需要JoVE订阅才能观看此内容。 请登录或开始免费试用

方法文章

CD8+CD103+ 调节性T细胞通过抑制CD4+ T细胞介导的炎症及保护小鼠眼表完整性缓解干眼病

319 次观看

⸱

DOI：

10.3791/69110

⸱

2025年11月21日

 , 
1Department of Ophthalmology, Jinan Second People's Hospital

本文内容

摘要

本文介绍了一种过继性转移CD8+CD103+调节性T细胞的实验方案，旨在通过全面调控致病性CD4+ T细胞反应，缓解由干燥应激诱导的干眼病，作为一种免疫治疗干预手段。

摘要

CD8+CD103+ 调节性T细胞是一类具有特异性免疫抑制功能的细胞亚群，在自身免疫性疾病中已显示出治疗潜力；然而，其在眼表炎症中的作用尚未被探索。本实验方案系统描述了从小鼠干燥应激模型中分离CD8+CD103+ T细胞，并通过过继性转移技术评估其在实验性干眼病中的治疗效果。该方法包括利用磁珠激活细胞分选技术纯化CD8+CD103+ T细胞、标准化诱导干燥应激，以及全面的功能评估，如泪液分泌量测定、角膜屏障通透性检测和炎症介质的分子分析。代表性结果表明，CD8+CD103+ T细胞治疗显著恢复了泪液分泌，保护了结膜杯状细胞数量，并维持了角膜上皮屏障的完整性。该治疗有效抑制基质金属蛋白酶的表达，减少细胞凋亡，并将细胞因子谱由促炎型转变为组织保护型。该方案可显著减少眼组织中CD4+ T细胞的浸润，同时抑制致病性IL-17A和IFN-γ的产生，并提升保护性IL-13的水平。本方法为研究CD8+CD103+ T细胞介导的眼表疾病免疫调节作用提供了可靠的实验框架，并为开发针对干眼病的新型细胞治疗策略奠定了基础性方法学基础。

引言

干眼症（DED）是一种常见且致残性的眼表疾病，已成为一个重要的全球性健康问题，影响全球10%至30%的人口，显著损害患者的生活质量、工作效率和心理健康1,2,3。DED的病理生理机制涉及泪膜不稳定、眼表炎症和神经感觉异常之间的复杂相互作用，这些因素共同导致组织损伤和功能障碍的恶性循环4。在分子层面，泪液高渗是核心致病机制，可触发一系列炎症反应，激活应激反应通路，诱导促炎介质释放，最终破坏眼表微环境的精细稳态平衡5,6,7。

干眼症（DED）的免疫微环境主要由适应性免疫反应主导，其中CD4+ T细胞介导的免疫在协调眼表损伤及维持慢性炎症过程中发挥关键作用8。CD8+ T细胞是眼组织内正常稳态免疫细胞群体的重要组成部分，在生理条件下维持免疫监视和组织完整性9。开创性研究表明，干燥应激（desiccating stress, DS）可激活抗原呈递细胞，进而启动CD4+ T细胞向致病表型分化；当将这些细胞过继转移至T细胞缺陷的裸鼠时，可自主诱导自身免疫性干燥性角结膜炎（KCS），从而重现人类DED的关键特征10,11。

鉴于CD4+ T细胞反应失调在干眼病（DED）发病机制中的核心作用，靶向调控致病性T细胞免疫的治疗策略已成为管理该疾病颇具前景的方法。在此背景下，CD8+调节性T细胞（Tregs），特别是CD8+CD103+亚群，因其在多种自身免疫性和炎症性疾病中表现出强大的免疫抑制能力和组织保护功能而受到广泛关注。这些特化的调节性细胞群通过多种机制调节免疫反应，包括细胞因子介导的抑制、直接的细胞间接触抑制以及对效应淋巴细胞功能的代谢调控12,13,14。整合素αEβ7（CD103）作为一种关键的归巢受体，可促进上皮内淋巴细胞在黏膜组织中的定位，从而使CD8+CD103+ Tregs能够在炎症部位发挥局部免疫调节作用15。

