Name: 固定体积或固定压力:失血性休克的小鼠模型 (视频) | JoVE Journal
Uploaded: 2011-06-06T12:00:00.000+00:00
Duration: 16 min 31 s
Description: 了解小鼠失血性休克模型的手术操作流程，通过血管插管诱导低血容量性休克并监测生理参数变化。该方法可用于研究创伤后免疫功能与器官功能变化，为创伤医学研究提供可控的实验平台。

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资助来源/编号 分子生物学与出血性休克 GM053789

1. 仪器和手术区域准备：
1. 仪器准备。
所有外科手术均采用无菌技术进行。使用手术蓝色垫巾和无菌手术巾。所有材料和器械在使用前均经过灭菌处理。6-0 缝线、棉签、纱布、双公头三通阀及器械均通过高压蒸汽灭菌。换能器、PE-50 和 PE-10 导管采用环氧乙烷灭菌。所有三通阀、注射器和针头均以无菌状态提供。
将6-0缝线剪成1英寸长的片段（每只动物6段），并放入小型灭菌袋中。棉签、4×4纱布块以及双公头三通旋塞阀被放入小型或中型灭菌袋中，并进行高压灭菌。我们的手术器械每天晚上都进行高压灭菌消毒。手术后使用抗菌皂和自来水清洗器械，然后放置在干净的手术蓝色垫上自然晾干。随后小心地将器械装入灭菌袋中，进行灭菌处理，以备次日使用。
由于换能器和导管含有塑料部件，必须使用气体（即环氧乙烷）进行灭菌。将PE-10导管切成5英寸长的片段，放入小型灭菌袋中。将PE-50导管切成18英寸长的片段，放入中型灭菌袋中。
2. 手术区域。
在准备手术区域时，首先打开加热珠灭菌器，确保其温度升至适宜范围——300–350°F，然后才能开始手术操作。接着，在用酒精擦拭过的实验台面上铺放手术蓝色垫巾：一张置于显微镜下方，另一张放在循环加热垫上，血压分析仪位于该加热垫处。将无菌手术敷料覆盖在两块手术蓝色垫巾上。取一个不锈钢器械托盘，加入约占其容积1/3的70%酒精，用量应足以浸没所有手术器械。另取一张无菌手术敷料，放置在显微镜旁，将所有无菌器械、缝线、纱布和导管放置于此无菌区域上。打开无菌器械和缝线时需小心谨慎，避免因触碰而造成污染。建议在进行此准备工作时佩戴无菌手套。
2. 机械装置与操作步骤：
1. 导管装置设置。 
为了建立用于测量血压的右后肢小鼠导管，首先戴上无菌手套。然后从已灭菌的包装袋中取出无菌PE-10导管。用拇指和食指捏住导管中段，两指之间留出约一英寸的距离。轻轻拉伸该段导管，使其直径略微变细，以利于导管插入。拉伸后，使用无菌剪刀将导管剪成两半。原本5英寸长的导管现在应分为两段，每段长约2½英寸。务必对拉伸过的一端进行斜面处理。
*切勿过度倾斜斜面边缘，否则可能因刺穿血管壁的底侧而增加离开管腔的风险。
将30G针头插入导管的钝性未拉伸端。取一支无菌的1cc注射器和一个三通阀。使用酒精棉片对装有肝素化生理盐水溶液（0.1ml肝素/9.9ml生理盐水）的10ml无菌小瓶顶部进行消毒。用肝素溶液抽取0.6–0.7cc注入注射器中。将30G针头和导管连接到三通阀上与雄性接头正对的一端。用肝素溶液充满三通阀、30G针头和PE-10导管。务必彻底排除系统中的所有气泡。最有效的除气方法是利用重力：将针头朝下，使导管自然垂向实验台面。轻弹针座，气泡便会浮至肝素溶液顶部。将30G针头从三通阀上取下，并排出气泡。将三通阀内的液体回抽至1cc注射器中，以清除可能滞留在三通阀内的气泡，然后重新将导管连接至三通阀。此时注射器内应保留约1cc的液体。小鼠在插管时将接受约0.05cc该混合液（用于冲洗导管以保持通畅），相当于每只小鼠约1单位肝素。将制备完成的导管置于无菌手术巾上，与手术器械放在一起。
