1型神经纤维瘤病（NF1）可导致良性周围神经鞘瘤（神经纤维瘤），其生长需要特定的神经微环境。本研究建立了一种优化的原位异种移植模型，通过将人施万细胞注射到NSG小鼠的神经内。该模型能够重现人类神经纤维瘤的特征，为评估治疗策略提供了一个有价值的平台。
方法文章
用于1型神经纤维瘤病神经纤维瘤的坐骨神经原位异种移植模型
* These authors contributed equally
本文内容
摘要
摘要
神经纤维瘤病1型（NF1）是一种由NF1基因中的致病性变异引起的遗传性疾病 NF1 基因，导致神经纤维瘤蛋白功能丧失，并引发良性的周围神经鞘瘤，即神经纤维瘤。尽管通过基因工程改造的 小鼠模型（GEMMs）虽然推动了我们对NF1病理生理学的理解，但往往无法复制患者来源神经纤维瘤的自发性肿瘤发生及其微环境的复杂性。在建立良性神经纤维瘤模型时，一个关键挑战在于其对神经微环境的依赖性，而传统的异种移植方法难以重现这一特性。本文介绍了一种优化的原位异种移植模型，用于NF1相关神经纤维瘤的研究。该模型通过将永生化的人源神经纤维瘤来源雪旺细胞注射至NSG免疫缺陷小鼠的坐骨神经内，重现了人类神经纤维瘤生物学的关键特征，包括神经依赖性生长及肿瘤微环境的相互作用。本方案支持对肿瘤进展进行动态、实时的监测 通过 生物发光成像，提供了一种可重复且定量评估神经纤维瘤生长的方法。与基因工程小鼠模型（GEMMs）不同，该模型能够实现对肿瘤起始的可控性，并对临床前治疗策略进行精确评估。此外，该模型架起了GEMMs与患者来源异种移植模型之间的桥梁，增强了神经纤维瘤研究的转化相关性。通过为肿瘤与神经相互作用提供一个生理学上相关的研究环境，该模型为探究神经纤维瘤生物学特性及评估潜在治疗干预手段提供了有价值的平台。未来的优化方向，包括整合免疫组分或先进成像技术，可能进一步拓展其在NF1研究中的应用。
引言
1型神经纤维瘤病（NF1）是一种由NF1基因致病性变异引起的遗传性疾病，导致神经纤维瘤蛋白（neurofibromin）功能丧失。神经纤维瘤蛋白是一种关键的肿瘤抑制因子，可下调RAS-丝裂原活化蛋白激酶（MAPK）信号通路1。NF1是一种肿瘤易感综合征2，其主要临床表现涉及神经系统、皮肤和骨骼系统，主要影响神经嵴来源的组织。NF1的一个典型特征是出现称为神经纤维瘤的良性周围神经肿瘤。这些肿瘤主要由携带双等位基因NF1失活（NF1-/-）的雪旺细胞构成3，并包含其他间质成分，如NF1+/-成纤维细胞、束膜细胞、免疫细胞以及细胞外基质成分4。
动物模型对于理解神经纤维瘤的病理生理学以及测试治疗策略至关重要。纯合子小鼠 Nf1 敲除（KO）突变（Nf1-/-死亡 在子宫内; Nf1+/− 小鼠具有可存活性、可育性且易患癌症，与其人类对应体相似5然而，这些动物并不会出现人类NF1疾病的关键特征： Nf1+/− 小鼠既未表现出色素异常，也未出现神经纤维瘤。过去十年中，已建立了多种基因工程小鼠模型（GEMMs），通过条件性基因敲除策略，独立模拟部分症状。一些GEMMs已被开发用于通过条件性失活来诱导神经纤维瘤的形成 Nf1 在施万细胞前体中6,7,8.
