Name: 快速，灵敏的胶体考马斯亮G - 250染色蛋白聚丙烯酰胺凝胶 (视频) | JoVE Journal
Uploaded: 2009-08-03T00:00:00.000+00:00
Duration: 10 min 57 s
Description: 学习改良型胶体考马斯亮蓝G-250染色方案，用于聚丙烯酰胺凝胶中纳克级蛋白质的高灵敏度检测。该方法可在2小时内完成染色，适用于凝胶蛋白质组学的分析研究。

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我们感谢 Nicola Wiethölter 博士在 1-D 凝胶的制备与染色方面所做的工作。
本工作由德国研究基金会（Deutsche Forschungsgemeinschaft，项目编号 GRK 1089/项目 5，资助对象 ND 和 SM）的资助项目提供经费，并得到于尔根·曼乔特基金会（Jürgen Manchot Stiftung）向 ND 提供的研究奖学金支持。

第一部分：采用杯上样法的二维（2-D）凝胶电泳
<ol>
<li>IPG胶条重水合与等电聚焦（IEF）
<ul>
<li>使用Immobilin DryStrip重水合托盘，将pH 6-11的Immobilin DryStrip凝胶（7 cm）在125 μl重水合溶液[7 M尿素、2 M硫脲、4% CHAPS、50 mM羟乙基二硫化物和2% IPG缓冲液pH 6-11]中重水合至少10小时。</li>
<li>将沉淀的蛋白质样品溶解于等电聚焦样品缓冲液[7 M尿素、2 M硫脲、2% CHAPS、2% ASB-14、50 mM羟乙基二硫化物和2% IPG缓冲液pH 6-11]中，使每100 μl溶液含60–100 μg蛋白质。</li>
<li>室温下溶解至少30分钟后，通过阳极杯上样法使用上样杯加入蛋白样品。上样杯体积为100 μl（多通道上样杯最多可容纳150 μl）。 注意：若在聚焦程序开始时加入一个低电压步骤，并在杯中仍有液膜时重新加样，可上样更多样品！</li>
<li>在Multiphor II电泳仪中以梯度模式进行等电聚焦，总电压时间为11.1 kVh。</li>
</ul>
</li>
<li>平衡与SDS-PAGE
<ul>
<li>等电聚焦完成后，将IPG胶条分别在平衡缓冲液[50 mM Tris-HCl/pH 8.8、6 M尿素、30%甘油和2% SDS]中加入1%二硫苏糖醇（还原）和2.5%碘乙酰胺（烷基化），在摇床上各孵育15分钟。</li>
<li>用H2O冲洗平衡后的胶条，并用Whatman滤纸吸干以去除多余的平衡缓冲液。随后将胶条浸入SDS电泳缓冲液（1X）中。</li>
<li>第二向电泳采用垂直电泳系统进行SDS-PAGE，分离胶总丙烯酰胺浓度为12%。将平衡好的IPG胶条置于分离胶顶部，并用含溴酚蓝的热琼脂糖溶液[0.5%琼脂糖溶于电泳缓冲液]固定。</li>
<li>蛋白质电泳时间为2.5小时，初始电压80 V持续15分钟，随后升至120 V，直至染料前沿迁移至凝胶板底部。</li>
</ul>
</li>
</ol>
第2部分：使用CBB G-250进行胶体考马斯亮蓝染色
1. 染色液的配制 注意：配制染色液时，请使用高纯度试剂，例如分析纯（p.a.）级别的化学试剂，以及高纯度水，如 Millipore 系统制备的超纯水（Milli-Q 水）。
<table border="0">
<tbody>
<tr>
<td colspan="2">考马斯亮蓝溶液：</td>
<td>加 H2O 至 2000 ml</td>
</tr>
<tr>
<td>0.02 % (w/v)</td>
<td>CBB G-250</td>
<td>0.4 g</td>
</tr>
<tr>
<td>5 % (w/v)</td>
<td>硫酸铝-(14-18)-水合物</td>
<td>100 g</td>
</tr>
<tr>
<td>10 % (v/v)</td>
<td>乙醇 (96%)</td>
<td>200 ml</td>
</tr>
<tr>
<td>2 % (v/v)</td>
<td>正磷酸 (85 %)</td>
<td>47 ml</td>
</tr>
</tbody>
</table>
注意：配制染色液时，必须按照以下顺序依次加入各组分：
<ol>
