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方法文章

用于评估小鼠供体特异性免疫耐受的免套管缝合式颈部异位心脏移植模型

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DOI：

10.3791/69966

⸱

2026年3月13日

 ,  ,  , 
1Center for Transplantation Sciences, Massachusetts General Hospital

* These authors contributed equally

本文内容

摘要

本方案介绍了一种无需使用套管、基于缝合的鼠类颈部异位心脏移植技术，旨在通过生理条件下最小化异物材料干扰，可靠地植入第二个异位心脏移植物，以评估供体特异性免疫耐受。

摘要

小鼠异位心脏移植是研究同种异体移植物排斥反应和免疫耐受的成熟模型。在耐受性研究中，通常需要植入第二个异位心脏移植物以评估供体特异性，而颈部区域提供了理想的解剖位置。尽管基于套管的技术简化了血管吻合，但这些方法引入了可能促进吻合周围炎症、改变血流动力学并干扰免疫学分析的人工材料。此外，由于基因修饰、免疫抑制治疗、受体高龄或慢性实验条件导致的血管狭窄，可能使套管在小口径血管中的放置在技术上具有挑战性。本文介绍一种无需套管、基于缝合的颈部异位心脏移植技术。该方法避免使用管腔内聚合物，保持生理血流，并减少与血流动力学改变相关的并发症。本方案包括供体和受体血管的精细准备、颈总动脉和外颈静脉的端对端显微吻合、术中通畅性评估以及术后监测策略。通过最大限度减少人工材料的使用并适应小口径血管，这种无套管技术为二次心脏移植建立了生理且可重复的实验平台。该方法可支持在小鼠心脏移植模型中开展严格的供体特异性耐受机制研究。

引言

心脏移植是终末期心力衰竭患者的一种挽救生命的干预措施1接受心脏异体移植的受者需要终身接受免疫抑制治疗以防止排斥反应2尽管采用了免疫抑制治疗，移植物的长期存活仍受到急性和慢性排斥反应的损害，尤其是抗体介导的排斥反应（AMR）和心脏移植物血管病变（CAV）。3此外，这些治疗方案伴随显著的副作用，包括肾毒性、代谢综合征、感染及恶性肿瘤，这些均会降低移植物和患者的存活率2,4这些挑战凸显了实现免疫耐受的紧迫性，即受体的免疫系统在无需长期使用免疫抑制剂的情况下接受供体移植物的状态。5实现耐受性将消除药物相关毒性，降低感染和恶性肿瘤风险，防止慢性同种免疫损伤，并允许停用糖皮质激素，从而改善代谢控制并维持移植物功能。尽管多种耐受策略在动物模型中已显示出前景，包括混合嵌合体、共刺激阻断、调节性细胞输注以及基因靶向方法，但其临床转化仍然有限6,7,8,9一个重要的障碍是需要可靠的 体内 严格检验供体特异性耐受性的模型5.

小鼠异位心脏移植是一种强大且广泛应用的实验模型，用于研究同种异体移植物排斥反应和免疫耐受的机制10,11,12,13,14。由于存在遗传背景明确的小鼠品系和转基因模型，可对参与移植物损伤及免疫调控的免疫通路进行严谨解析9,15,16。在耐受性研究中，通常需要进行第二次异位心脏移植，供体可与原供体匹配或来自第三方，以评估免疫调控的供体特异性13,17,18。颈部区域为此类二次移植提供了理想的解剖位置，具有直接的手术通路，可通过触诊或影像学手段可靠监测移植物状态，并能高效获取组织用于后续的免疫学和组织学分析8,19。这些优势使颈部移植模型在多种移植条件下，特别适用于研究免疫耐受诱导与排斥反应的机制。

