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方法文章

一种采集斑马鱼恶性与非恶性淋巴细胞的新型鳞片活检方法

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DOI：

10.3791/72153

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2026年8月7日

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1Department of Cell Biology, University of Oklahoma Health Sciences Center, 2Division of Pediatric Hematology-Oncology, Department of Pediatrics, Stephenson Cancer Center, 3Department of Microbiology & Immunology, University of Oklahoma Health Sciences Center

本文内容

摘要

一种新型的鳞片活检方法可从活体斑马鱼中收集急性淋巴细胞白血病细胞。结果显示，野生型（WT）斑马鱼鳞片中含有丰富的淋巴细胞，而患有急性淋巴细胞白血病（ALL）的斑马鱼鳞片中淋巴细胞数量显著增加。该技术实现了对表皮正常及恶性淋巴细胞的微创研究。

摘要

斑马鱼（Danio rerio是研究淋巴细胞生成和淋巴样肿瘤的有力模型，因为斑马鱼与人类具有相似的适应性免疫系统，包括B细胞和T细胞。多个 D. rerio T细胞急性淋巴母细胞白血病（T-ALL）模型的建立，包括表达淋巴母细胞特异性人源基因的鱼类模型 MYC (hMYC）。我们报道了 rag2:hMYC 鱼类也会发生B细胞急性淋巴细胞白血病（B-ALL），因此可用于研究两种类型的急性淋巴细胞白血病（ALL）。斑马鱼ALL模型的一个局限性在于，目前尚无可用于对ALL进行系列取样的非致死性方法。为解决这一问题，我们首创了一种新型的“鳞片活检”方法，用于从活体斑马鱼中采集ALL细胞。然而，关于正常斑马鱼鳞片中存在哪些淋巴细胞的知识仍十分有限。因此，为了明确正常表皮淋巴细胞的种类特征，我们对缺乏白血病病变但携带淋巴细胞标记的转基因品系斑马鱼进行了鳞片活检。 rag2:hMYC我们采用常规显微镜和共聚焦显微镜分析鳞片，发现表皮中存在大量淋巴细胞。我们还分析了患有T细胞和B细胞急性淋巴细胞白血病（T-和B-ALL）的鱼类鳞片，结果显示在许多鳞片中，ALL细胞呈融合片状分布，且淋巴细胞数量显著增加。接下来，我们利用荧光激活细胞分选技术（FACS）从鳞片中分离非恶性及ALL淋巴细胞，以进行后续研究 离体 研究。对同一尾鱼的鳞片或其他组织中的急性淋巴细胞白血病（ALL）细胞进行流式细胞术和表达分析显示，鳞片中ALL细胞的基因表达特征与鱼体其他部位的ALL细胞相似。我们还量化了每片鳞片可纯化的正常T细胞、B细胞、T系急性淋巴细胞白血病（T-ALL）和B系急性淋巴细胞白血病（B-ALL）细胞的数量。总体而言，鳞片活检提供了一种非致死性、微创的技术手段，可用于研究斑马鱼表皮淋巴细胞，从而实现 离体 研究，包括恶性样本的分析。

引言

哺乳动物皮肤的屏障功能及其在免疫中的作用已得到确立1,2,3。哺乳动物的淋巴细胞参与皮肤免疫，其中细胞毒性T细胞位于表皮，而B细胞、T细胞和自然杀伤（NK）细胞存在于真皮层1,3,4,5。斑马鱼具有这些淋巴细胞，表达表面免疫球蛋白、T细胞受体、主要组织相容性复合体（MHC）受体、细胞因子及其受体以及其他免疫分子，因此具备大多数哺乳动物的免疫学特征6,7,8,9。近期对斑马鱼皮肤和鳞片的研究揭示了多种皮肤淋巴细胞群体，包括上皮内T细胞和B细胞10,11，以及促进T细胞迁移和抗原监视的淋巴样网络12。硬骨鱼类与哺乳动物淋巴细胞之间的相似性使得D. rerio成为研究淋巴细胞生成、淋巴细胞功能及淋巴系统疾病（包括急性淋巴细胞白血病（ALL））的强大体内模型8,10,13,14,15,16,17,18,19,20。