尽管这些基因工程小鼠模型（GEMMs）已显著推动了我们对NF1的理解9，但其表型的复杂性和异质性仍需要其他互补的小鼠模型用于治疗性检测。原位异种移植提供了一种有价值的替代方案，它允许将人类细胞直接植入其天然解剖微环境中，从而构建出更具生理相关性的模型。然而，大多数基于异种移植的研究集中于恶性外周神经鞘瘤（MPNSTs）10，这可能是因为神经纤维瘤无法在异位成功移植，从而导致良性肿瘤建模方面存在空白。
本研究描述了一种新型的原位NF1神经纤维瘤模型，该模型通过将永生化的神经纤维瘤来源的人源施万细胞（hTERT NF1 ipNF04.4 CVCL_UI78细胞系）注射至NOD SCID gamma（NSG）免疫缺陷小鼠的坐骨神经内建立。该方法充分利用了神经固有的微环境，可诱导良性肿瘤形成，并可通过生物发光成像（BLI）实现动态监测。
本实验方案旨在：（1）建立一种可重复的NF1原位神经纤维瘤模型；（2）提供一个可靠的临床前研究平台，用于研究肿瘤与神经之间的相互作用，并评估新型治疗方法；（3）通过提供一个介于基因工程小鼠模型（GEMMs）11,12 和患者来源异种移植模型（PDX）13 之间的中间、可控实验系统，弥合二者之间的差距。该模型可在注射后通常5天内实现快速且经济高效的肿瘤形成，无需构建转基因小鼠品系，从而结合了异种移植模型的易操作性与原位移植的解剖学相关性。
这种神经纤维瘤原位细胞系来源的异种移植瘤（CDX）小鼠模型相较于其他方法具有多项优势。与依赖遗传易感性来驱动肿瘤发生的基因工程小鼠模型（GEMMs）不同，该模型可直接控制肿瘤的起始和进展过程。
恶性周围神经鞘瘤（MPNSTs）原位移植方案10已调整并应用于良性神经纤维瘤模型。这标志着NF1转化研究迈出了重要一步，在发现新的治疗靶点和测试创新治疗策略方面具有潜在应用价值。
方案
所有实验程序均经Institut Curie 伦理委员会 CEEA-IC #118（由国家主管部门授予的许可证 #50186）审查和批准，符合国际指南，并由经过培训的人员遵循动物研究伦理指南进行。本研究选用重度免疫缺陷的 NOD SCID gamma（NSG）小鼠（NOD.Cg-Prkdc<scid> Il2rg<tm1Wjl>/SzJ），因其严重的免疫缺陷特性，可有效支持人源细胞的移植。所用试剂和设备列于材料表中。
1. 动物模型和细胞系制备
- 移植前一日使用电动剃须刀对NSG小鼠手术部位进行脱毛，以简化大规模动物群体的手术流程。
- 为防止双侧后肢功能受损，所有实验中每只小鼠仅注射一侧坐骨神经（左侧）。密切观察小鼠是否出现痛苦迹象、体重减轻及运动功能障碍。
- 手术后，将小鼠置于无垫料的笼子中，并放在加热垫上，使其完全恢复，以防止意外吸入垫料。待小鼠完全恢复活动能力且无任何嗜睡迹象后，将其重新送回动物饲养设施。
- 用于异种移植时，使用NF1 ipNF04.4（CVCL_UI78）细胞系，该细胞系为来源于神经纤维瘤病1型（NF1）患者的hTERT永生化人施万细胞系14这些细胞通过慢病毒载体 pLenti CMV Puro LUC（w168-1）稳定转导了 CMV-荧光素酶表达构建体，从而实现长期示踪 通过 使用商业化的荧光素酶检测系统进行生物发光成像。
- 在37 °C、5% CO₂条件下，用添加了5%胎牛血清（FBS）和1%青霉素-链霉素的DMEM培养基培养细胞2将细胞扩增至80%汇合度，以维持最佳生长条件。
- 移植当天，用胰蛋白酶消化细胞（37 °C 下不超过 4 分钟）；计数后重悬于 5 × 103 每只小鼠 4 µL 细胞。
