一个可逆的，非侵入性方法，气道阻力测量和支气管肺泡灌洗小鼠流体取样

在开始此程序之前，miser 用腹膜内注射 tomate 进行麻醉。然后将动物放在桌子上，并将 20 号导管口服插入气管。将插管小鼠置于机械呼吸机上，并在尾静脉开始静脉输液管。

然后将小鼠封闭在连接到两个压力传感器的啮齿动物 SIGGRAPH 中。电子设备可以在乙酰胆碱攻击期间连续测量呼吸系统阻力。断开呼吸机和静脉导管后，将气管导管推进到左肺，注射生理盐水进行灌洗，并通过导管抽出。

嗨，我是来自贝勒医学院医学系的 Simone Phar。今天，我们将向您展示小鼠的经口插管，以便可以重复收集气道力学和支气管绒状液。我们使用该程序来研究实验性过敏性疾病，这是哮喘的实验模型，该程序也可以适用于其他应用。

那么让我们开始吧。为了开始这个程序，通过腹膜内注射每公斤 48 毫克的食物对小鼠进行深度麻醉。然后将鼠标放入柔光型盒子中以保持平静。

可以使用覆盖有布帘的干净鼠笼 5 到 10 分钟后，通过捏住脚趾确认动物已完全麻醉，然后将其置于卧位。腹侧朝上放在调整成 45 度角的小桌子上。为了将受试者固定到位，插入一根橡皮筋 ENC，在顶排牙齿后面环绕桌子。

应使用加热灯，用右手为鼠标保持温暖。使用镊子夹住、伸展和抬起舌头。然后轻轻插入左手握住的金属压舌板。

这将允许气道畅通无阻，并可以看到声带以进行插管。接下来，通过血管导管插入一根直径为 0.8 毫米的光纤线，该光纤线连接到光源，并将其伸出尖端 10 毫米。用左手研究压板时，用右手引导光纤线的照明端穿过口腔和咽部，直到看到声带。

然后在直接观察下，并在声带最大张开时计时，将线穿过移动的声带并进入气管。现在将血管导管穿过光纤线进入气管，直到导管尖端位于tra气管的中部。对于 17 至 22 克的小鼠，这相当于 10 毫米的导管段留在口腔外。

取下光纤线以确认插管成功。观察规律的深呼吸，在拇指阻塞连接器后立即终止。降低体积描记器台，直到它与工作台平行，然后将受试者旋转 180 度，直到它面向通风口。

在连接到呼吸机之前，将动物侧翻。固定气密连接并启动呼吸机。当看到 raso 腹部偏移稍后与呼吸机同步时，进一步确认插管成功。

要为静脉输液管准备针头，请从注射器连接器上取下一根 10 毫米 27 号针头，并在中点弯曲 90 度，使斜面朝向角度。将非斜面端连接到通向 IV 注射端口的 PE 10 管。防止可能致命的空气栓塞。

通过 1 毫升注射器用 37 摄氏度 0.9% 氯化钠吹扫管路和针头。进样口由一根 27 号针头组成，该针头穿过钻入 15 毫升离心管盖上的孔。盖子充满盐水，使针头的末端不断浸没，从而降低了空气夹带在针头中并静脉注射的可能性。

将针对准尾巴的尾部末端。平行于侧脉并越过侧脉。在引导针头的同时，将针头稍微滑入皮肤下方。

颅骨沿静脉长度，皮下推至弯曲处。要确认静脉注射成功，请轻轻拉动注射器柱塞。您应该会看到血液回流到 IV 管中。

此外，在向尾静脉注射 50 至 100 微升生理盐水后，应有畅通无阻的静脉输液管流过。从装置中取出加热灯后，将受试者包裹在等离子体图中，并用四个夹子将其固定为气密性。移除加热灯对于防止等离子体照室中的空气加热并可能改变呼吸系统阻力或 RRS 的后续测量值很重要，呼吸系统阻力或 RRS 是通过商的连续定量来确定的。