在过去三十年中，已有多种采用缝合技术的颈部异位心脏移植方法被报道。早期研究证实，颈部是移植物植入的可行部位，可通过供体血管与受体颈动脉和颈静脉系统之间的端对端缝合吻合，实现直接功能监测20。其他研究团队报道了无需套管的套筒式结构，作为将供体肺动脉或主动脉与颈部血管系统固定的替代方法21。一种新型的基于缝合的端对侧颈部移植模型已被提出，旨在保留受体颈动脉的连续性，并更接近标准腹腔端对侧吻合的几何结构22。这些方法共同凸显了颈部移植位点的灵活性，同时也揭示了在技术复杂性、血流动力学以及吻合界面处异物材料用量之间必须进行的权衡。

在小鼠颈部心脏移植中，一种广泛应用的血管吻合技术是管腔内套管技术23,24,25,26。基于套管的颈部技术通过引入管腔内支架来简化显微血管吻合操作，并提高手术成功率，尤其适用于经验较少的显微外科医生24,25,26。尽管基于套管的方法简化了血管连接的技术难度，但该技术将异物材料引入吻合部位。聚合物的存在可能促进吻合周围炎症反应，改变局部血流动力学，并可能干扰免疫学分析结果27,28。此外，受体血管的狭窄——无论是由于基因修饰小鼠品系、免疫抑制治疗、受体高龄，还是慢性实验条件所致——均可能导致在小口径血管中放置套管面临技术挑战29。

为解决这些局限性，我们开发了一种完全无需套管、基于缝合的颈部异位心脏移植技术。在此模型中，受体颈总动脉与供体升主动脉进行端对端吻合，受体颈外静脉与供体肺动脉干进行端对端吻合，从而为冠状动脉灌注提供直接的流入道和流出道（图1A）。通过尽量减少管腔内合成材料的使用，该方法避免了吻合部位的聚合物与血液直接接触，因此在研究局部免疫和炎症反应时具有概念上的优势。该技术包括对供体和受体血管的精细准备，以及颈总动脉和颈外静脉的端对端显微吻合。此外，还需进行术中通畅性评估和术后监测。在实际应用中，当需要在腹部移植长期存活后测试供体特异性耐受性时，该无套管颈部模型常被用于二次心脏移植，尤其适用于血管管径较小的转基因或免疫抑制小鼠。然而，该技术也要求具备高级显微外科操作技能，并需配备手术显微镜；与颈动脉结扎和受体选择相关的其他局限性将在下文讨论。通过提供可重复的操作平台，该技术不仅提高了二次移植模型的可靠性，也支持了小鼠体系中供体特异性耐受机制的研究。本方案通过将受体颈总动脉与供体升主动脉、受体颈外静脉与供体肺动脉干进行端对端吻合，实现移植物稳定的冠状动脉灌注（图1B）。端对端吻合建立了简洁的流入-流出通路，在本模型中可稳定维持冠状动脉灌注。

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方案

小鼠购自杰克逊实验室。本研究纳入了6至10周龄、首次腹部心脏移植时体重为20至30克的雄性和雌性小鼠。供体和受体小鼠均饲养于马萨诸塞州总医院啮齿类动物设施的无特定病原体（SPF）环境中。所有操作均依照美国国立卫生研究院（NIH）关于实验动物护理和使用的指南，以人道方式实施。所有动物实验均经马萨诸塞州总医院机构动物护理和使用委员会（IACUC）批准并在其监督下进行（方案编号：2020N000125）。材料表列出了本方案中使用的所有试剂、仪器和设备。在启动实验前必须获得IACUC的批准。所有小鼠的饲养和管理均须遵循机构指南及相关法规标准。