我们先前的研究表明，T细胞系和B细胞系急性淋巴细胞白血病（T-ALL、B-ALL）均可在转rag2:hMYC基因斑马鱼中发生，这使得该品系成为研究两种类型ALL的有用模型13,15,21,22。斑马鱼（D. rerio）ALL模型的一个主要局限性在于，尤其是在纵向表达研究或药物测试研究中，缺乏从单个个体动物中连续采集ALL样本的方法。以往的方法，例如眶后取血，由于D. rerio体型微小，技术上具有挑战性，使得连续采血十分困难23。因此，大多数研究人员需处死斑马鱼以获取ALL细胞。这在实验室及该领域多数研究中已成为常规做法，但却排除了在活体动物上开展纵向实验的可能性。为克服这一限制，我们近期报道了在斑马鱼鳞片中存在上皮T细胞和B淋巴细胞，并可通过非致死性鳞片活检策略进行采集10。另一项近期研究显示，在斑马鱼体表或相邻鳞片之间存在T细胞储存库12。D. rerio拥有数百片鳞片，且在移除后数天内即可快速再生24。上述发现与特性共同表明，斑马鱼鳞片是无需处死动物即可获取淋巴细胞的来源，从而可在活鱼中开展纵向研究。

本文介绍了一种鳞片活检方法，用于从具有淋巴细胞特异性荧光标记（无论是否患有急性淋巴细胞白血病，ALL）的斑马鱼中收集表皮淋巴细胞。为研究T系细胞，我们使用了已建立良好的lck:GFP斑马鱼品系以及类似的lck:mCherry品系；这两种品系均可标记T细胞和T-ALL细胞10,13,15,20。为研究B系细胞，我们使用了cd79a:GFP和cd79b:GFP转基因斑马鱼，其B细胞和B-ALL细胞带有荧光标记10,13,17。上述每种品系均可通过荧光显微镜观察，并可用于流式细胞术分选纯化细胞13。我们在活检后对鳞片进行检查，获取鳞片中淋巴细胞的高分辨率图像，通过qRT-PCR鉴定表皮淋巴细胞的基因表达，并与同一条鱼其他淋巴组织来源的淋巴细胞进行比较，同时利用流式细胞术/荧光激活细胞分选技术定量每片鳞片中的淋巴细胞数量。综上所述，本方案描述了一种简单且实用的方法，可从活体斑马鱼中获取淋巴细胞，包括在实验过程中对单个个体进行多个时间点的纵向取样。该方法适用于研究斑马鱼淋巴细胞生物学、白血病进展、药物反应，或其他需要对单个斑马鱼进行重复取样的纵向实验设计。本方案使用携带荧光标记淋巴细胞群体的成年转基因斑马鱼建立，并已验证可用于后续多种实验应用，包括荧光显微镜观察、流式细胞术/荧光激活细胞分选、RNA表达分析，以及其他需要活性淋巴细胞的离体（ex vivo）研究。

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方案

所有动物实验程序均经俄克拉荷马大学健康科学中心机构动物护理和使用委员会批准（方案编号：24-028-EAH 和 25-068-EACHIR）。本方案介绍了一种从活体斑马鱼鳞片中分离和分析正常和/或恶性淋巴细胞的方法，并详细说明了这些操作的目的、实施步骤及其基本原理。

警告：MS-222 是一种危险化学品麻醉剂，操作时必须佩戴适当的个人防护装备（PPE），例如实验室手套、护目镜和实验服。MS-222 溶液的处置应符合机构的化学废弃物处理指南。操作针头和镊子时需谨慎，以防锐器损伤。所有生物样本均应视为潜在的生物危害物，并根据机构的生物安全规程处置废弃物。