越来越多的证据表明，CD8+CD103+ 调节性T细胞（Tregs）在缓解多种自身免疫性黏膜疾病中的有害免疫反应方面具有重要的治疗潜力16,17,18。这些细胞表现出独特的迁移模式，使其能够优先富集于黏膜部位，在这些部位有效抑制破坏组织的免疫反应，同时促进组织修复与稳态维持。近期研究开始阐明CD8+CD103+ T细胞在眼表免疫中的作用，发现在干眼症（DS）暴露后，这些细胞在颈部淋巴结中数量显著扩增，并具备向结膜组织迁移的能力19,20,21,22。然而，尽管这些发现引人关注，CD8+CD103+ T细胞在干眼病发病机制中的具体功能作用，以及其在调控CD4+ T细胞介导的眼表损伤方面的治疗潜力，目前仍尚未完全明确。

过继性转移 CD8+CD103+ 调节性T细胞相较于传统干眼症（DED）治疗方法（包括人工泪液、抗炎药物和免疫抑制剂）具有显著优势，因其靶向的是潜在的致病性免疫机制，而不仅仅是缓解症状表现23。与广泛抑制免疫功能的全身性免疫抑制疗法不同，基于CD8+CD103+ 调节性T细胞的干预可特异性调控致病性CD4+ T细胞反应，同时保留机体保护性免疫功能24。该策略通过CD103介导的归巢机制，增强了对黏膜组织的靶向特异性，从而补充了现有的细胞治疗手段，例如间充质干细胞应用和CD4+CD25+ 调节性T细胞转移25。

关于CD8+CD103+ T细胞可能通过何种调控机制影响干眼症发病过程的关键知识空白，是开发针对这一致残性疾病的靶向免疫治疗干预措施的重要障碍。此外，调节性T细胞与效应T细胞群体在眼表炎症中的复杂相互作用，需要系统性研究，以识别新的治疗靶点并优化治疗策略。本研究旨在在一个成熟的干眼病小鼠模型中，全面表征CD8+CD103+ T细胞对CD4+ T细胞驱动的致病过程的调控作用。核心方法学创新在于依次分离CD8+CD103+调节性细胞，随后进行过继性转移，并对功能、组织学和分子水平的多种指标进行综合评估，以确立治疗效果并阐明其潜在机制。最终目标是增进我们对眼表免疫应答的理解，并发现可用于管理人类干眼症（DED）的潜在治疗策略。

访问受限。请登录或开始试用以查看此内容。

方案

所有涉及动物的实验操作均严格遵循《视力研究动物使用ARVO声明》的规定，并经济南市第二人民医院实验动物伦理委员会批准。所有操作均尽可能减轻动物痛苦，并依据“3R原则”（替代、减少和优化）尽量减少动物使用数量。

1. 动物准备与实验设计

  1. 从经批准的实验动物机构获取6至8周龄的雌性C57BL/6小鼠（品系编号：027），其健康状况为无特定病原体（SPF）级。
  2. 将动物饲养于受控环境中，利用环境监测系统维持12小时光照-黑暗循环（光照时间06:00–18:00）、温度22 ± 2 °C、相对湿度50–60%。
  3. 在开始实验操作前，让动物适应环境1周，期间自由摄取标准实验室饲料和饮水。
  4. 使用计算机生成的随机化方法将32只小鼠随机分为四组（每组n = 8）：非应激对照组（NS）、单纯干燥应激组（DS）、干燥应激加载体对照组（DS + VC）以及干燥应激联合CD8+CD103+ T细胞处理组（DS + CD8+CD103+）。
    ​注意：每日监测动物是否出现痛苦迹象，例如活动减少或体重减轻超过10%。

2. 干燥应激诱导

  1. 使用前立即用0.2 mL无菌磷酸盐缓冲液（PBS）溶解0.5 mg氢溴酸东莨菪碱，配制成终浓度为2.5 mg/mL的溶液。
  2. 采用27号针头，以0.5 mg/kg体重的剂量（约每20 g小鼠0.04 mL）皮下注射氢溴酸东莨菪碱，每日4次，分别于8:00、12:00、15:00和18:00给药，连续5天。
  3. 设置可调速风扇，通过数字风速计校准，在笼具水平产生15 m/s的标准化气流，形成持续的气流环境。
  4. 使用含有活化硅胶（40级，6–12目）的干燥室将环境湿度维持在40%以下，并利用数字湿度计持续监测环境条件（精度±2%相对湿度）。
  5. 在整个暴露期间，使用精密环境控制系统将温度维持在22 ± 1 °C，并进行持续监测。
  6. 每日两次观察动物是否出现脱水、体重减轻（>15%需排除）或痛苦行为（如过度理毛或活动减少）等表现。