1. 动物与仪器的准备

  1. 手术前，将所有器械在压力下暴露于250 °F（121 °C）的饱和蒸汽中20分钟以进行灭菌。所需显微外科器械如图2所示。保护显微外科器械的尖端，避免损坏。一旦发现器械破损或变形，应立即更换，以维持最佳手术成功率。
  2. 受体术前护理
    1. 本方案使用先前已植入腹部异位心脏移植物的小鼠作为受体10,11,12。确认受体小鼠健康，原手术切口已完全愈合且无感染迹象，腹部移植物仍保持搏动。在腹部移植术后第50至100天（POD 50–100）之间进行本次颈段二次移植。仅可使用腹部移植物功能正常的小鼠作为受体，因为本方案为耐受性研究方案8,17。
    2. 受体小鼠在手术前可自由进食和饮水。术前皮下注射缓释布托啡诺（3.25 mg/kg）。术前皮下注射美洛昔康（5–10 mg/kg），术后每12小时给药一次，持续72小时30。
  3. 供体准备
    1. 根据研究设计，选择性别和年龄相匹配的适当品系供体小鼠。在心脏同种异体移植物免疫耐受研究中，供体组可包括同系（与受体相同品系）、同种异体供体（与原腹部心脏移植供体相同品系）以及同种异体第三方供体（与原供体和受体均不同品系）。
    2. 在麻醉前，确认所有供体和受体小鼠的健康状况及适当的适应期。

2. 麻醉

  1. 麻醉诱导与维持
    1. 使用精密挥发器，在诱导室中以1 - 2 L/min的氧气流速，通过4% - 5%异氟烷进行麻醉诱导。通过鼻罩或气管内插管以1% - 2%异氟烷维持麻醉。在小鼠双眼涂抹兽用眼科润滑剂，以防止麻醉期间角膜干燥。
    2. 通过检查足底回缩反射是否消失来确认麻醉深度。将动物置于加热垫上，以在整个操作过程中维持其体温。

3. 供体心脏的获取

  1. 供体处理
    1. 将供体小鼠置于仰卧位，并用胶带固定四肢。去除毛发后，使用10%聚维酮碘和70%异丙醇棉片交替擦拭皮肤三次，以环形方式消毒。
    2. 使用精细剪刀行正中腹切开术，随后行正中胸骨切开术，暴露腹腔和胸腔。用湿润纱布将肠管轻柔地向左侧移位，并在肠管下方放置浸有生理盐水的纱布以保持湿润。
  2. 灌注与供体心脏获取
    1. 准备冷肝素化生理盐水（125 IU/mL），并将0.2–0.3 mL注入0.5 mL注射器中。
    2. 用26–30G针头或导管轻柔地插入股静脉，缓慢在30秒内灌注2–3 mL冷肝素化生理盐水。等待至少1–2分钟，以充分实现肝素化。
    3. 行双侧开胸术，充分暴露心脏。将前胸壁从背侧分离并向上翻起，用针或夹子固定。
    4. 钝性分离升主动脉（AA）与肺动脉干（PT）之间的结缔组织（图3A）。
    5. 用8–0尼龙缝线在靠近心脏处结扎下腔静脉和上腔静脉，并在结扎远端切断血管。尽可能向远端钝性分离肺动脉干。
    6. 用6–0尼龙缝线将左、右肺静脉一起结扎，并在结扎远端切断血管。
    7. 切除心脏，于无名动脉和肺动脉干起始处切断，以保留足够长度的升主动脉。尽可能保留肺动脉干的前壁。修剪升主动脉和肺动脉干，以确保吻合牢固（图3B）。
    8. 将心脏置于盛有冷生理盐水的60 mm细胞培养皿中，通过升主动脉或肺动脉干再灌注额外1 mL冷肝素化生理盐水（125 IU/mL），以冲洗残留血液。避免高压注射，以防心肌水肿或血管损伤。根据需要在冷藏板上修剪血管。
    9. 将心脏置于冰上的冷乳酸林格液中，直至移植。供体心脏最好在冷缺血90分钟内植入，保存时间不应超过120分钟。