1. 分选培养基的制备

  1. 在1× RPMI 1640培养基中添加1%胎牛血清（FBS）和1%青霉素/链霉素。
    注：RPMI 1640培养基可维持淋巴细胞在体外（ex vivo）的存活能力。RPMI 1640可用0.9× PBS替代。胎牛血清（FBS）提供促进细胞存活的生长因子。青霉素和链霉素用于限制细菌污染。
  2. 将培养基以500 µL体积分装至1.5 mL微量离心管中，每管用于处理10–20个鳞片。将分装好的培养基管置于冰上保存。

2. 斑马鱼麻醉、荧光显微镜筛选与成像

  1. 根据机构动物护理指南，使用鱼系统中的水配制缓冲的0.02%三卡因甲磺酸盐（MS-222），将D. rerio麻醉。
  2. 待鱼镇静后，将其轻柔地置于细胞培养皿中，加入足量的系统水（含0.02% MS-222），以在后续操作过程中保持湿润。
  3. 使用落射荧光显微镜观察并成像麻醉后的鱼，检测转基因的荧光信号。此步骤用于识别适合活检的荧光鳞片。
    注意：无荧光转基因的品系可通过标准光学显微镜观察。
  4. 利用荧光识别T细胞（lck:GFP 或 lck:mCherry 鱼）或T细胞急性淋巴母细胞白血病（T-ALL）（rag2:hMYC + lck:GFP 或 lck:mCherry 鱼）。在这些品系中，T系细胞荧光明亮；而在lck:GFP和lck:mCherry背景下，B系急性淋巴母细胞白血病（B-ALL）细胞荧光微弱13,15,21。
  5. 对标记B系的cd79a:GFP 或 cd79b:GFP 鱼（无论是否携带 rag2:hMYC）进行筛选，通过GFP信号识别表皮B细胞和/或B-ALL，并选择适合活检的鳞片。
  6. 若需成像，在活检前练习斑马鱼的定位及显微镜参数的调整。
    注意：成像和活检过程需通过0.02% MS-222维持5–7分钟的镇静状态。需持续监测鳃盖运动。若鳃盖运动明显减慢或停止，应立即将鱼转移至不含麻醉剂的系统水中，并终止活检操作。在成像和活检期间，每隔1–2分钟向鱼体表面、鳃盖和鳃部重新施加约50–100 µL含麻醉剂的鱼水，以保持表面湿润。