在肺容量相等的点上，气道压力随气流的变化或 δ P 随 V 的变化。Delta P 是通过使用连接到气管血管导管 V 的压力传感器来确定的，血浆移植体积随时间的差异由前置放大器模块计算。在建立稳定的基线后，RRS 通过静脉注射在一秒钟内连续注射五剂浓度递增的乙酰胆碱氯化物或 CH。

在 RRS 恢复到基线时给予每个后续剂量，直到气道阻力增加 200%。从尾静脉中取出静脉输液器，并断开鼠标与呼吸机的连接。通过将气管插管保持在适当的位置来保持气道通畅，确保鼠标已恢复自主呼吸。

如果没有，可以通过轻轻按摩胸部来促进呼吸。一旦小鼠恢复自主呼吸，将其与气管插管一起转移到用 100% 氧气净化并用加热灯保持在 37 摄氏度的腔室中。气管插管必须保持在原位，直到动物醒来，以防止乙酰胆碱诱导的唾液分泌过多导致窒息相关死亡。

只有当小鼠充分恢复其咽反射时，才能收集支气管肺泡灌洗液或 BAL 液，这应该在恢复室中更换时约 20 分钟发生。为了评估咽反射，轻轻地向内和向外滑动血管导管，明显的咳嗽或挣扎表明咽反射已恢复收集 BAL 液体。将一根连续弯曲约 30 度的金属插管导丝插入血管导管中，该导丝连续弯曲约 30 度，指向肺左叶。

将 G 线和血管导管一起推进到肺的左叶中，使排除的导管枢纽仅超出门牙 1 毫米。确保 G 线的尖端没有穿过血管导管的开口端。为避免气管撕裂伤或破裂，同时保持血管导管就位，在抽出注射器柱塞后立即通过 1 毫升注射器将 300 微升无菌 PBS pH 7.4 冲洗到左肺中。

要产生负压，请缓慢取出血管导管，同时强烈按摩肺部。预计 BAL 返回量为 100 至 200 μL。立即将灌洗鼠标放回 37 摄氏度、100% 氧气室。

将动物放在左侧，直到完全恢复约 20 分钟，然后将其放回笼子中。我们在这里展示了气道阻力测量的代表性结果，气道高反应性定义为与第四剂五种过敏原攻击后产生的初始值相比，在任何乙酰胆碱剂量下 RRS 值显着升高。然而，在第六次激发后观察到更大的气道高反应性，并且反应性没有进一步增加。

在第七次激发时，RRS 值从基线值增加三倍后停止 CH 给药，剂量进一步增加，否则导致致命的支气管痉挛。小鼠反复鼻内用载体攻击而不会产生气道高反应性，并且在所有剂量的 CH 下给予 RRS 测量值与基线值没有显着差异，如这些代表性的实时 RRS 追踪所示，来自幼稚和六倍过敏原攻击小鼠在出现稳健的 A HR 之前接受连续静脉注射剂量的 CH。过敏原诱导的气道优势细胞带是中性粒细胞，类似于 HR 的趋势。然而，嗜酸性粒细胞增多症随着过敏原的反复攻击而逐渐加强，嗜酸性粒细胞成为 BAL 液中数量上占主导地位的细胞类型。在第六次攻击后，中性粒细胞数量显着下降。

对照 PBS 攻击小鼠。气道阻力测量值也未随时间发生显著变化。在这些小鼠中也观察到中性粒细胞中巨噬细胞增强，但嗜酸性粒细胞募集到 BAL 液中，没有嗜酸性粒细胞募集到中，类似于在仅接受重复 BAL 液体采样的小鼠中观察到的变化。

因此，我们刚刚向您展示了如何对小鼠进行可逆性插管并进入静脉导管以收集气道生理学数据和支气管肺泡大液体。在对活体动物执行这些技术之前，必须分别练习和完善每种技术。关于动物。

严格和温和的处理是必不可少的，并且必须始终执行严格的无菌技术。就是这样。感谢您的观看，祝您的实验好运。