3. CD8+CD103+ T 细胞的分离与纯化

  1. 根据批准的安乐死操作规程，使用二氧化碳窒息法处死此前暴露于干燥应激环境的供体小鼠，随后进行颈椎脱位。
  2. 在生物安全柜中使用无菌器械以无菌操作方式分离脾脏和浅表颈淋巴结，并将组织置于含10%胎牛血清的冰冻RPMI-1640培养基中。
  3. 通过70 µm细胞筛网，使用无菌注射器活塞机械性破坏组织以制备单细胞悬液，随后用含2%胎牛血清和1 mM乙二胺四乙酸（EDTA）的PBS洗涤细胞两次。
  4. 采用磁珠激活细胞分选法，使用与抗CD8抗体偶联的磁性微珠，按照制造商说明书分离CD8+ T细胞。
  5. 采用台盼蓝排斥法（0.4%溶液）评估细胞活力，使用自动细胞计数仪计数活细胞与死细胞，仅使用活力超过95%的样本继续后续操作。
  6. 通过在4 °C避光条件下以1:100稀释度的抗CD103-APC抗体孵育30分钟，富集表达CD103的细胞。
  7. 使用抗别藻蓝蛋白（anti-APC）微珠结合LS柱进行二次磁性分离，按照制造商的操作规程获得CD8+CD103+双阳性细胞。
  8. 通过流式细胞术验证细胞纯度，取部分细胞样本使用抗CD8-FITC和抗CD103-APC抗体染色，确保CD8+CD103+双阳性细胞比例>90%后再进行后续实验。

4. 过继性转移方案

  1. 将细胞以300 × g 离心5分钟，重悬于适量无菌磷酸盐缓冲液中，制备浓度为5 × 106 个细胞/mL的CD8+CD103+ T细胞悬液。
  2. 在干燥应激诱导前第-2天、第0天和第+2天，每只动物腹腔注射200 µL无菌PBS中含有1 × 106 个细胞的细胞悬液，每次注射前需轻柔混匀。
  3. 对照组动物采用相同的注射方案和技术，给予等体积的无菌PBS，以保持实验条件的一致性。
  4. 细胞制备过程中应置于冰上保存，并在分离后2小时内完成转移操作，以维持细胞最佳的存活率和功能状态。
  5. 每次注射时交替选择左、右下腹部作为注射部位，以减少局部炎症反应；注射后持续观察动物24小时，监测是否出现不良反应。

5. 功能评估流程

  1. 泪液分泌量测定
    1. 为避免昼夜节律对泪液分泌的影响，所有测量均应在晚上8:00进行，以保持一致性。
    2. 使用适当的固定装置对小鼠进行轻柔固定，不使用麻醉，以避免干扰正常的泪液分泌机制。
    3. 使用精细镊子将酚红浸渍棉线置于下结膜穹窿处，精确停留15秒。
    4. 在标准荧光照明条件下，立即使用精密数字卡尺（精度±0.01 mm）测量棉线湿润部分的长度。
  2. 角膜屏障功能评估26
    1. 在示踪剂应用过程中，通过吸入2%异氟烷对小鼠进行短暂麻醉，以确保滴加操作的精确性。
    2. 使用带有正向置换吸头的精密移液器，将0.5 µL浓度为50 mg/mL的俄勒冈绿-葡聚糖溶液滴加至角膜中央表面。
    3. 孵育1分钟后，用无菌生理盐水彻底冲洗角膜5次，以去除多余的示踪剂，确保完全清除表面荧光。
    4. 立即使用配备荧光素异硫氰酸盐（FITC）滤光片组（激发波长490 nm，发射波长525 nm）的荧光显微镜，并采用标准化曝光参数拍摄角膜图像。
    5. 使用ImageJ软件对荧光强度进行定量分析，采用一致的感兴趣区域（ROI）选择和背景荧光扣除方法。
      1. 将图像转换为8位灰度图，定义一个标准化的圆形感兴趣区域（ROI），覆盖角膜中央直径3 mm范围。
      2. 测量平均灰度值，扣除从邻近非角膜区域测得的背景荧光，结果以校正总荧光（CTF）表示，计算公式为：CTF = 积分密度 - （ROI面积 × 平均背景荧光强度）22。