3. 盾壳采集与制备

  1. 进行活检时，将已麻醉的鱼侧放在细胞培养皿中以固定位置。
  2. 为防止活检过程中鱼体滑动，使用带有直线形或V形切口的湿润海绵，并将其置于细胞培养皿中以托住鱼体。
  3. 或者，可调节系统水位至刚好覆盖细胞培养皿底部（足以保持表面湿润），利用表面张力稳定鱼体。
  4. 在成像和活检过程中，定期向鳃盖和鳃部滴加约50–100 µL用系统水配制的0.02% MS-222，以保持湿润并维持麻醉状态。
  5. 使用落射荧光显微镜进行活检，选择富含淋巴细胞或ALL细胞且荧光强烈的鳞片。
  6. 从单个高荧光区域采集10–20片相邻的鳞片，优先选择位于第一条或第二条水平色素条带内的区域。
    注意：通常一片鳞片即足以用于成像。采集10–20片鳞片通常可从野生型鱼中获得>1,000个淋巴细胞，建议用于后续分析，如流式细胞术和qRT-PCR。
  7. 主手（持针）：使用31号注射针头，将针尖轻轻插入鳞片后缘下方，并向前（即头侧方向）翻转鳞片。每条鱼使用不同的无菌针头。在不同鱼之间清洁镊子；如机构规程要求，需进行灭菌处理。
    注意：相比仅使用镊子，用针抬起鳞片更为理想，因其可提升鳞片以减少表面刮擦，确保鳞片下方脆弱的表皮层仍附着于鳞片表面，这对最大化细胞得率至关重要。
  8. 非主手（持镊）：在用针固定翻起的鳞片位置的同时，用镊子夹住鳞片坚硬的外表面，平稳地将鳞片从其囊袋中拔出。
    注意：鳞片提取部位可能出现轻微出血，通常可自行停止。
  9. 若出现过多出血，可用镊子轻压止血，并用含0.02% MS-222的系统水短暂冲洗。
    注意：在进行下一片鳞片采集前，通常可在数秒内实现止血。
  10. 如需对多个鳞片进行活检，每条鱼采集10–20片鳞片，应从同一水平色素条带内的连续区域逐个取下相邻鳞片，避免从多个身体区域或动物两侧取样。
  11. 依次逐片拔取鳞片，在采集过程中将鳞片保留在镊子尖端，使鳞片内侧面朝上。
  12. 为避免已采集鳞片堆积影响后续操作，应先用针将每片鳞片向前翻起，再于其后缘处用镊子夹取。每采集5片鳞片后，或将镊子尖端无法稳固夹持更多鳞片时，立即将鳞片转移至含有分选培养基的离心管中。
  13. 鳞片采集完成后，应尽快处理样本。立即将鳞片从镊子转移至含有500 µL冰冷分选培养基并置于冰上的1.5 mL离心管中，以维持细胞活性。在采集下一条鱼的样本前，使用70%乙醇对镊子进行去污处理。在整个采集、解离及后续分析过程中，应将每条鱼的鳞片样本分别置于独立的离心管中处理。
  14. 鳞片采集后，立即将鱼转移至不含MS-222的新鲜系统水恢复缸中。
  15. 监测鳃盖运动和游泳行为，直至呼吸和体态恢复正常。在将鱼放回循环系统前，观察活检部位是否有持续出血或痛苦迹象。
  16. 待鱼恢复正常的平衡感和游泳能力后，将其放回原饲养缸中。

4. 细胞解离与过滤

  1. 检查试管底部的鳞片。在解离前，鳞片肉眼清晰可见。使用无菌塑料微量离心管研磨杵，通过施加轻柔且受控的手动压力，持续30–60秒，以解离鳞片。
  2. 采用缓慢的旋转和上下移动动作，释放表皮细胞，同时避免对鳞片造成过度剪切。
  3. 继续解离，直至分选介质明显变浑浊。
    注意：操作成功的标志是介质变得浑浊，表明悬浮液中已释放出高浓度的细胞。
  4. 将匀浆后的样品通过35 µm尼龙网筛过滤，以去除碎片，并制备用于流式细胞术/荧光激活细胞分选的单细胞悬液。
  5. 若初次过滤后仍可见细胞聚集体，应在流式细胞分析前立即用新的35 µm网筛再过滤一次。总过滤次数不得超过2次，以尽量减少细胞损失。

5. 流式细胞术分析

  1. 通过流式细胞术分析样品。
    注意：可在荧光激活细胞分选纯化或RNA提取之前进行流式细胞术，以评估样品组成。
  2. 使用配备488 nm激光器用于GFP检测和561 nm激光器用于mCherry检测的流式细胞仪分析单细胞悬液。
  3. 利用前向散射（FSC）和侧向散射（SSC）参数排除碎片。根据先前描述的淋巴细胞门控10,13,21鉴定淋巴细胞。
  4. 通过单细胞门控（即SSC-面积[SSC-A]对SSC-高度[SSC-H]）参数排除细胞聚集体。
  5. 使用碘化丙啶（PI）或等效的活/死染料评估细胞活力。在后续分析和分选过程中排除PI阳性细胞。
  6. 使用非转基因斑马鱼对照和单色荧光转基因对照建立荧光门控。相对于阴性对照定义GFP阳性和mCherry阳性细胞群。
  7. 导出流式细胞术标准（FCS）文件，并使用流式细胞术分析软件进行数据分析。

