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机械通气大鼠拔管的结构化方法

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DOI：

10.3791/68510

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2025年7月18日

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1Department of Neurosurgery, Department of Anesthesiology, Sanbo Brain Hospital, Capital Medical University, 2Department of Neurosurgery, Department of Intensive Care Medicine, Sanbo Brain Hospital, Capital Medical University, 3Laboratory of In Vivo Electrophysiology, Core Facility Center of Capital Medical University, 4Laboratory for Clinical Medicine, Capital Medical University

本文内容

摘要

本研究提出了一种针对机械通气（MV）大鼠模型的结构化拔管方案。该方案有助于从机械通气平稳过渡到自主呼吸，同时最大限度地减少与拔管相关的并发症。通过标准化撤机、气道管理和拔管后护理，可提高实验研究的可靠性和可重复性。

摘要

机械通气（MV）在重症监护中广泛应用，但可引发多种并发症，影响患者的短期和长期预后，包括呼吸机相关性肺损伤、呼吸机诱导的膈肌功能障碍以及呼吸机相关性脑损伤，这些均是重症监护后综合征（PICS）的核心组成部分。啮齿类动物模型对于研究机械通气的长期影响及其潜在机制至关重要，但目前标准化的拔管后模型仍较为有限。拔管是一个关键的过渡环节，在现有的大鼠模型中常因操作不一致而导致失败或并发症。本研究提出一种针对Sprague-Dawley大鼠机械通气模型的四步结构化拔管方法，旨在优化从机械通气向自主呼吸的过渡过程，并最大限度减少与拔管相关的并发症。该方法包括：（1）通过将丙泊酚镇静剂量减至50%启动撤机，并评估动物的拔管准备状态 通过 呼吸频率、胸廓位移、动脉血气和反射；（2）通过气道清理和维持氧合为拔管做准备；（3）在维持镇静状态下进行可控的气管导管拔除操作；（4）拔管后持续监测并提供氧疗支持。该模型经20例在初始失败后成功拔管的实验验证，为研究机械通气（MV）的长期影响提供了有价值的平台，尤其适用于危重症后综合征（PICS）相关研究。本方法针对6小时机械通气进行了优化，理论上可扩展至其他品系及更长通气时间，但此类调整需经过严格验证和密切监测，以确保实验的可靠性与动物福利。

引言

机械通气（MV）仍是重症监护的核心手段，为急性呼吸衰竭提供必要的呼吸支持，并在外科手术麻醉期间作为重要的辅助措施1。然而，机械通气与多种并发症相关，例如呼吸机相关性肺损伤2、通气诱导的膈肌和呼气肌功能障碍3,4,5,6，以及呼吸机相关性脑损伤7,8。这些并发症可导致拔管失败、重症监护室（ICU）和住院时间延长，以及死亡率升高9。随着ICU存活率的提高，人们日益关注机械通气的长期后果，其中ICU后综合征（PICS）已成为一个关键问题10。PICS的病理生理机制尚不明确，部分原因在于缺乏可靠的动物模型来准确反映拔管后的恢复过程及机械通气的长期后遗症11。

大鼠模型在推进对机械通气（MV）诱导损伤的理解方面发挥了关键作用，具有可扩展性、可重复性以及提供机制性见解的优势。然而，目前大多数现有模型主要关注机械通气的急性效应，且在实验环境中普遍采用气管切开术作为机械通气的实施方式12,13,14。尽管气管切开术便于机械通气的实施及后续撤机，但它绕过了上呼吸道这一重要的解剖和功能屏障，从而增加了肺部并发症（如呼吸机相关性肺炎）的易感性15,16。此外，在气管切开模型中鼻腔气流的缺失会破坏脑网络的同步性，这使得对认知和神经功能结局的研究更加复杂化17,18。相比之下，经气管插管/拔管模型保留了上呼吸道的完整性，避免了气管切开术固有的缺点，更贴近临床上从机械通气撤机的真实过程。

然而，现有的拔管模型往往缺乏标准化，导致从机械通气过渡到自主呼吸的过程中存在较大的变异性19,20。这种缺乏结构化操作的情况会增加与拔管相关并发症的风险，包括气道阻塞、呼吸窘迫和误吸，这些可能引起动物死亡。此类失败不仅影响对长期结局的深入研究，还会使初始的机械通气模型失效，造成宝贵的时间、资源和资金投入的浪费。这些问题凸显了建立系统化拔管策略的关键需求，以确保拔管后动物的存活率，并支持可靠、长期的研究。