建立小鼠左后肢导管时，遵循上述相同步骤，但无需使用三通旋塞阀。左后肢用于采血，因此不需要三通旋塞阀。另取一支无菌1 cc注射器，吸入0.15–0.2 cc肝素化生理盐水混合液。将30G针头和PE-10导管直接连接到1 cc注射器上。用该溶液充满左后肢导管系统。同样需排除此系统中的气泡。将制备完成的导管连同无菌器械一起放置于无菌敷料区域。
2. 换能器设置。
将无菌换能器根据Micro-Med公司的规格连接至Digi-Med BPA 400分析仪。在换能器两端各连接一个三通阀。用10 mL注射器抽取乳酸林格液（LR），并将其连接至带有三通阀的一端，使换能器平放于实验台面上。将23G针头插入一段预先裁剪并已灭菌的18英寸PE-50导管的两端。将PE-50导管的一端连接至装有10 mL注射器的三通阀上。用乳酸林格液灌注三通阀和PE-50导管系统。务必按照前文所述方法彻底排除系统中的所有气泡。重新将三通阀连接至换能器，并用乳酸林格液灌注换能器及两端导管nd 三通连接LR。最后，将金属公-公鲁尔锁止旋塞接头连接到PE-50管路的23G针头上，用于连接小鼠右后肢导管。 
*工作过程中，换能器内必须始终保持有液体。 
*根据Micro-med的规程进行校准和调零操作。
3. 手术与实验步骤：
1. 手术操作。
首先，通过腹腔注射戊巴比妥钠（Nembutol）（70 mg/kg，1:10 稀释）。操作步骤如下：首先用手指捏住小鼠尾巴根部（最靠近身体的一端），将其从小鼠笼中提起。接着，在仍握住尾巴的同时，将动物放置在笼子顶部。用拇指和中指分别夹住小鼠颈背部皮肤，位置位于前肢后方两侧。用食指将头颈部皮肤向后拉至颈背部，以固定头部。随后，将小鼠尾巴缠绕并夹在无名指与小指之间，同时用无名指按压小鼠脊柱的腰部区域。小鼠通常在5分钟内进入睡眠状态。待动物麻醉后，将其仰卧位放置于金属手术板上。采用松环胶带法固定动物，即将胶带剪成细条，松松地缠绕在每只前肢的足掌下方，以及每只后肢的足掌下方。然后将胶带自身粘合，并将多余部分固定在手术板上。此方法可使小鼠四肢保持更自然的解剖位置。随后使用Oster A5电动剪（40号刀头）剃除小鼠腹部及腹股沟区域的毛发。取一块4×4纱布浸透聚维酮碘溶液，擦拭手术区域以确保无菌。
固定并消毒后，将含有1 cc异氟烷的鼻罩置于小鼠鼻部数秒，随后进行初次切口。鼻罩由一个装有纱布的50 cc锥形管制成，管底部切去一半，形成可供小鼠鼻部安放的空间，且不与组织接触。将一个盖子（组织储存容器的底部）套在50 cc锥形管的末端，以防止异氟烷蒸气逸出。当动物的呼吸开始减慢时，在皮肤上沿左侧腹内斜肌和左侧腹横肌方向做一长约4–5 mm的小切口。随后解剖股静脉和股动脉。注意不要损伤周围肌肉或触碰神经。开始解剖时，用杜蒙镊夹住腹部连接处的脂肪组织，将其从腹斜肌和腹横肌上分离，并拉离肌壁。然后用另一把杜蒙镊沿腹肌进行钝性分离，逐步剥离筋膜和脂肪组织。在此层脂肪组织下方，即为股静脉、股动脉以及股神经。
*务必避免损伤股四头肌的股中间肌、股内侧肌和股外侧肌，以及股直肌。实际上无需抓取或甚至触碰这些肌肉。 
*切勿触碰股神经
通过抓取紧邻神经的脂肪组织，将其分离。将该组织从静脉和动脉处向外侧牵拉，神经会随之被牵出，因为神经嵌于该组织内。当神经被向外侧牵拉时，用另一把尖头镊子（尖端朝下）抵住动脉，通过开合动作钝性分离筋膜。血管位置非常表浅，因此务必注意不要深入下方肌肉组织。神经分离后，使用尖头镊子分离连接血管与肌肉的筋膜。保持镊子闭合状态，将镊子从血管背侧滑入。当镊子尖端出现在静脉另一侧时，打开镊子以钝性分离筋膜。始终保持镊子位于血管背侧，夹住第一根缝线。将缝线置入镊子中，并通过血管与下方肌肉之间形成的通道将缝线拉回。同样，无需损伤任何周围肌肉组织。