2. 原位异种移植手术操作
- 术前准备
- 在实施麻醉前，彻底消毒操作区域以准备手术台。使用无菌透明薄膜覆盖手术显微镜和照明系统的所有接触表面，并确保所有手术器械均已通过高压灭菌法预先灭菌。
- 手术前30分钟，皮下注射布托啡诺（0.1 mg/kg）对小鼠进行术前镇痛处理，以确保充分的初始镇痛效果。
- 诱导并维持麻醉 通过 腹腔注射氯胺酮（80 mg/kg）和赛拉嗪（15 mg/kg），用无菌生理盐水新鲜配制，根据体重调整剂量（遵循机构批准的方案）。在继续操作前，通过脚趾夹捏反射确认麻醉深度。
- 在整个手术过程中（包括麻醉、移植和恢复阶段），使用加热垫维持体温。
- 滴加润滑液于眼睛以防止角膜干燥。
- 注射操作步骤
- 将小鼠置于右侧卧位，后肢轻轻分开。在开始切口前，用无菌手术巾覆盖手术区域。
- 通过以离心式环形动作多次涂抹聚维酮碘，制备无菌手术区域。
- 切口与解剖：使用精细剪刀沿股骨方向做一小段皮肤切口（约5 mm）。 仔细分离下方的肌肉以暴露坐骨神经：使用精细镊子和显微剪刀轻柔地分开肌层，注意避免损伤血管。坐骨神经位于股骨内侧，呈白色索状结构，据此进行辨认。
- 将细胞悬液储存于1.5 mL离心管中，轻轻弹击管壁以重悬沉降的细胞。取4 µL细胞悬液加入10 µL Hamilton注射器（配备33 G针头，该针头可最大限度减少神经损伤并保持较高的细胞活力），上样。
- 将针头平行于坐骨神经轴线方向插入（以防止穿刺损伤），深度约为 2 mm。 缓慢开始注射以产生压力，使神经与周围鞘膜之间形成间隙。再缓慢将针头推进4到5毫米。然后在回撤针头的同时缓慢注入悬液。注意避免神经受到任何张力或移动。
- 操作过程中避免牵拉坐骨神经，以防造成损伤，且不得使用钳夹。拔针前应等待10-15秒，然后缓慢撤出针头，以最大限度减少反流。
- 注射后，应确保坐骨神经在注射部位出现轻微肿胀，且无渗漏或变色。注射成功的标志是神经外观稳定，无外渗现象。
- 使用不可吸收材料（3-0，30 mm，3/8 c）进行3至4针间断单纯缝合关闭手术切口，以避免手术部位发生炎症。若手术持续时间超过10分钟，皮下注射1 mL乳酸林格液。于当日结束时皮下注射美洛昔康（5 mg/kg）。
- 手术后、麻醉苏醒前，立即使用耳缘打孔或耳标对每只小鼠进行标记，以实现个体唯一识别。
- 将小鼠置于温度可控的环境中恢复，并监测术后并发症。
3. 移植与肿瘤生长监测的生物发光成像
- 为评估移植成功及肿瘤进展，需在多个时间点进行生物发光成像（BLI）。 体内 监测，使用一个 体内 成像系统用于捕获肿瘤细胞表达的萤火虫荧光素酶与其底物D-荧光素素之间酶促反应所发出的光。该方法为可视化和定量肿瘤活性提供了准确手段，有助于深入理解肿瘤随时间变化的动力学特征。
- 在移植后第5、12、19、26、30和33天等特定时间点定量检测生物发光信号（图1通常同时对五只小鼠进行成像，以简化操作流程并确保测量结果的一致性。
4. 成像设置
- 在图像采集期间，使用2%异氟烷麻醉小鼠，并使用IVIS成像仪内置的加热垫。
- 将小鼠以一致的方向固定位置，在腹腔注射D-荧光素钠后10分钟进行成像，注射剂量为每克体重10 µL（储备液浓度：15 mg/mL，溶于PBS，现配并过滤）。
- 使用图像采集软件进行1分钟的图像采集，确保采集过程中无像素饱和。
- 以每秒相对光子数（relative photon counts/s）测量生物发光信号强度。使用以下参数的成像系统：曝光时间：自动；二乘二合并（Binning）：中等；光圈：1.2；视野：12.5 cm；软件：Living Image Software v4.7.3。