4. 受体颈区暴露

  1. 切口与血管分离
    1. 使用精密蒸发器，在诱导室中以1 - 2 L/min的氧气流速和4% - 5%异氟烷诱导麻醉。通过鼻罩或气管插管以1% - 2%异氟烷维持麻醉。通过足底回缩反射消失确认麻醉深度足够。皮下注射0.5 mL温热的生理盐水至受体背部区域，以补充液体。
    2. 将受体置于加热垫上以维持体温。剃除整个颈部区域的毛发。将小鼠仰卧位放置，尾部朝向操作者。用胶带固定头部、四肢和尾部，确保牢固固定但不过度拉伸。每只眼睛滴一滴眼用润滑剂，防止角膜干燥。用无菌手术巾保护切口周围区域。使用10%聚维酮碘和70%异丙醇棉签交替擦拭，以环形方式对颈部皮肤进行三次消毒。
    3. 使用无菌手术刀片在颈部做倒T形纵向皮肤切口，从胸骨延伸至右侧下颌角（补充图1A）。
    4. 钝性游离右侧颈外静脉（EJV），从右胸锁乳突肌内侧至其主要汇合处。电凝并横断EJV的小分支（图4B）。
    5. 分离右侧下颌下 腺叶，并通过电凝将其横断。电凝横断胸锁乳突肌，以暴露右侧颈总动脉（CA）。
    6. 尽可能向上钝性游离右侧CA，至颈动脉分叉上方（图4C）。
    7. 在CA近端放置小型血管夹。在颈动脉分叉水平的CA远端绕置一根10 - 0尼龙结扎线，以阻断血流。为降低血栓形成和缺血相关事件的风险，血流阻断时间不应超过60分钟。
    8. 在CA血管夹水平的EJV近端放置一根10 - 0尼龙结扎线。当EJV扩张后，先前电凝和横断的小分支出血将停止。随着EJV扩张，识别下颌后静脉与耳后静脉的汇合处，并在此汇合处放置小型血管夹以阻断血流。
  2. 血管吻合准备
    1. 使用精细剪刀在结扎线与血管夹之间横断EJV和CA。
    2. 用生理盐水冲洗血管开口，清除血液和血块。在整个移植物植入过程中保持手术区域湿润。

5. 移植物植入

  1. 移植心脏的放置
    1. 将供体心脏移植物倒置放置于受体颈部区域，肺动脉（PT）朝向外侧，升主动脉（AA）朝向内侧。
    2. 用湿润纱布覆盖移植物，仅暴露肺动脉（PT）和升主动脉（AA）。纱布可保护并稳定移植物，同时改善术野视野。
  2. 血管吻合
    1. 采用袖套技术，使用11-0尼龙缝线将供体升主动脉（AA）与受体颈总动脉（CA）行端对端吻合，缝合时将供体AA浅层组织与受体CA进行缝合。避免过度张力（图4D）。
    2. 采用袖套技术，使用11-0尼龙缝线将供体肺动脉（PT）与受体颈外静脉（EJV）行端对端吻合，缝合时将供体PT浅层组织与受体EJV进行缝合。避免过度张力（图4E）。
    3. 移除远端EJV夹闭夹，随后移除近端CA夹闭夹以恢复血流（图4F）。移植物应立即充盈血液，颜色变红，并在1–2分钟内开始收缩（补充视频1）。向移植物滴加数滴37 °C温生理盐水，有助于恢复其收缩功能。
    4. 使用棉签轻轻压迫吻合部位以实现止血。
  3. 皮下囊腔关闭
    1. 将移植物稳妥置于颈部囊腔内，避免血管和气管发生扭转或受压。
    2. 使用6-0可吸收缝线以单纯间断缝合法关闭颈部切口（补充图1B）。手术区域无需包扎，保持开放暴露于空气中。

6. 术后护理与监测

  1. 立即监测
    1. 将动物置于温暖的恢复室中至少1小时，观察是否存在定向障碍、震颤或无法行走等异常行为。
    2. 皮下注射0.3 mL温热的生理盐水以补充液体。将受体动物转移至配有营养凝胶的无菌新笼中。移植后的动物应单独饲养，直至其活动能力和行为恢复正常，方可考虑重新合笼饲养。
    3. 术后72小时内每12小时皮下注射美洛昔康（5 - 10 mg/kg）。手术人员与兽医需在恢复期间定期检查动物状况。在术后7-10天或根据机构规定的时间拆除可吸收缝线。
    4. 若动物出现体重减轻超过>20%、手术部位严重肿胀、感染迹象、精神萎靡或其他痛苦表现，应根据机构指南采用CO₂吸入法实施人道安乐死。