<li>首先将硫酸铝溶解于 Milli-Q 水中</li>
<li>然后加入乙醇，均质化，并将 CBB G-250 加入溶液中</li>
<li>一旦溶液完全溶解，立即加入磷酸（将酸加入醇类介质中可使考马斯亮蓝分子聚集形成胶体状态）</li>
<li>最后用 Milli-Q 水定容</li>
</ol>
注意：最终染色液呈深绿色偏蓝色外观，并含有大量悬浮的颗粒：
<ul>
<li>切勿过滤此溶液！</li>
<li>如果改变制备顺序，将得到一种更偏紫蓝色且灵敏度较低的溶液。</li>
</ul>
<table border="0">
<tbody>
<tr>
<td colspan="2">脱色液：</td>
<td>加至 2000 ml H2O</td>
</tr>
<tr>
<td>10 % (v/v)</td>
<td>乙醇 (96 %)</td>
<td>200 ml</td>
</tr>
<tr>
<td>2 % (v/v)</td>
<td>正磷酸 (85 %)</td>
<td>47 ml</td>
</tr>
</tbody>
</table>
2. 染色步骤
<ul>
<li>第二维分离后，小心地将凝胶从玻璃板上取下，并转移至装有Milli-Q水的染色皿中。</li>
<li>在水平摇床上用Milli-Q水洗涤凝胶三次，每次10分钟（洗涤不充分会导致灵敏度降低，因为残留的SDS会干扰染料与蛋白质的结合）。</li>
<li>使用前充分振荡考马斯亮蓝溶液，以均匀分散其中的胶体颗粒。</li>
<li>将凝胶完全浸没于考马斯亮蓝溶液中，在摇床上振荡孵育2–12小时。该染色过程背景较低，因此可在孵育过程中观察染色进展。 注意：约10分钟后可观察到蛋白质斑点开始出现，孵育2小时内染色程度可达最大值的约80%。若需接近100%的染色效果，建议过夜孵育。在某些情况下，当待染蛋白质含量较高且染色液变为明亮的蓝色时，需更换新的染色液。</li>
<li>染色完成后，倒掉考马斯亮蓝溶液，并用Milli-Q水冲洗凝胶两次。 注意：只要溶液中仍有颗粒存在，即可重复使用该染色液；否则应予以废弃（请注意，您的实验室可能对废液处理有特殊规定）。</li>
<li>用无绒纸巾清除染色皿中附着的染料颗粒，然后脱色10–60分钟。 注意：也可仅用Milli-Q水洗涤凝胶，但我们仅建议对制备型凝胶采用此法，因为这样会在凝胶表面残留不均匀且微弱的考马斯亮蓝薄膜，可能在扫描过程中产生干扰。</li>
<li>最后用Milli-Q水冲洗凝胶两次：凝胶将恢复至原始厚度（醇-酸介质会使凝胶收缩），并在水中中和，进一步增强考马斯亮蓝的显色强度。</li>
</ul>
第3部分：代表性结果
如果按照上述方案操作，您将在二维凝胶上获得清晰分辨且染色良好的深蓝色蛋白质点。即使与按照 Shevchenko et al.5 所述方法进行银染的二维凝胶相比——该方案声称具有良好的灵敏度和与质谱分析的兼容性——我们仍能达到同等的染色效果。
<img src="/files/ftp_upload/1431/fig1.jpg" alt="Figure 1" /> 图1： 上述实验的最终结果。Kang的考马斯亮蓝染色方案（A）的效果与Shevchenko的银染方法相当出色 等 （B）用于二维凝胶电泳后蛋白质的检测。
第4部分：技巧与提示
<ul>
<li>在处理您自己的样品之前，先进行一些测试性染色。由于某些无法解释的原因，我们有时发现即使上样量达到毫克级，目标蛋白仍无法成功检测到。在这种情况下，我们建议制备一系列稀释样品以测试检测灵敏度。</li>
<li>如果总体上蛋白质在凝胶中的检测信号较弱，可能的原因是在SDS-PAGE过程中蛋白质未能成功从浓缩胶转移至分离胶。您可以通过对整块凝胶（包括浓缩胶区域）进行染色来检查是否存在此类“粘滞”蛋白。</li>
<li>为了快速验证等电聚焦结果，可直接对IPG胶条进行染色，无需进行第二向分离。</li>
<li>染色过程中应不时翻转凝胶，使其两面均匀着色（若不移动凝胶，染料仅会结合到凝胶的一侧）。</li>
<li>我们发现将染色液储存于避光瓶中可延长其使用寿命（在透明瓶中最多可保存4个月）。</li>
<li>染色并成像记录后，可将凝胶置于冰箱中保存数年（若加入酸性溶液，可避免真菌污染）。</li>
<li>用于胰蛋白酶消化的凝胶切片的脱色过程可通过在金属浴加热器中加热而加速。</li>
</ul>