- 使用专有软件测量肿瘤区域的光发射，结果以每秒相对光子数表示。采用伪彩色标度可视化生物发光强度，并将其叠加于同步采集的黑白图像上。
5. 植入成功的标准
- 如果小鼠未检测到生物发光信号，或信号随时间减弱，则将其排除。
- 仅纳入在第5天至第12天期间发光信号呈进行性增加的小鼠。
- 按照代表性结果部分所述，采用生物发光成像进行肿瘤监测。
结果
采用上述方法，利用永生化神经纤维瘤来源细胞（ipNF04.4）在NSG小鼠中成功建立了坐骨神经原位肿瘤模型。通过D-荧光素酶成像，在注射后第5天即可清晰观察到肿瘤定位于坐骨神经，并显示出随时间呈指数增长的趋势。在注射的小鼠中，90%（37/41）成功实现了肿瘤移植。在第5、12、19、26、30和33天对肿瘤进展进行了监测（图1A），监测期间未观察到非特异性信号。根据机构指南，在小鼠首次出现痛苦迹象或肿瘤负荷过重时，于第33天实施安乐死。解剖后可见肿瘤在坐骨神经内发育良好且已整合，未见脓肿形成迹象（图1B）。值得注意的是，小鼠在麻醉恢复后立即表现出正常的行走能力。
图1：NSG小鼠坐骨神经原位异种移植的生物发光成像与大体解剖分析。（A）两只NSG小鼠左侧坐骨神经内注射ipNF04.4细胞后的纵向生物发光成像（BLI）。图像分别于注射后第5、12、19、26、30和33天采集，显示同一小鼠随时间推移肿瘤持续生长。生物发光信号强度的增加表明肿瘤在神经微环境中成功植入并不断扩展。（B）移植后第33天坐骨神经的大体观，可见发育良好、整合完整的肿瘤，无脓肿形成迹象。请点击此处查看该图的高清版本。
图 2：该小鼠移植物部位的显微照片，显示肿瘤生长及局灶性浸润。石蜡包埋的组织切片经苏木精和伊红（H&E）染色。展示了三只小鼠典型肿瘤的示例。比例尺：2000 µm。请点击此处查看该图的放大版本。
补充图1：人源肿瘤异种移植实验过程中NSG小鼠（n=15）的代表性体重变化。 未观察到显著的体重下降。请点击此处下载该图。
讨论
在NSG小鼠中成功建立原位神经纤维瘤细胞系来源的异种移植（CDX）模型，代表了NF1研究领域的重要进展，解决了现有模型的关键局限性。本方案证实，人永生化的NF1相关雪旺细胞（ipNF04.4）14,15,16 可高效植入免疫缺陷小鼠的坐骨神经，进而在生理相关的微环境中实现可重复的肿瘤形成。雪旺细胞系的原位异种移植在最初建立人雪旺细胞系的研究中已有提及14,15，本文提供了详细的实验方案。
本方案成功的关键在于对细胞组分和宿主动物的细致准备与监测。在操作过程中，需谨慎管理麻醉，确保小鼠处于适当的麻醉状态，避免产生显著应激。为尽量减少潜在损伤，未使用钳子或镊子牵拉坐骨神经，并格外注意避免对组织造成机械性损伤。利用基于荧光素酶的生物发光成像（BLI）技术，可对肿瘤生长进行无创、长期的纵向监测，获得定量且可重复的数据。该成像策略不仅证实了移植物的存活能力，还可识别肿瘤动态变化的早期异常。小鼠未出现显著的体重下降（补充图1）、运动功能障碍或其他痛苦迹象，表明本方案符合动物福利的伦理原则以及“3R”原则（替代、减少、优化）。
与依赖条件性Nf1失活的GEMMs相比6,7,9，该方法具有若干显著优势。GEMMs需要特定的遗传修饰，但可能无法完全模拟人类神经纤维瘤中复杂的肿瘤-间质相互作用1,17。该模型可实现对人类施万细胞在其天然神经微环境中的直接研究，保留了细胞外在因素4。与GEMMs中肿瘤随时间推移而不可预测地发生不同，异种移植模型可对肿瘤形成实现精确的时间和空间控制。该模型为候选疗法的测试提供了快速且可重复的平台，其中生物发光成像（BLI）可实现对肿瘤进展及治疗反应的实时监测。