6. 组织学处理与分析

  1. 安乐死后立即摘除眼球及周围结构，随后在4%多聚甲醛中固定24小时，或包埋于最佳切割温度（OCT）包埋剂中以制备冷冻切片，确保切片方向正确，便于进行矢状切面切割。
  2. 使用标准化解剖标志（以视神经为参考点）制备连续矢状切面切片（冷冻切片厚度为6 µm，石蜡切片为5 µm），以保证所有样本切片平面的一致性。
  3. 采用标准化操作流程进行过碘酸-希夫（PAS）染色，用于杯状细胞定量分析，并设置适当的阳性与阴性对照。
  4. 进行免疫荧光染色，使用以下一抗：抗MMP-3（1:200）、抗MMP-9（1:100）、抗活化型caspase-3（1:300）、抗活化型caspase-8（1:200）和抗CD4（1:100），于4 °C条件下孵育过夜。
  5. 采用系统抽样方法，按每毫米结膜长度定量杯状细胞数量，每张切片选取五个无重叠的高倍视野进行计数，并对结果取平均值。

7. 分子分析

  1. 使用经过验证的提取方案从结膜和角膜组织混合样本中提取总RNA27。
  2. cDNA合成及定量实时PCR28
    1. 配制逆转录反应体系，每体系包含1 µg总RNA、oligo-dT引物（50 µM）、随机六聚体引物（100 µM）、逆转录酶、反应缓冲液和无核酸酶水，终体积为20 µL。
    2. 将反应体系置于PCR仪中，在37 °C孵育15分钟，以完成第一链cDNA的合成。
    3. 在85 °C加热5秒以灭活逆转录酶，随后冷却至4 °C，并将cDNA储存于-20 °C备用。
    4. 将合成的cDNA用无核酸酶水按1:10比例稀释，作为后续PCR反应的模板。
    5. 配制实时PCR反应体系（终体积20 µL），包含1 µL稀释后的cDNA模板、上下游引物（各0.2 µM终浓度）、SYBR Green预混液和无核酸酶水。
    6. 将样品以每组三个复孔的方式加入96孔光学反应板中，每个引物对均需设置无模板对照孔。
    7. 设置PCR仪程序如下：95 °C预变性10分钟，随后进行40个循环，每个循环包括95 °C变性15秒、60 °C退火30秒、72 °C延伸30秒。
    8. 扩增结束后立即进行溶解曲线分析：95 °C 15秒，60 °C 1分钟，然后以0.3 °C/s的速率逐步升温至95 °C，以确认扩增产物的单一性。
    9. 使用仪器配套软件分析扩增曲线和循环阈值（Ct值），确保所有引物对的扩增效率在90%-110%之间。
    10. 采用2-ΔΔCt法，以GAPDH作为内参基因，对目标基因（IL-17A、IFN-γ、IL-13、MMP-3和MMP-9）的表达水平进行归一化处理。
    11. 所有目标基因和参考基因的引物序列均按照表1中指定的序列使用。
  3. 使用市售ELISA试剂盒，结合适当的标准曲线和质量控制措施，定量检测组织提取物中的细胞因子蛋白水平。

访问受限。请登录或开始试用以查看此内容。

结果

成功实施本方案可通过CD8+CD103+ T细胞介导的免疫调节，全面改善干燥应激诱导的眼表病理变化。阳性结果表明泪液分泌显著恢复，通常可达到非应激对照组的60-80%，而载体处理动物则持续存在泪液分泌不足（图1A）。

有效治疗可使结膜杯状细胞数量维持在接近非应激对照组的水平，杯状细胞密度以每毫米结膜长度标准化计算，PAS染色及定量细胞计数结果证实了这一点（图1B、C）。最佳治疗效果表现为黏膜结构的全面保存，杯状细胞形态典型，PAS染色强阳性，清晰可见。角膜屏障完整性评估显示，治疗后俄勒冈绿葡聚糖的渗透显著减少，荧光强度接近正常水平，而溶剂对照组则持续存在屏障功能障碍（图2A、B）。