为应对这些挑战，针对斯普拉格-道利（Sprague-Dawley, SD）大鼠模型建立了一种结构化的拔管方法，该方法与临床中机械通气（MV）撤机实践高度一致。该方法包括四个关键阶段：启动撤机、拔管准备、实施拔管以及拔管后护理。关键操作建议包括：在撤机期间维持轻至中度镇静，具体而言，将丙泊酚输注速率降低至完全机械通气期间剂量的50%，以允许自主呼吸同时预防躁动。拔管准备状态的评估应基于稳定的呼吸频率（60–70次/分钟）以及足够的自主潮气量，后者可通过一个简单且经过校准的自制标尺进行估算。拔管前无需完全恢复意识。应在拔管时停止丙泊酚输注，以进一步降低插管相关躁动的风险。通过标准化拔管流程，该方法显著减少了操作变异性，避免了与拔管相关的并发症，并提高了存活率。该模型已针对最长6小时的机械通气时长进行了优化；若延长机械通气时间，可能需要调整镇静方案、采用渐进式撤机策略，并加强生理学监测，以确保动物存活和实验结果的可靠性。尽管该方案已在SD大鼠中得到验证，但通过调整通气参数以适应不同品系的呼吸力学特征及其对肺损伤的敏感性差异，该方案亦可适用于其他大鼠品系。经过适当修改后，该结构化方法还可支持更长期的通气研究，从而提升不同实验模型之间结果的可重复性与转化应用价值。

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方案

本研究聚焦于拔管后的行为学测试，已获得首都医科大学动物实验与实验动物福利伦理委员会批准（编号：AEEI-2024-391）。所有8周龄大鼠（SD，雄性，200–250 g）在实验开始前于首都医科大学实验动物中心适应环境3天。大鼠饲养于受控环境中，包括每日8:00开始的12小时明暗循环，温度维持在25 °C ± 1 °C，相对湿度保持在50% ± 10%。食物和水自由供应。ad libitum。所有涉及麻醉、吸痰和血液处理的操作均在适当的安全措施下进行，包括使用个人防护装备、无菌技术以及遵守机构生物安全规程。所有操作均符合ARRIVE指南要求。本研究中使用的所有设备见图1。所用试剂和设备清单详见材料表。

1. 视频喉镜辅助经口插管

  1. 准备插管装置。
    1. 使用一种定制改装的插管装置，该装置由耳垢清除工具（勺状头直径5.5 mm，弯曲成压舌板形状）改装而成。该装置配备光源和摄像头，通过蓝牙与智能手机连接，实现实时可视化图2A).
  2. 选择一根气管插管。
    1. 根据大鼠体重选择16号气管插管。
  3. 诱导麻醉（遵循机构批准的方案）。
    1. 注射丙泊酚（2 mg/100 g） 通过 尾静脉。通过确认视觉反应和脚趾夹捏反应消失来验证麻醉效果。监测远端皮肤颜色，作为氧合状态的指标。
  4. 将大鼠放置到位。
    1. 将麻醉后的大鼠固定于小型动物手术台上，固定四肢和门齿，并使用小型动物加热垫维持体温在37–38 °C。
  5. 进行插管。
    1. 将舌头轻柔地拉向右侧口角。将插管装置置于舌根处，并向前推进至会厌。
    2. 抬起器械尖端以暴露声门。在吸气期间插入气管插管（图2- C插管后，将大鼠连接至呼吸机。

2. 机械通气

  1. 连接氧气浓缩器。
    1. 调节至合适的氧气浓度并与呼吸机连接（通常为80%）。
  2. 设定呼吸机参数。
    1. 使用小动物呼吸机以肺保护性参数对大鼠进行 6 小时通气：潮气量：4–6 mL/kg，呼气末正压：0 cmH₂O2O.
  3. 维持麻醉：输注丙泊酚（4 mg/kg/h） 通过 注射泵
  4. 监测血气。
    1. 每3小时使用血气分析仪检测一次动脉血气。在两次血气分析之间，持续监测远端皮肤颜色，作为氧合状态的指标。

3. 气道压力终点控制（APEC）拔管操作步骤

注意：在完成计划的机械通气时间后，执行四步拔管方案：（1）准备撤机，（2）准备拔管，（3）实施拔管，以及（4）拔管后护理（图3）。这一系统性方法可确保顺利过渡至自主呼吸，同时尽量减少与拔管相关的并发症，并保持实验模型的完整性。