6. 荧光激活细胞分选

  1. 为分选细胞，使用配备488 nm和/或561 nm激光器的荧光激活细胞分选仪，用于检测GFP和mCherry。
  2. 在基于荧光的分选前，依次对淋巴细胞（FSC/SSC）、单细胞（SSC-A vs SSC-H）和活细胞（PI阴性）进行设门。
  3. 利用阴性对照样本建立的荧光设门，定义GFPlo、GFPhi和mCherry阳性细胞群。
  4. 将GFPlo、GFPhi和mCherry阳性细胞群分选至含有预冷分选培养基的收集管中。
    注意：在本研究使用的lck:GFP品系中，高GFP（GFPhi）与低GFP（GFPlo）细胞代表不同的淋巴细胞谱系，如先前报道所述10,13,15,21。
  5. 将分选后的样品置于冰上保存，并立即进行后续实验操作，例如RNA提取。

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结果

按照上述步骤，我们通过显微镜对成年斑马鱼进行麻醉并筛选表达荧光的淋巴细胞或急性淋巴细胞白血病（ALL）。野生型（WT）lck:GFP 斑马鱼的荧光主要出现在胸腺区域，而 cd79b:GFP 斑马鱼的荧光则位于头部/鳃部区域，与先前的观察结果一致10（图1A，左）。相比之下，携带T-ALL的双转基因 rag2:hMYC; lck:GFP/lck:mCherry 斑马鱼或携带B-ALL的 rag2:hMYC + cd79b:GFP 斑马鱼在整个体内表现出明亮且弥散的荧光信号（图1A，右），从而提供了大量高荧光强度的鳞片用于活检。

去除后，鳞片仍保持完整，表皮组织附着在其表面。对固定后的鳞片进行常规和共聚焦成像，观察到分散的GFP+ 野生型表皮中的淋巴细胞 lck:GFP 和 ...

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讨论

本方案描述了一种非致死性的鳞片活检方法，用于采集斑马鱼表皮淋巴细胞，包括非恶性淋巴细胞和急性淋巴细胞白血病（ALL）细胞。斑马鱼是研究淋巴细胞生成及淋巴系统恶性肿瘤的成熟模型，但目前大多数获取淋巴细胞的方法均需实施安乐死并进行组织解剖，因而无法对单个动物进行纵向追踪研究8,10,13,15。鳞片是一种实验上易于获取的上皮结构，富含淋巴细胞，并且由于成年斑马鱼拥有数百片鳞片，且在移除后可快速再生10,24，因此可实现多次取样。因此，鳞片活检是一种可行的策略，可用于对淋巴细胞（如白血病负荷）进行系列监测，并为后续检测制备单细胞悬液，同时无需处死实验动物。

实现可重复的高细胞回收率需注意多个关键步骤。首先，充分的麻醉以...

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披露

作者无经济利益冲突。

致谢

感谢Ameera Hasan，M.B.B.S.，Ph.D.和Brashé Wood对本项目的贡献。本研究得到了俄克拉荷马大学健康科学中心（OUHSC）Stephenson癌症中心试点资助计划、俄克拉荷马成人干细胞研究中⼼（OCASCR）、长老会健康基金会团队科学与种子资助计划以及W.J. Jones家族基金会的支持。流式细胞术由OUHSC Stephenson癌症中心分子生物学与细胞分析研究核心完成，该核心获得美国国家癌症研究所（NCI）癌症中心支持资助项目P30 CA225520的支持。本研究部分资金来自美国癌症协会（ACS-POST-BACC-23-1156971-01-DPBACC）。Iman Owens是美国癌症协会本科后"STRONG"项目学者。