<ol><li>Fazekas de St Groth, S., Webster, S. R. G., Datyner, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Two+new+staining+procedures+for+quantitative+estimation+of+proteins+on+electrophoretic+strips%5BTitle%5D)+AND+%22Biochim.+Biophys.+Acta%22%5BJournal%5D)">Two new staining procedures for quantitative estimation of proteins on electrophoretic strips.</a> Biochim. Biophys. Acta. 71, 377-391 (1963).</li>
<li>Neuhoff, V., Arold, N., Taube, D., Ehrhardt, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Improved+staining+of+proteins+in+polyacrylamide+gels+including+isoelectric+focusing+gels+with+clear+background+at+nanogram+sensitivity+using+Coomassie+Brilliant+Blue+G-250+and+R-250%5BTitle%5D)+AND+%22Electrophoresis%22%5BJournal%5D)">Improved staining of proteins in polyacrylamide gels including isoelectric focusing gels with clear background at nanogram sensitivity using Coomassie Brilliant Blue G-250 and R-250.</a> Electrophoresis. 9, 255-262 (1988).</li>
<li>Candiano, G., Bruschi, M., Musante, L., Santucci, L., Ghiggeri, G. M., Carnemolla, B., Orecchia, P., Zardi, L., Rigetti, P. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Blue+Silver%3A+A+very+sensitive+colloidal+Coomassie+G-250+staining+for+proteome+analysis%5BTitle%5D)+AND+%22Electrophoresis%22%5BJournal%5D)">Blue Silver: A very sensitive colloidal Coomassie G-250 staining for proteome analysis.</a> Electrophoresis. 25, 1327-1333 (2004).</li>
<li>Kang, D., Gho, S. G., Suh, M., Kang, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Highly+Sensitive+and+Fast+Protein+Detection+with+Coomassie+Brilliant+Blue+in+Sodium+Dodecyl+Sulfate-Polyacrylamide+Gel+Electrophoresis%5BTitle%5D)+AND+%22Bull.+Korean+Chem.+Soc%22%5BJournal%5D)">Highly Sensitive and Fast Protein Detection with Coomassie Brilliant Blue in Sodium Dodecyl Sulfate-Polyacrylamide Gel Electrophoresis.</a> Bull. Korean Chem. Soc. 11, 1511-1512 (2002).</li>
<li>Shevchenko, A., Wilm, M., Vorm, O., Mann, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mass+spectrometric+sequencing+of+proteins+silver-stained+polyacrylamide+gels%5BTitle%5D)+AND+%22Anal.+Chem%22%5BJournal%5D)">Mass spectrometric sequencing of proteins silver-stained polyacrylamide gels.</a> Anal. Chem. 68, 850-858 (1996).</li>
</ol>

我无任何披露事项。

是创新，还是又一种考马斯亮蓝实验方案？
目前，考马斯亮蓝染色存在多种实验方案。其中大多数方案均源自Neuhoff及其同事提出的一种常用方案的若干小或大范围修改2。Kang的方案也是基于Neuhoff公式的衍生方法。但这种方法是否确实是蛋白质组学研究中一种有效的考马斯亮蓝染色替代方法？我们将从检测灵敏度和实用性两个主要方面进行阐述，以证明该方案相较于其他考马斯亮蓝染色方法，甚至相较于银染和荧光染色，都具有显著优势。
焦点一：检测限
在Kang的研究中，他们检测到了每条带低至1 ng的多种标记蛋白（图2）。但根据我们的观点，每条带4-8 ng的检测限更符合实际操作情况（表1）。他们进一步讨论了与两种方法相关的更高灵敏度：一种是使用含磷酸、硫酸铵和甲醇的胶体考马斯亮蓝G-250（CBB G-250）染色法，另一种是Amersham Pharmacia Biotechnology公司的酸性银染法（Silver Stain Plus Kit）...