访问受限。请登录或开始试用以查看此内容。

讨论

本项研究确立了CD8+CD103+调节性T细胞作为治疗应激诱导的干眼病的有效治疗剂，其作用机制是通过全面调控CD4+ T细胞介导的致病性免疫应答。研究结果表明，过继性转移CD8+CD103+ T细胞可实现对眼表完整性的多方面保护，包括泪液分泌功能的恢复、黏膜结构的维持、上皮屏障功能的保护以及炎症性组织损伤的抑制。

本研究表明，CD8+CD103+ Treg细胞在CD4+ T细胞介导的致病过程中发挥抑制作用，支持了当前关于适应性免疫应答中调控层级在影响眼表的应激反应中不断发展的认识31。研究证实，CD8+CD103+ T细胞治疗可有效减少局部结膜CD4+ T细胞浸润以及引流淋巴结中CD4+ T细胞的系统性扩增，提示这些调节性细胞通过多种互补机制发挥作用。早期研究显示，当将暴露于干燥应激（DS）小鼠的CD8+CD103+ Treg细胞与CD4+ T细胞共同转移至裸鼠受体时，这些调节性细胞能够有效迁移至结膜组织，但对CD4+ T细胞向眼表迁移的影响并不显著19,

访问受限。请登录或开始试用以查看此内容。

披露

作者声明，他们不存在任何可能不恰当地影响本文所述工作的竞争利益，无论是经济利益还是其他方面。

致谢

我们感谢济南第二人民医院实验室工作人员提供的技术支持，以及动物饲养设施人员在整个实验期间为维持最佳饲养条件所做出的努力。

访问受限。请登录或开始试用以查看此内容。

材料

本文使用的材料清单
姓名公司目录编号评论
抗CD103-APC抗体Biolegend克隆号 2E7流式细胞术和细胞分选
抗CD8磁珠Miltenyi Biotec-磁性细胞分离
角膜俄勒冈绿-葡聚糖InvitrogenD7172分子量 70,000
ELISA试剂盒 IFN-γeBioscienceBMS606细胞因子定量
ELISA试剂盒 IL-13eBioscienceBMS6015细胞因子定量
ELISA试剂盒 IL-17AeBioscienceBMS6001细胞因子定量
ImageJ美国国立卫生研究院版本 1.53k
酚红棉线Zone-Quick, Yokota-泪液分泌量测定
氢溴酸东莨菪碱MelonepharmaMB5860毒蕈碱受体拮抗剂