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材料

本文使用的材料清单
姓名公司目录编号评论
试剂 &和耗材：
三卡因甲磺酸盐（MS-222）Sigma-AldrichE10521麻醉剂
RPMI 1640 培养基ThermoFisher11875093淋巴细胞存活率培养基
胎牛血清Sigma-AldrichF2442细胞活性检测
青霉素-链霉素ThermoFisher15140122限制细菌污染
70% 乙醇赛默飞世尔科技T038181000对镊子进行灭菌
CellPro 1x PBSVWR104027-280用无菌水稀释至0.9倍
碘化丙啶InvitrogenP1304MMP活细胞/死细胞鉴别用于流式细胞术/荧光激活细胞分选
切割物品 混杂-零件号；尺寸：12 x 12 英寸 35微米滤纸
Lab Pak 03-35/16		Sefar用于细胞分选
参考文献 Burroughs-Garcia, J., Hasan, A., Park, G., Borga, C., Frazer, J. K. 从 lck:Egfp 斑马鱼中分离恶性与非恶性 B 细胞. J Vis Exp. 10.3791/59191 (144), (2019).
滤纸的替代品：EASYstrainer 细胞筛，Greiner Bio-OneGreiner89508-342用于细胞分选
Eppendorf® Flex-Tubes® 微量离心管，1.5 mlEppendorf®20901-551用于细胞分选的微量离心管
UltiCare VetRx U-100 胰岛素注射器 3/10cc 31G x 5/16" 半单位标记UltiCare9436用于鳞片活检
100 x 25 mm 深型培养皿USA Scientific8609-0625用于鳞片活检
Bel-Art® 一次性研杵Bel-Art® BAF199230001用于鳞片解离
E-Z Pik 6件套镊子套装Aven18480EZ用于鳞片活检
康宁® 显微镜载玻片，单侧磨砂，一端磨砂Sigma-AldrichCLS294875X25用于成像
盖玻片Sigma-AldrichC8181用于成像
SlowFade™ 含DAPI的玻璃软封抗荧光淬灭封片剂ThermoFisherS36920用于将鳞片固定在载玻片上
RNeasy Mini Kit Qiagen74104用于RNA提取
设备：
Nikon AZ100 显微镜和 DS-Qi1MC 相机尼康荧光显微镜 &和相机
CFX96 Touch-PCR 系统Bio-Rad3600037
CytoFLEXBeckman-Coulter流式细胞术分析
Leica SP8Leica共聚焦显微镜
软件：
Kaluza 分析软件版本 2.1Beckman-Coulter流式细胞术分析
参考文献 https://www.beckman.com/flow-cytometry/software/kaluza/downloads
LAS-X 软件版本 3.7.4.23463Leica共聚焦显微镜
参考文献 https://www.leica-microsystems.com/products/microscope-software/p/leica-las-x-ls/downloads/