此外，这些发现与既往关于恶性周围神经鞘瘤（MPNSTs）的研究结果一致，在这些研究中，原位异种移植已被证明可提高肿瘤模型的保真度5。然而，良性神经纤维瘤面临独特的挑战，因其生长高度依赖于特定的神经相互作用，而传统的皮下移植方法无法重现这一环境6。结果证实，神经内注射为神经纤维瘤的持续发育提供了最佳微环境。
因此，该 体内 该模型可被视为用于临床前治疗测试的GEMMs的一种相关且互补的替代方案。然而，该模型也存在局限性。源自神经纤维瘤的人施万细胞已被永生化，表现出一种肿瘤表型，相较于丛状神经纤维瘤可能更具侵袭性，表现为密集的细胞增殖。图2）。在动物体内未观察到远处播散的证据，也未证实其发生完全恶性转化。仍需进一步研究以明确该细胞表型是否对应于 "中等" 表型类似于非典型神经纤维瘤，如具有未知生物学潜能的非典型神经纤维瘤性肿瘤（ANNUBP）18该模型的另一项关键局限性在于其依赖免疫缺陷型小鼠。NSG小鼠缺乏适应性免疫系统，限制了对免疫-肿瘤相互作用的研究，而这类相互作用 increasingly 被认为是神经纤维瘤生物学中的关键因素7,19,20,21未来改进可引入人源化小鼠模型或采用其他策略，以更准确地模拟该疾病的免疫学特征。此外，尽管利用荧光素酶表达进行肿瘤监测具有高度有效性，但这一方法可能限制本方案在缺乏生物发光成像（BLI）设备的实验条件下的适用性。虽然BLI是一种灵敏且非侵入性的检测手段，但其无法提供关于组织病理学变化的直接信息。结合其他分析方法，如磁共振成像（MRI）或高级组织学技术，可进一步提升对神经纤维瘤进展的表征能力。
为确保肿瘤成功移植，多个操作步骤可能需要优化。注射失败可能是由于针头位置不当或细胞悬液泄漏过多所致。为避免此问题，针头必须小心地平行于坐骨神经插入，并在注射后缓慢拔出。生物发光信号的差异可能源于荧光素剂量不一致或成像时位置未对准。建议统一在注射荧光素后10分钟进行成像，并在所有动物中保持相同的成像设置。如果肿瘤生长差异仍然较大，应在注射前确认细胞活力，并尽量减少操作过程中动物的应激反应。
综上所述，本研究建立了一种新颖且可重复的原位神经纤维瘤异种移植模型，为研究与NF1相关的良性肿瘤提供了一个有效的临床前研究平台。该模型利用处于天然神经微环境中的原代人施万细胞，不仅高度模拟了人类神经纤维瘤的生物学特性，还可实现对肿瘤的实时监测和可控的治疗干预。该模型填补了基因工程小鼠模型（GEMMs）与患者来源模型（PDXs）之间的空白，为神经纤维瘤的研究和治疗开辟了更具临床相关性的新途径。
未来的改进应致力于整合免疫组分，例如人源化小鼠模型，以研究肿瘤微环境的作用6。扩展成像方式，包括磁共振成像（MRI）或正电子发射断层扫描（PET），可为生物发光成像（BLI）提供结构和代谢层面的补充信息22。延长实验时间线对于研究神经纤维瘤的长期发展及潜在的恶性转化风险至关重要。通过弥合基因工程小鼠模型（GEMMs）与患者来源异种移植模型（PDX）之间的差距，该平台增强了神经纤维瘤病1型（NF1）的转化研究，为良性周围神经鞘瘤的治疗创新提供了新的机遇。
披露
作者声明不存在竞争性财务利益
致谢
本工作由以下机构资助： 法国国家癌症研究所 （Inca_18828）。我们感谢由Maryline Favier负责的HistIM平台以及Pierre Sohier的协助。 科钦研究所.