7. 实验终点

  1. 组织采集
    1. 在预定时间点采集移植物，用于组织病理学或免疫学分析。对于流式细胞术和组织病理学，应根据预实验结果，在预计移植物搏动停止前 2 - 3 天采集组织。
    2. 根据研究设计要求，采集移植物、脾脏、淋巴结和血液样本。
  2. 生存分析
    1. 记录移植物存活时间，定义为可触及搏动消失的那一天。在二次颈部心脏移植模型中，将长期存活（耐受）定义为移植后超过 50 天仍持续存在供体移植物搏动，且组织病理学证实无大范围坏死。
    2. 采用 Kaplan-Meier 法绘制移植物生存曲线。

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结果

无袖带颈部异位心脏移植手术的示意图见图1。图1A展示了血管吻合的显微图像，其中供体升主动脉与受体颈总动脉行端对端吻合，供体肺动脉干与受体颈外静脉行端对端吻合。图1B展示了移植物内的血流模式：血液从受体颈总动脉流入供体升主动脉，经冠状动脉灌注心肌后，通过冠状窦回流至右心房和右心室，随后被射入肺动脉干，最终引流至受体颈外静脉。该循环模式模拟了生理性的冠状动脉灌注过程。

该手术所需的显微外科器械和手术装置如图2所示。基本工具包括手术显微镜、显微外科镊子、持针器、精细剪刀、血管夹、便携式电凝器以及10-0或11-0尼龙缝线。

供体获取与移植物制备过程如图3所示。供体小鼠使用异氟烷麻醉后，钝性分离升主动脉（AA）与肺动脉干（PT）之间的结缔组...

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讨论

小鼠心脏移植模型在推动我们对移植免疫学的理解方面发挥了关键作用。自最初的异位腹腔移植模型建立以来，这些系统已被用于表征排斥反应的细胞和分子机制、测试新型免疫抑制方案，并评估供体与受体品系中的基因修饰8,17,31。利用近交系和转基因小鼠的能力，为在受控环境中解析免疫通路提供了独特的机会。来自小鼠模型的研究发现已为大型动物的临床前研究以及早期临床试验提供了重要依据32。在此框架下，小鼠二次心脏移植模型使我们能够直接评估供体特异性耐受性和同种异体免疫记忆反应。本文所述的颈部二次移植模型支持对免疫耐受进行严格检验，免疫耐受被定义为在无需持续免疫抑制的情况下接受同种异体移植物8。耐受性是该领域的核心目标，因为目前的治疗方案虽然对T细胞介导的排斥反应有效，但无法预防抗体介导的排斥反应，且伴随显著的毒性作用33。通过使用与...