参考文献

  1. Tang, Q., et al. Selective decrease of donor-reactive T(regs) after liver transplantation limits T(reg) therapy for promoting allograft tolerance in humans. Sci Transl Med. 14 (669), eabo2628(2022).
  2. Harrell, C. R., Feulner, L., Djonov, V., Pavlovic, D., Volarevic, V. The molecular mechanisms responsible for tear hyperosmolarity-induced pathological changes in the eyes of dry eye disease patients. Cells. 12 (23), 2755(2023).
  3. Britten-Jones, A. C., et al. Epidemiology and risk factors of dry eye disease: considerations for clinical management. Medicina (Kaunas). 60 (9), 1458(2024).
  4. Bhujbal, S., Rupenthal, I. D., Steven, P., Agarwal, P. Inflammation in dry eye disease-pathogenesis, preclinical animal models, and treatments. J Ocul Pharmacol Ther. 40 (10), 638-658 (2024).
  5. Nieto-Aristizabal, I., Mera, J. J., Giraldo, J. D., Lopez-Arevalo, H., Tobon, G. J. From ocular immune privilege to primary autoimmune diseases of the eye. Autoimmun Rev. 21 (8), 103122(2022).
  6. Sheppard, J., Shen Lee, B., Periman, L. M. Dry eye disease: identification and therapeutic strategies for primary care clinicians and clinical specialists. Ann Med. 55 (1), 241-252 (2023).
  7. Rolando, M., Merayo-Lloves, J. Management strategies for evaporative dry eye disease and future perspective. Curr Eye Res. 47 (6), 813-823 (2022).
  8. Vereertbrugghen, A., et al. CD4+ T cells drive corneal nerve damage but not epitheliopathy in an acute aqueous-deficient dry eye model. Proc Natl Acad Sci U S A. 121 (48), e2407648121(2024).
  9. Yaman, E., et al. Mouse corneal immune cell heterogeneity revealed by single-cell RNA sequencing. Invest Ophthalmol Vis Sci. 65 (12), 29(2024).
  10. Niederkorn, J. Y., et al. Desiccating stress induces T cell-mediated Sjogren's syndrome-like lacrimal keratoconjunctivitis. J Immunol. 176 (7), 3950-3957 (2006).
  11. Ogawa, Y., Takeuchi, T., Tsubota, K. Autoimmune epithelitis and chronic inflammation in Sjogren's syndrome-related dry eye disease. Int J Mol Sci. 22 (21), 11820(2021).
  12. Flippe, L., Bezie, S., Anegon, I., Guillonneau, C. Future prospects for CD8+ regulatory T cells in immune tolerance. Immunol Rev. 292 (1), 209-224 (2019).
  13. Olson, K. E., Mosley, R. L., Gendelman, H. E. The potential for Treg-enhancing therapies in nervous system pathologies. Clin Exp Immunol. 211 (2), 108-121 (2023).
  14. Boonpiyathad, T., Sozener, Z. C., Akdis, M., Akdis, C. A. The role of Treg cell subsets in allergic disease. Asian Pac J Allergy Immunol. 38 (3), 139-149 (2020).
  15. Xu, W., Bergsbaken, T., Edelblum, K. L. The multifunctional nature of CD103 (αEβ7 integrin) signaling in tissue-resident lymphocytes. Am J Physiol Cell Physiol. 323 (4), C1161-C1167 (2022).
  16. Zhang, X., et al. CD8+CD103+ iTregs inhibit chronic graft-versus-host disease with lupus nephritis by the increased expression of CD39. Mol Ther. 27 (11), 1963-1973 (2019).
  17. Liu, Y., et al. Phenotypic and functional characteristic of a newly identified CD8+ Foxp3- CD103+ regulatory T cells. J Mol Cell Biol. 6 (1), 81-92 (2014).
  18. Chen, Q., et al. CD8+ CD103+ iTregs protect against ischemia-reperfusion-induced acute kidney injury by inhibiting pyroptosis. Apoptosis. 29 (9-10), 1709-1722 (2024).
  19. Kaneko, N., et al. Cytotoxic CD8+ T cells may be drivers of tissue destruction in Sjogren's syndrome. Sci Rep. 12 (1), 15427(2022).
  20. Kudryavtsev, I., et al. Circulating CD8+ T cell subsets in primary Sjogren's syndrome. Biomedicines. 11 (10), 2778(2023).
  21. Heidari, M., Noorizadeh, F., Wu, K., Inomata, T., Mashaghi, A. Dry eye disease: emerging approaches to disease analysis and therapy. J Clin Med. 8 (9), 1439(2019).
  22. Ibiayo, A. G., Varinthra, P., Nagarajan, M., Liu, I. Y. Coniferaldehyde reverses 3-nitropropionic acid-induced Huntington's disease pathologies via PKM2 restoration and JAK2/STAT3 inhibition. Mol Med. 31 (1), 271(2025).
  23. Loi, J. K., et al. Corneal tissue-resident memory T cells form a unique immune compartment at the ocular surface. Cell Rep. 39 (8), 110852(2022).
  24. Kennedy-Batalla, R., et al. Treg in inborn errors of immunity: gaps, knowns and future perspectives. Front Immunol. 14, 1278759(2023).