材料
| 姓名 | 公司 | 目录编号 | 评论 |
|---|---|---|---|
| 布托啡诺 | Buprecare | 用于术前镇痛 | |
| 加热垫 | ANIPHY | VI-653246 | 在小鼠手术期间维持正常体温 |
| hTERT NF1 ipNF04.4 (CVCL_UI78) 细胞系 | 应用生物材料 | T0194 | 永生化人NF1基因缺失施万细胞系 |
| 异氟烷 | Iso-Vet | 用于小鼠生物发光成像过程中的麻醉 | |
| IVIS Lumina Series III | Revvity | 用于生物发光成像 | |
| 氯胺酮 | Ketamine 1000 Virbac | 小鼠手术麻醉 | |
| Living Image 软件 | Revvity | 包含在 IVIS 中 | 用于图像采集与定量分析 |
| 荧光素酶检测系统 | Promega | E1500 | 用于BLI检测 |
| 美洛昔康 | METACAM | 非甾体抗炎药（NSAID） | |
| 单丝不可吸收缝线 | ETHILON | F2419H | 缝合切口 |
| 注射器针头 | Hamilton | 自定义 | ga33/12,7毫米/pst4-12° |
| NOD SCID gamma（NSG）小鼠 | 查尔斯河实验室 | 614NSG | |
| pLenti CMV Puro LUC (w168-1) | Addgene | 17477 | 用于表达萤火虫荧光素酶 |
| 聚维酮碘é10% dermal emulsion | Viatris | 330200775 | 用于皮肤消毒的局部抗菌剂 |
| 手术刀片 | FST | 10015-00 | 手术中的皮肤切口 |
| 立体显微镜 L125 | Leica | 用于可视化坐骨神经中的细胞注射位点 | |
| 注射器 10 µl | Hamilton | 1701RN | 用于坐骨神经细胞注射 |
| 赛拉嗪 | Rompun 2% | 小鼠手术麻醉 |
参考文献
- Brems, H., Beert, E., De Ravel, T., Legius, E. Mechanisms in the pathogenesis of malignant tumours in neurofibromatosis type 1. Lancet Oncol. 10 (5), 508-515 (2009).
- Rasmussen, S. A., Friedman, J. M. NF1 gene and neurofibromatosis 1. Am J Epidemiol. 151 (1), 33-40 (2000).
- Gutmann, D. H., et al. Neurofibromatosis type 1. Nat Rev Dis Primers. 3 (1), 17004(2017).
- Mazuelas, H., et al. Modeling iPSC-derived human neurofibroma-like tumors in mice uncovers the heterogeneity of Schwann cells within plexiform neurofibromas. Cell Rep. 38 (7), 110385(2022).
- Jacks, T., et al. Tumour predisposition in mice heterozygous for a targeted mutation in Nf1. Nat Genet. 7 (3), 353-361 (1994).