<table><tbody><tr><td>Immobiline DryStrip 干胶条</td><td>GE Healthcare</td><td>17-6001-94</td><td>即使超过有效期 2 年仍可使用。</td></tr><tr><td>Immobiline DryStrip 再水化托盘</td><td>GE Healthcare</td><td>80-6371-84</td><td>切勿使用有机溶剂清洗。适用于 7–18 cm 的 IPG 胶条。</td></tr><tr><td>Immobiline DryStrip 试剂盒</td><td>GE Healthcare</td><td>18-1004-30</td><td>包含托盘、电极架、阳极和阴极电极、对齐装置、加样梳和样品杯。</td></tr><tr><td>EPS 3501 XL 电源</td><td>GE Healthcare</td><td>18-1130-05</td><td>可提供最高 3500 V 的电压。</td></tr><tr><td>Multiphor II 电泳仪</td><td>GE Healthcare</td><td>18-1018-06</td><td>可移动电极支持所有长度（7–24 cm IPG 胶条）的等电聚焦电泳。</td></tr><tr><td>PerfectBlue 双板凝胶系统 Twin S</td><td>Peqlab</td><td>45-1010-C</td><td>用于 10×10 cm 小型凝胶格式的 SDS-PAGE。凝胶槽配有冷却系统。</td></tr><tr><td>带盖染色皿</td><td>VWR international</td><td>216-3412</td><td>适用于小型凝胶。可在摇床上堆叠使用。</td></tr><tr><td>硫酸铝十八水合物</td><td>Merck &amp;amp; Co., Inc.</td><td>1.01102.5000</td><td>我们使用 Merck 产品效果最佳。仅提供 5 kg 包装。</td></tr><tr><td>正磷酸</td><td>Prolabo</td><td>20 624.295</td><td>以玻璃瓶装出售。</td></tr></tbody></table>

聚丙烯酰胺凝胶中蛋白质的快速高灵敏度胶体考马斯亮蓝g-250染色法

Fast and Sensitive Colloidal Coomassie G-250 Staining for Proteins in Polyacrylamide Gels

考马斯亮蓝（Coomassie Brilliant Blue, CBB）是一种常用于SDS-PAGE分离蛋白质后进行显色的染料，具有操作简便和定量性高的优点。此外，它完全兼容质谱法进行蛋白质鉴定。然而，尽管具备这些优势，CBB的灵敏度被认为低于银染或荧光染色，因此在基于凝胶的分析性蛋白质组学研究中较少用于蛋白质的检测。
为了提高考马斯亮蓝（CBB）染色的灵敏度，研究人员对最初的考马斯亮蓝染色方案1进行了多项改进。其中两项主要修改通过将染料分子转化为胶体颗粒，增强了对低丰度蛋白质的检测能力：1988年，Neuhoff 及其同事在基于CBB G-250的染色液中加入了20%甲醇和更高浓度的硫酸铵2；2004年，Candiano 等. 建立了Blue Silver染色法，该方法在硫酸铵和甲醇存在下，将CBB G-250与磷酸结合使用3。然而，这些改进方法最多仅能检测到约10 ng的蛋白质。2002年，Kang 等. 发表了一种在科学界未广泛传播的胶体考马斯亮蓝染色方案，他们针对络合物质对Neuhoff的胶体CBB染色法进行了修改：用硫酸铝替代硫酸铵，并以毒性较低的乙醇取代甲醇4。Kang研究中提出的新型铝基染色法表现出更高的灵敏度，最低可检测到每条带1 ng的蛋白质（磷酸化酶b），且不同蛋白质之间的灵敏度差异较小。
本文展示了Kang氏快速灵敏胶体考马斯亮蓝染色法在蛋白质分析中的应用。我们将以本课题组常规制备的二维凝胶为例，说明该方法的快速且简便的操作流程。

本视频将推广一种基于 Kang 方法的胶体考马斯亮蓝 G-250 染色方案 等 用于检测凝胶中平均4 ng的蛋白质。染色在2小时内完成，且无需费力。我们常规采用Kang的方案进行基于凝胶的蛋白质组学分析。