  25. Suffia, I., Reckling, S. K., Salay, G., Belkaid, Y. A role for CD103 in the retention of CD4+CD25+ Treg and control of Leishmania major infection. J Immunol. 174 (9), 5444-5455 (2005).
  26. De Paiva, C. S., et al. IL-17 disrupts corneal barrier following desiccating stress. Mucosal Immunol. 2 (3), 243-253 (2009).
  27. Rio, D. C., Ares, M. Jr, Hannon, G. J., Nilsen, T. W. Purification of RNA using TRIzol (TRI reagent). Cold Spring Harb Protoc. 2010 (6), (2010).
  28. Livak, K. J., Schmittgen, T. D. Analysis of relative gene expression data using real-time quantitative PCR and the 2(−ΔΔC(T)) method. Methods. 25 (4), 402-408 (2001).
  29. Zareh, H., et al. Doxycycline versus curcumin for inhibition of matrix metalloproteinase expression and activity following chemically induced inflammation in corneal cells. J Ophthalmic Vis Res. 19 (3), 273-283 (2024).
  30. Yang, X., et al. IFN-gamma facilitates corneal epithelial cell pyroptosis through the JAK2/STAT1 pathway in dry eye. Invest Ophthalmol Vis Sci. 64 (3), 34(2023).
  31. Lollett, I. V., Galor, A. Dry eye syndrome: developments and lifitegrast in perspective. Clin Ophthalmol. 2018, 125-139 (2018).
  32. Zhang, X., et al. CD8+ cells regulate the T helper-17 response in an experimental murine model of Sjogren syndrome. Mucosal Immunol. 7 (2), 417-427 (2014).
  33. Zhou, H., Yang, J., Tian, J., Wang, S. CD8+ T lymphocytes: crucial players in Sjogren's syndrome. Front Immunol. 11, 602823(2020).
  34. Lu, Z., et al. Rapid and quantitative detection of tear MMP-9 for dry eye patients using a novel silicon nanowire-based biosensor. Biosens Bioelectron. 214, 114498(2022).
  35. Burgalassi, S., et al. Functionalized hyaluronic acid for "in situ" matrix metalloproteinase inhibition: a bioactive material to treat the dry eye syndrome. ACS Macro Lett. 11 (10), 1190-1194 (2022).
  36. Chen, X., et al. Tc17/IL-17A up-regulated the expression of MMP-9 via NF-kappaB pathway in nasal epithelial cells of patients with chronic rhinosinusitis. Front Immunol. 9, 2121(2018).
  37. Alam, J., et al. IL-17 producing lymphocytes cause dry eye and corneal disease with aging in RXRalpha mutant mouse. Front Med (Lausanne). 9, 849990(2022).
  38. Flores-Pliego, A., et al. Matrix metalloproteinase-3 (MMP-3) is an endogenous activator of the MMP-9 secreted by placental leukocytes: implication in human labor. PLoS One. 10 (12), e0145366(2015).
  39. You, Y., et al. Investigation of conjunctival goblet cell and tear MUC5AC protein in patients with Graves' ophthalmopathy. Transl Vis Sci Technol. 12 (10), 19(2023).
  40. Tukler Henriksson, J., Coursey, T. G., Corry, D. B., De Paiva, C. S., Pflugfelder, S. C. IL-13 stimulates proliferation and expression of mucin and immunomodulatory genes in cultured conjunctival goblet cells. Invest Ophthalmol Vis Sci. 56 (8), 4186-4197 (2015).
  41. Fang, Z., et al. Clinical ocular surface characteristics and expression of MUC5AC in diabetics: a population-based study. Eye (Lond). 38 (16), 3145-3152 (2024).
  42. Garcia-Posadas, L., et al. Interaction of IFN-gamma with cholinergic agonists to modulate rat and human goblet cell function. Mucosal Immunol. 9 (1), 206-217 (2016).
  43. Volpe, E. A., et al. Interferon-gamma deficiency protects against aging-related goblet cell loss. Oncotarget. 7 (40), 64605-64614 (2016).
  44. Gustafsson, J. K., Hansson, G. C. Immune regulation of goblet cell and mucus functions in health and disease. Annu Rev Immunol. 43 (1), 169-189 (2025).
  45. Lin, N., et al. Ectoine enhances mucin production via restoring IL-13/IFN-gamma balance in a murine dry eye model. Invest Ophthalmol Vis Sci. 65 (6), 39(2024).
  46. Ogawa, Y., Shimizu, E., Tsubota, K. Interferons and dry eye in Sjogren's syndrome. Int J Mol Sci. 19 (11), 3548(2018).
  47. Zhang, X., et al. Interferon-gamma exacerbates dry eye-induced apoptosis in conjunctiva through dual apoptotic pathways. Invest Ophthalmol Vis Sci. 52 (9), 6279-6285 (2011).
  48. Hassan, M., Elzallat, M., Mohammed, D. M., Balata, M., El-Maadawy, W. H. Exploiting regulatory T cells (Tregs): cutting-edge therapy for autoimmune diseases. Int Immunopharmacol. 155, 114624(2025).

访问受限。请登录或开始试用以查看此内容。

重印与许可

标签

T CD4 T
视频即将推出
联系我们
向图书馆推荐

隐私

使用条款

政策

版权所有 © 2026 MyJoVE Corporation。保留所有权利。