参考文献

  1. Egawa G, Kabashima K. Skin as a peripheral lymphoid organ: revisiting the concept of skin-associated lymphoid tissues. J Invest Dermatol. 2011;131(11):2178–85.
  2. Matejuk A. Skin immunity. Arch Immunol Ther Exp (Warsz). 2018;66(1):45–54.
  3. Zhang C, Merana GR, Harris-Tryon T, Scharschmidt TC. Skin immunity: dissecting the complex biology of our body's outer barrier. Mucosal Immunol. 2022;15(4):551–61.
  4. Kupper TS, Fuhlbrigge RC. Immune surveillance in the skin: mechanisms and clinical consequences. Nat Rev Immunol. 2004;4(3):211–22.
  5. Lafouresse F, Groom JR. A task force against local inflammation and cancer: lymphocyte trafficking to and within the skin. Front Immunol. 2018;9:2454. doi:10.3389/fimmu.2018.02454
  6. Danilova N, Bussmann J, Jekosch K, Steiner LA. The immunoglobulin heavy-chain locus in zebrafish: identification and expression of a previously unknown isotype, immunoglobulin Z. Nat Immunol. 2005;6(3):295–302.
  7. Hansen JD, Landis ED, Phillips RB. Discovery of a unique Ig heavy-chain isotype (IgT) in rainbow trout: implications for a distinctive B cell developmental pathway in teleost fish. Proc Natl Acad Sci U S A. 2005;102(19):6919–24.
  8. Page DM, et al. An evolutionarily conserved program of B-cell development and activation in zebrafish. Blood. 2013;122(8)–e11.
  9. Sunyer JO. Evolutionary and functional relationships of B cells from fish and mammals: insights into their novel roles in phagocytosis and presentation of particulate antigen. Infect Disord Drug Targets. 2012;12(3):200–12.
  10. Park G, et al. Diverse epithelial lymphocytes in zebrafish revealed using a novel scale biopsy method. J Immunol. 2024;213(12):1902–14.
  11. Zhou Q, et al. Cross-organ single-cell transcriptome profiling reveals macrophage and dendritic cell heterogeneity in zebrafish. Cell Rep. 2023;42(7):112793. doi:10.1016/j.celrep.2023.112793
  12. Robertson TF, et al. A tessellated lymphoid network provides whole-body T cell surveillance in zebrafish. Proc Natl Acad Sci U S A. 2023;120(20). doi:10.1073/pnas.2301137120
  13. Park G, et al. Zebrafish B cell acute lymphoblastic leukemia: new findings in an old model. Oncotarget. 2020;11(15):1292–305.
  14. Ferrero G, et al. The macrophage-expressed gene (mpeg) 1 identifies a subpopulation of B cells in the adult zebrafish. J Leukoc Biol. 2020;107(3):431–43.
  15. Borga C, et al. Simultaneous B and T cell acute lymphoblastic leukemias in zebrafish driven by transgenic MYC: implications for oncogenesis and lymphopoiesis. Leukemia. 2019;33(2):333–47.
  16. Tian Y, et al. The first wave of T lymphopoiesis in zebrafish arises from aorta endothelium independent of hematopoietic stem cells. J Exp Med. 2017;214(11):3347–60.
  17. Liu X, et al. Zebrafish B cell development without a pre-B cell stage, revealed by CD79 fluorescence reporter transgenes. J Immunol. 2017;199(5):1706–15.
  18. Wan F, et al. Characterization of gamma delta T cells from zebrafish provides insights into their important role in adaptive humoral immunity. Front Immunol. 2016;7:675. doi:10.3389/fimmu.2016.00675
  19. Moore FE, et al. Single-cell transcriptional analysis of normal, aberrant, and malignant hematopoiesis in zebrafish. J Exp Med. 2016;213(6):979–92.
  20. Langenau DM, et al. In vivo tracking of T cell development, ablation, and engraftment in transgenic zebrafish. Proc Natl Acad Sci U S A. 2004;101(19):7369–74.
  21. Burroughs-Garcia J, et al. Isolating malignant and non-malignant B cells from lck zebrafish. J Vis Exp. 2019;(144):59191. https://www.jove.com/t/59191/isolating-malignant-and-non-malignant-b-cells-from-lckegfp-zebrafish
  22. Borga C, et al. Molecularly distinct models of zebrafish Myc-induced B cell leukemia. Leukemia. 2019;33(2):559–62.
  23. Pugach EK, Li P, White R, Zon L. Retro-orbital injection in adult zebrafish. J Vis Exp. 2009;(34):1645. https://www.jove.com/t/1645/retro-orbital-injection-in-adult-zebrafish
  24. Iwasaki M, Kuroda J, Kawakami K, Wada H. Epidermal regulation of bone morphogenesis through the development and regeneration of osteoblasts in the zebrafish scale. Dev Biol. 2018;437(2):105–19.
  25. Traver D, et al. Transplantation and in vivo imaging of multilineage engraftment in zebrafish bloodless mutants. Nat Immunol. 2003;4(12):1238–46.

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