- Radomska, K. J., et al. Cellular origin, tumor progression, and pathogenic mechanisms of cutaneous neurofibromas revealed by mice with Nf1 knockout in boundary cap cells. Cancer Discov. 9 (1), 130-147 (2019).
- Chen, Z., et al. Spatiotemporal loss of NF1 in Schwann cell lineage leads to different types of cutaneous neurofibroma susceptible to modification by the Hippo pathway. Cancer Discov. 9 (1), 114-129 (2019).
- Wu, J., et al. Plexiform and dermal neurofibromas and pigmentation are caused by Nf1 loss in desert hedgehog-expressing cells. Cancer Cell. 13 (2), 105-116 (2008).
- Li, S., Chen, Z., Le, L. Q. New insights into the neurofibroma tumor cells of origin. Neurooncol Adv. 2 (Suppl 1), i13-i22 (2020).
- Turk, A. N., Byer, S. J., Zinn, K. R., Carroll, S. L. Orthotopic xenografting of human luciferase-tagged malignant peripheral nerve sheath tumor cells for in vivo testing of candidate therapeutic agents. J Vis Exp. (49), e2558(2011).
- Jessen, W. J., et al. MEK inhibition exhibits efficacy in human and mouse neurofibromatosis tumors. J Clin Invest. 123 (1), 340-347 (2013).
- Jousma, E., et al. Preclinical assessments of the MEK inhibitor PD-0325901 in a mouse model of neurofibromatosis type 1: MEK inhibition in neurofibroma. Pediatr Blood Cancer. 62 (10), 1709-1716 (2015).
- Blanchard, Z., Brown, E. A., Ghazaryan, A., Welm, A. L. PDX models for functional precision oncology and discovery science. Nat Rev Cancer. 25, 153-166 (2024).
- Li, H., Chang, L. J., Neubauer, D. R., Muir, D. F., Wallace, M. R. Immortalization of human normal and NF1 neurofibroma Schwann cells. Lab Invest. 96 (10), 1105-1115 (2016).
- Muir, D., Neubauer, D., Lim, I. T., Yachnis, A. T., Wallace, M. R. Tumorigenic properties of neurofibromin-deficient neurofibroma Schwann cells. Am J Pathol. 158 (2), 501-513 (2001).
- Wu, M., Wallace, M. R., Muir, D. Tumorigenic properties of neurofibromin-deficient Schwann cells in culture and as syngrafts in Nf1 knockout mice. J Neurosci Res. 82 (3), 357-367 (2005).
- Rasmussen, S. A., Friedman, J. M. NF1 gene and neurofibromatosis 1. Am J Epidemiol. 151 (1), 33-40 (2000).
- Miettinen, M. M., et al. Histopathologic evaluation of atypical neurofibromatous tumors and their transformation into malignant peripheral nerve sheath tumor in patients with neurofibromatosis 1: A consensus overview. Hum Pathol. 67, 1-10 (2017).
- Pundavela, J., et al. Stimulator of interferon gene facilitates recruitment of effector CD8 T cells that drive neurofibromatosis type 1 nerve tumor initiation and maintenance. Sci Adv. 10 (42), eado6342(2024).
- Fletcher, J. S., Pundavela, J., Ratner, N. After Nf1 loss in Schwann cells, inflammation drives neurofibroma formation. Neurooncol Adv. 2 (Suppl 1), i23-i32 (2020).
- Le, L. Q., Parada, L. F. Tumor microenvironment and neurofibromatosis type I: Connecting the GAPs. Oncogene. 26 (32), 4609-4616 (2007).
- Wu, J. C., Sundaresan, G., Iyer, M., Gambhir, S. S. Non-invasive optical imaging of firefly luciferase reporter gene expression in skeletal muscles of living mice. Mol Ther. 4 (4), 297-306 (2001).
重印与许可