聚丙烯酰胺凝胶中蛋白质的快速高灵敏度胶体考马斯亮蓝G-250染色法

考马斯亮蓝（Coomassie Brilliant Blue, CBB）是一种常用于SDS-PAGE分离蛋白质后进行蛋白显色的染料，具有操作简便的染色步骤和……

在本视频中，我们将展示一种改良的考马斯亮蓝染色法在检测聚丙烯酰胺凝胶中数纳克蛋白时的强大性能。以双向凝胶电泳为例，在进行第一向分离之前，固定化 pH 梯度胶条在变性缓冲条件下进行水化。在胶条过夜再水化后，通过阳极杯上样法加载蛋白质样品。在聚焦过程中，蛋白质根据其等电点进行分离。第二维分离通过SDS聚丙烯酰胺凝胶电泳（SDS-PAGE）完成。然后将凝胶转移至染色皿中，并通过考马斯亮蓝染色法检测蛋白质。大家好，我是来自奥洛尔大学生物医学研究中心萨比娜·梅卡实验室的Nadine de Bala。今天我将向大家介绍一种根据坎甘同事所述并不广为人知的方法：考马斯亮蓝是一种常用于电泳分离后蛋白质可视化染色的染料，但通常被认为在比较蛋白质组学中应用性较差。然而，考马斯胶体染色在灵敏度、成本和实用性方面具有更优越的特性。在本实验室，我们几乎将K染色法用于所有基于凝胶的常规实验，尤其是在分析蛋白质组学中用于确定心肌蛋白质表达的变化。我将演示如何利用该方法检测双向电泳凝胶碱性pH范围内心肌蛋白质。那么我们开始吧。首先，二维凝胶电泳的第一维是等电聚焦（IEF），该分析过程使用固定化pH梯度胶条（IPG胶条）。在等电聚焦（IEF）之前，使用IM Mobilly干胶条溶胀托盘，将四根IPG胶条分别在125微升再水化溶液中单独再水化，时间至少为10小时，直至IPG胶条充分水化并准备好用于蛋白样品上样。来自四种不同心脏制备样品的三氯乙酸（TCA）沉淀蛋白样品溶解于IEF样品缓冲液中，蛋白浓度为每100微升含100微克蛋白。蛋白样品的溶解需在室温下涡旋振荡至少30分钟。同时，准备 IM Molene 干胶条试剂盒的其他组分，以在多功能四通道电泳仪中进行等电聚焦电泳。首先将冷却装置的温度设置为 20 摄氏度，在冷却板上加入三到四毫升覆盖液，并将 Immobilien 干胶条槽放置于其上，红色电极接口朝向阳极。向 Immobilien 干胶条槽中倒入约 10 毫升覆盖油，并将 Immobilien 干胶条校准器凹槽面朝上放置于覆油的槽中。接下来，从复水托盘中取出复水后的胶条，并将其胶面朝上转移至对齐槽的凹槽中。胶条的酸性端应朝向阳极。最后，所有胶条应使其阳极端边缘对齐。将饱和了蒸馏水的电极条横向放置在胶条两端，确保电极条至少部分接触胶面。最后，将电极置于电极条上，使彩色标记朝向相应的电子触点。将样品杯条置于固定化干胶条托盘的阳极附近，并在每根IPG胶条上方放置一个样品杯。轻轻按压样品杯，确保其与IPG胶条充分接触。向槽内倒入70至80毫升的覆盖油，以浸没IPG胶条。注意避免油渗入样品杯中。如果油渗入样品杯中，需用移液器将其移除，并再次调整样品杯。最后，加入约150毫升覆盖油，完全覆盖样品杯。现在通过移液器将蛋白质样品加至覆盖液液面以下的样品杯中。杯的体积为100 µL。待所有蛋白质样品加入后，连接所有导线。将多四单元连接至电源，以梯度模式进行等电聚焦，总聚焦量为11.1 kV·h。等电聚焦完成后，将IPG胶条放入托盘中，胶面朝上，在平衡过程中进行还原和烷基化处理。进行还原时，每根胶条使用 2.5 毫升 1% DTT 平衡溶液。之后振荡 15 分钟，然后完全更换 DTT 溶液，并在 2.5% 碘乙酰胺平衡溶液中对胶条进行烷基化处理，同时继续振荡 15 分钟。将平衡后的胶条在盛有水的烧杯中漂洗一次，并将其轻轻印在滤纸上，以去除多余的平衡缓冲液。接下来，将胶条转移至一种 XSDS 运行缓冲液中。此时，胶条中的蛋白质已准备好进行二维凝胶电泳的第二向分离。