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披露

作者声明无竞争利益。

致谢

本研究由美国心脏协会资助项目23CDA1049388（T.J.B.）和美国国立卫生研究院资助项目R01AI143887（L.V.R.）支持。

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材料

本文使用的材料清单
姓名公司目录编号评论
0.5 ml 胰岛素注射器Covidien8881600350皮下注射
0.9% 氯化钠注射液BD1727170103静脉注射
10-0 尼龙缝线AROSurgical InstrumentsT04A10N07-13用于小鼠显微外科手术
11-0 尼龙缝线ETHICON9016G用于小鼠显微外科手术
1 ml 注射器BD309659静脉注射
30G × 1/2 针头BD305106静脉注射
3 ml 注射器BD309657静脉注射
6-0 尼龙缝线ETHICONJ212H用于小鼠显微外科手术
60 mm 细胞培养皿FALCON353002用于移植物保存
彩色铝制器械盒Fine Science Tools20330-04用于小鼠显微外科手术器械的消毒
棉签Fisherbrand14-960-3M止血
Dumont #5 镊子Fine Science Tools11251-20用于小鼠显微外科手术
Ethiqa XR Buprofenor (CIII) VIRX GENERICS86084010030镇痛 
精细剪刀Fine Science Tools15400-12用于小鼠显微外科手术
纱布敷料MEDLINENON25334保护移植物和肠组织
带底座加热灯Braintree ScientificHL-1B术后护理
肝素钠Northstar Rxllc.72603-412-01 静脉注射
异氟烷Baxter Anesthetic & Crit Care1001936060用于麻醉 
异丙醇消毒棉片BD326895手术前皮肤消毒
显微镜Carl Zeiss303294-9903用于小鼠显微外科手术
小型动物毛发修剪器Braintree ScientificCLP-88用于小鼠脱毛
Optixcare Eye Lube PlusAVENTIXOPX-4252手术期间眼部润滑保护剂
Pivetal Alloxate (Meloxicam)PIVETAL21294589镇痛 
便携式电凝仪套装McKesson Argent42295143用于小鼠显微外科手术
Ringer’s 乳酸盐缓冲液Thermo ScientificAAJ67572AP用于移植物保存
小型动物加热垫K&H HM10用于小鼠手术
Transpore 白色手术胶带3M7100115870固定小鼠术中肢体、头部和尾部
血管夹Fine Science Tools00398-02用于小鼠显微外科手术

