APPLIED BIOSYSTEMS	Quantstudio 12K Flex扩增仪
青霉素-链霉素（100 IU/mL）	GIBCO	15240062
苦味酸天狼星红	ALFA AESAR	2610108
一抗（小鼠II型胶原）	DSHB	DSHB II II6B3
蛋白酶K	ROCHE	10165913103
Quant-iT Picogreen双链DNA试剂	THERMO SCIENTIFIC	P7589
冰箱	ELANPRO
RNeasy MiniKit	QIAGEN	74104
沙黄O	QUALIGENS	Q39962
二抗（山羊抗小鼠IgG抗体，HRP标记）	THERMO SCIENTIFIC	31430
摇床水浴箱	REMI
StemPro诱导分化试剂盒	GIBCO	1007201, A1007001, 和 A1007101
T-25培养瓶	CORNING	430639
TakyonTM Low Rox SYBR Master Mix dTTP Blue	EUROGENTEC	UF-LSMT-B0701
TGFβ	ABCAM	ab277760
组织培养培养皿	TARSONS	960010
甲苯胺蓝	QUALIGENS	2040
台盼蓝	GIBCO	15250061
胰蛋白酶EDTA	GIBCO	25200072