  1. 接近撤机阶段
    1. 减少丙泊酚输注：将丙泊酚输注速率降低50%，以允许膈肌重新激活，同时尽量减少四肢和头部的运动。
    2. 评估撤机准备情况：在断开呼吸机前检查以下参数——呼吸频率：60–70 次/分钟；胸壁位移：≥1 mm（使用置于剑突上的钢针测量）；PaCO2：35–45 mmHg；pH：7.35–7.45；存在胡须和舌反射（可选）。
      注：胡须反射和舌反射定义为二元指标（缺失或存在）。胡须反射指在轻触刺激下须毛发生不自主运动或抽动；舌反射指在轻柔刺激下舌头出现回缩或移动。
    3. 断开呼吸机：当所有标准均满足后，断开呼吸机，并开始为大鼠拔管做准备。
  2. 拔管前准备
    1. 确保氧合：使用自制面罩维持足够的氧合水平（通常为80%），并以皮肤颜色作为氧合状态的判断指标。
    2. 清除气道分泌物：使用自制吸痰装置（将硬膜外导管剪短至约5.5 cm后连接10 mL注射器）。每次操作控制吸力速度约为2 mL/s，持续3–4秒。
    3. 在完成充分准备并清理气道后，进入拔管操作阶段。
      注：单次吸出分泌物典型体积为<0.5 mL。机械通气期间每30分钟吸痰一次，以减少分泌物积聚。拔管时通常进行5–8次吸痰，总估计量约为2–4 mL。
  3. 实施拔管
    1. 维持镇静：拔管期间保持丙泊酚剂量为原剂量的一半，以防止躁动。
    2. 移除气管导管：采用双手操作技术，用左手的食指和拇指固定大鼠头部，用右手的食指和拇指轻轻拔出导管。
    3. 停止丙泊酚输注：拔管后立即停止丙泊酚输注。
      注：成功拔管不应导致低氧血症或高碳酸血症。拔管成功后，细致的拔管后护理至关重要。
  4. 拔管后护理
    1. 监测生命体征：监测呼吸频率、吸气幅度及远端皮肤颜色。
    2. 提供氧合支持：使用自制面罩确保充足的氧气供应（通常约为80%）。
    3. 准备再插管：将所有插管设备（图1）置于手边，随时准备必要时立即使用。
      注：恢复翻正反射的平均观察时间为48.5 min ± 10.4 min。动脉血气分析在中位时间20 min时进行，PaO2 为73.2 mmHg ± 4.6 mmHg，PaCO2 为48.3  mmHg ± 3.6 mmHg。

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结果

这种结构化的拔管方法是在4次拔管失败和随后20次成功拔管的基础上建立的。在前4次尝试中，拔管操作依据经验或个人判断进行。4只大鼠拔管失败的原因包括拔管过程中出现躁动（n = 2）、拔管后呼吸功能不全（n = 1）以及分泌物导致的气道阻塞（n = 1）。这些失败案例表明，充分的镇静、通畅的气道和足够的氧合是成功拔管的关键要素（表1）。因此，拔管过程被系统化为四个步骤：（1）接近脱机阶段，（2）拔管前准备，（3）实施拔管，以及（4）拔管后护理。随后的20只大鼠均成功拔管，拔管后通过翻正反射恢复情况评估，平均在48.5 min ± 10.4 min内完全恢复。各步骤中测量的关键参数及其变化总结于表2中。

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讨论

本研究基于前四次拔管失败案例及其根本原因，为机械通气大鼠模型建立了一种结构化的APEC拔管方法。采用该方法拔管的20只大鼠均成功拔管，并在随后三天内完成了后续行为学测试。该方法包含四个关键步骤——接近撤机、拔管准备、实施拔管和拔管后护理，旨在确保从机械通气向自主呼吸平稳过渡，同时最大限度减少与拔管相关的并发症。这一结构化模型为探索机械通气的长期影响提供了有价值的平台。

机械通气（MV）是危重患者及接受大型手术患者的重要生命支持手段1，但其与多种并发症相关2,3,4,5,6,7,8

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披露

作者声明不存在任何利益冲突，无论是财务方面还是其他方面。

材料

本文使用的材料清单
姓名公司目录编号评论
16G 气管插管NJKEWBIONA气管插管
血气分析仪Epocal IncEPOC reader监测血气
静脉导管Introcan Safety4254074B置入动脉和静脉
微量注射泵SLGO 医疗科技CP-1000药物输注
宠物用氧气浓缩器北京中视迪创科技发展有限公司ZS-MV供氧
小型动物加热毯北京中视迪创科技发展有限公司ZS-T维持体温
小型动物呼吸机NJKEWBIOKW-100提供呼吸支持

参考文献

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