参考文献

  1. Johnson, M., et al. Heart transplantation in the United States, 1999-2008. Am J Transplantat. 10 (4), 1035-1046 (2010).
  2. Nelson, J., et al. Consensus recommendations for use of maintenance immunosuppression in solid organ transplantation: Endorsed by the American College of Clinical Pharmacy, American Society of Transplantation, and the International Society for Heart and Lung Transplantation. Pharmacother J Human Pharmacol Drug Ther. 42 (8), 599-633 (2022).
  3. Colvin, M. M., et al. Antibody-mediated rejection in cardiac transplantation: Emerging knowledge in diagnosis and management: A scientific statement from the American Heart Association. Circulation. 131 (18), 1608-1639 (2015).
  4. Neuberger, J. M., et al. Practical recommendations for long-term management of modifiable risks in kidney and liver transplant recipients: A guidance report and clinical checklist by the consensus on managing modifiable risk in transplantation (commit) group. Transplantation. 101 (4S), S1-S56 (2017).
  5. Ezekian, B., et al. Contemporary strategies and barriers to transplantation tolerance. Transplantation. 102 (8), 1213-1222 (2018).
  6. Lee, K. M., et al. Tgf-β-producing regulatory b cells induce regulatory t cells and promote transplantation tolerance. Eur J Immunol. 44 (6), 1728-1736 (2014).
  7. Kawai, T., et al. Cd154 blockade for induction of mixed chimerism and prolonged renal allograft survival in nonhuman primates. Am J Transplantat. 4 (9), 1391-1398 (2004).
  8. Borges, T. J., et al. Overexpression of pd-1 on t cells promotes tolerance in cardiac transplantation via icos-dependent mechanisms. JCI Insight. 6 (24), e142909(2021).
  9. Liao, M., et al. Pd-l1 on ex-vivo expanded toll-like-receptor-bregs prevents allograft rejection by breg viability promotion, cd4(+)t effector cell suppression, and tregs induction. Am J Transplant. , (2025).
  10. Liu, F., Kang, S. M. Heterotopic heart transplantation in mice. J Vis Exp. (6), e238(2007).
  11. Plenter, R. J., Grazia, T. J. Murine Heterotop Heart Transplant Tech. J Vis Exp. (89), e51511(2014).
  12. Wang, C., Wang, Z., Allen, R., Bishop, G. A., Sharland, A. F. A modified method for heterotopic mouse heart transplantion. J Vis Exp. (88), e51423(2014).
  13. Yang, C., et al. Kidney-induced systemic tolerance of heart allografts in mice. JCI Insight. 5 (18), e139331(2020).
  14. Yin, D., et al. A half-century of heterotopic heart transplantation in mice: The spearhead of immunology research. Transplantology. 5 (4), 298-311 (2024).
  15. Lee, K. M., et al. Suppression of allograft rejection by regulatory B cells induced via TLR signaling. JCI Insight. 7 (17), e152213(2022).
  16. Liao, M., et al. Marchf1 deficiency attenuates antibody-mediated rejection by modulating b cell responses. Am J Transplantat. 25 (8), S312(2025).
  17. Borges, T. J., et al. The inhibitory receptor siglec-e controls antigen-presenting cell activation and t cell-mediated transplant rejection. Sci Translat Med. 17 (797), eads2694(2025).
  18. Efe, O., et al. A humanized il-2 mutein expands tregs and prolongs transplant survival in preclinical models. J Clin Investigat. 134 (5), e173107(2024).
  19. Mendiola Pla, M., Milano, C. A., Glass, C., Bowles, D. E., Wendell, D. C. Cardiac magnetic resonance imaging characterization of acute rejection in a porcine heterotopic heart transplantation model. Plos one. 19 (6), e0304588(2024).
  20. Chen, Z. H. A technique of cervical heterotopic heart transplantation in mice. Transplantation. 52 (6), 1099-1101 (1991).
  21. Fang, J., et al. A simplified two-stitch sleeve technique for arterial anastomosis of cervical heterotopic cardiac transplantation in mice. Am J Translat Res. 5 (5), 521(2013).
  22. Dun, H., et al. Cervical heterotopic heart transplantation in mice using a novel suture technique. JHLT open. 7, 100164(2025).
  23. Ratschiller, T., et al. Heterotopic cervical heart transplantation in mice. J Vis Exp. (102), e52907(2015).
  24. Mao, X., Xian, P., You, H., Huang, G., Li, J. A modified cuff technique for mouse cervical heterotopic heart transplantation model. J Vis Exp. (180), e63504(2022).
  25. Li, W., et al. Mouse heterotopic cervical cardiac transplantation utilizing vascular cuffs. J Vis Exp. (184), e64089(2022).
  26. Yasuura, K. Simplified mouse cervical heart transplantation using a cuff technique. Transplantation. 51 (4), 896-897 (1991).
  27. Rosendorf, J., et al. Experimental fortification of intestinal anastomoses with nanofibrous materials in a large animal model. Sci Rep. 10 (1), 1134(2020).
  28. Lazar, K. M., Shetty, S., Chilkoti, A., Collier, J. H. Immune-active polymeric materials for the treatment of inflammatory diseases. Curr Opin Colloid Interf Sci. 67, 101726(2023).
  29. Elezaby, A., Dexheimer, R., Sallam, K. Cardiovascular effects of immunosuppression agents. Front Cardiovasc Med. 9, 981838(2022).
  30. Chan, G., Si, C., Nichols, M. R., Kennedy, L. Assessment of the safety and efficacy of pre-emptive use of extended-release buprenorphine for mouse laparotomy. J Am Assoc Lab Animal Sci. 61 (4), 381-387 (2022).
  31. Mendes, D. M., Borges, T., Riella, L. Oral tributyrate promotes treg-mediated immune modulation and prolongs allograft survival in murine transplant models. Am J Transplantat. 25 (8), S243-S244 (2025).
  32. Miller, C. L., Madsen, J. C. Targeting il-6 to prevent cardiac allograft rejection. Am J Transplantat. 22, 12-17 (2022).
  33. Schmitz, R., et al. B cells in transplant tolerance and rejection: Friends or foes. Transpl Int. 33 (1), 30-40 (2020).
  34. Fillinger, M. F., Kerns, D. B., Bruch, D., Reinitz, E. R., Schwartz, R. A. Does the end-to-end venous anastomosis offer a functional advantage over the end-to-side venous anastomosis in high-output arteriovenous grafts. J Vasc Surg. 12 (6), 676-690 (1990).
  35. Ribaudo, J. G., et al. Sutureless vascular anastomotic approaches and their potential impacts. Bioact Mater. 38, 73-94 (2024).
  36. Alghoul, M. S., et al. From simple interrupted to complex spiral: A systematic review of various suture techniques for microvascular anastomoses. Microsurgery. 31 (1), 72-80 (2011).

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