第二向分离通过垂直电泳系统上的 SDS-PAGE 进行。在使用前一天制备适量的厚度为1毫米、浓度为12%的聚丙烯酰胺凝胶，并用湿纸覆盖保存。室温下，将平衡好的IPG胶条置于分离胶顶部，并用温热的琼脂糖溶液固定；随后进行蛋白质分离，电泳条件为：起始80伏电泳15分钟，之后升至120伏，持续电泳2.5小时，直至染料前沿迁移至凝胶板底部。在蛋白质通过SDS凝胶电泳分离的同时，准备用于凝胶的考马斯亮蓝胶体染色溶液。配制染色液时，必须严格按照以下顺序依次加入各组分。首先，将100克硫酸铝溶解于约1.5升的Milli-Q水中，在烧杯中搅拌。待硫酸铝完全溶解后，加入200毫升乙醇混匀，然后向溶液中加入0.4克考马斯亮蓝G-250。当CBB G 250完全溶解后，加入47毫升正磷酸。此步骤可使考马斯分子聚集形成胶体状态。最后，加入超纯水至终体积为2升。最终的悬液中会含有游动的颗粒。请勿过滤此溶液。染色液也可预先配制，并避光保存至使用前。当 SDS 胶电泳完成后，小心地将凝胶从玻璃板中取出，并转移至盛有 Milli Q 水的染色皿中。将装有凝胶的染色皿置于水平摇床上，摇动 10 分钟。重复洗涤两次，每次约5到10分钟。使用新鲜的milli cube水充分洗涤凝胶非常重要，因为凝胶上残留的SDS会干扰染料与蛋白质的结合，导致灵敏度降低。第三次洗涤结束后，将培养皿中的水倒出。凝胶现已准备好进行染色。首先，摇匀Kumasi溶液以均匀分散其中的胶体颗粒，然后加入足量溶液覆盖凝胶。将含有 Kumasi 溶液的培养皿盖好，置于摇床中振荡 2 至 12 小时。10 分钟后，即可观察到首批蛋白质点的出现。在孵育两小时之内可完成80%至100%的染色。但我们建议过夜孵育，以达到接近100%的染色效果。染色完成后，移除Kamasi溶液，并用Milli-Q水将凝胶冲洗两次。洗涤凝胶后，使用无绒纸巾从染色皿上清除残留的染料颗粒。向凝胶中加入脱色液，并在摇床中孵育10至60分钟。最后，用Milli-Q水将凝胶洗涤两次。凝胶将恢复其原始厚度，且考马斯染色的颜色强度也会增强。如果遵循本实验方案，您的二维凝胶应能清晰分辨，并呈现出深蓝色的蛋白质条带。我们对二维凝胶进行考马斯染色的结果与银染结果相当。根据Chenko等人报道的方案，该方法具有高灵敏度，并且与质谱技术兼容。以二维凝胶电泳为例，我们刚刚向您展示了考马斯亮蓝染色的快速、简便和高灵敏特性。在聚丙烯酰胺凝胶中检测蛋白质时，染色过程可在两小时内完成。该实验操作本身所需工作量很小。最后但同样重要的是，您或许能够检测到低至一纳克的蛋白质。因此，该方案无疑是基于凝胶的蛋白质组学非标记方法的一种良好替代选择。使用该持续性实验步骤时，务必使用分析级试剂和最高纯度的水。此外，将各组分依次加入染色液是制备过程中的关键步骤。最后，电泳分离后，切勿忘记彻底清洗凝胶中残留的 SDES。否则，你的凝胶上将看不到任何条带。以上就是全部内容。感谢观看，祝你的实验顺利成功。

fast-sensitive-colloidal-coomassie-g-250-staining-for-proteins

Research

科研

JoVE Journal

Biology

生物学

快速，灵敏的胶体考马斯亮G - 250染色蛋白聚丙烯酰胺凝胶

通过电泳方法分离后，凝胶中的蛋白质可通过多种染色方法进行检测。本视频展示了使用考马斯亮蓝、银染法、SYPRO Orange 和 SYPRO Ruby...

凝胶中蛋白质的染色

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使用不含有机溶剂和乙酸的考马斯亮蓝G-250对凝胶中的蛋白质进行染色

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