在静脉和动脉周围总共放置3根6-0缝线。缝线1位于最靠近腹肌的位置。打一个结，但保持松紧，并用止血钳夹住。止血钳的凹面应朝向动物的腹腔。缝线2位于最远端。此缝线可立即打结结扎血管，并再次用止血钳夹住，注意仍保持凹面朝下。近端和远端的缝线用于拉紧血管（以防止失血），并略微提起血管以利于导管插入。缝线3为导管支撑缝线。将此缝线置于远端与近端缝线之间。打一个松结，用于导管插入后固定其在血管内的位置。缝线固定后，通过观察血管壁较厚且颜色很白的特征来识别动脉。使用显微剪刀在动脉顶部做一个小切口。切口位置应靠近远端缝线，以便为导管的初始插入留出足够的动脉长度。使用杜蒙特镊子（dumonts）扩大切口：将镊子一端插入动脉管腔，然后在血管壁上闭合镊子。确保中间的支撑缝线位于动脉切口的近端，以便在导管初次插入后可用于固定导管位置。在持住动脉壁的同时，将导管推入管腔，同时将血管组织向导管方向牵拉。轻轻收紧中间的支撑缝线，以固定导管位置。松开近端的止血钳。该操作将放松近端缝线，并重新打开围绕血管的结扎线。此时，动脉压力应推动血液回流至导管内，可在导管中观察到搏动性血流。用一把杜蒙特镊子夹住导管周围的血管，另一把镊子将导管进一步推入血管约4–5 mm。夹住导管周围的血管有助于防止动脉撕裂。导管尖端应停留在腹内斜肌和腹横肌下方。为预防动脉导管内血栓形成，将血液抽入导管，再推回小鼠体内数次，以灌注肝素化液体。对另一条腿重复上述操作，完成双侧股动脉插管。将动物连接至生理参数监测仪（如BPA-400分析仪），并冲洗动脉导管系统。在手术切口处滴加1至2滴无菌生理盐水，以保持周围组织湿润。在整个手术过程中务必保持该区域充分湿润。手术全程应在动物体表覆盖无菌敷料，以维持无菌环境。
将手术器械放入70%酒精中，用无菌纱布擦拭，然后置于热珠灭菌器中 &tilde;动物间消毒20秒。取出手术器械，喷洒70%酒精以助冷却，并将其放置于无菌垫上。确保器械上无残留酒精，以免滴入下一只动物体内。
2. 出血性休克。
在15分钟的时间内，抽出小鼠约一半的血容量，使其平均动脉压降至28-32 mm Hg。
*对于一只25-27克的小鼠，为达到目标压力，初次采血量约为0.6毫升
该操作采用恒定压力法，而非恒定容积法。然而，此操作步骤既可用于恒定压力法，也可用于恒定容积法的出血模型。在持续监测下，动物将维持在失血性休克状态1.5至3小时。当动物试图代偿且平均动脉压开始轻微回升时（可通过血压/心率分析仪观察到），需进一步放血以达到目标压力水平。尽管在失血性休克过程中极少需要追加麻醉（如0.05 cc戊巴比妥钠腹腔注射），但动物的呼吸频率、胡须运动、反射测试以及数字式血压/心率读数有助于判断是否需要补充麻醉。在整个失血性休克过程中，动物需置于保温灯下，并放置于循环加热垫上，以维持体温在36–37°C。体温通过直肠探头进行监测。
3. 复苏。
休克时间结束后，使用乳酸林格液（LR）对动物进行复苏（R），复苏液体积为每只动物失血量的3倍。通过注射泵以恒定速率在15分钟内输注LR液体。移除导管，并使用3根缝线结扎血管。将导管拉至近端缝线稍外侧，然后完全结扎该缝线，以防止任何出血。侧支循环可防止后肢发生缺血。
4. 复苏后处理。
R步骤后，使用无菌的4-0 PDSII缝线缝合双侧后肢切口。移除松散的环形胶带，将动物放入清洁的笼子中，并将笼子置于循环加热垫上数小时以助术后恢复。动物从麻醉状态开始苏醒时，必须给予镇痛药物以有效控制疼痛。当动物开始出现身体活动时，皮下注射布托啡诺（0.1 mg/kg），但不可过早给药，以免影响呼吸功能。建议根据IACUC批准的实验方案、个体动物行为及当前健康状况，实施必要的积极术后监测措施。
4. 成功的秘诀：
<ol>
<li>解剖血管时，切勿触碰股神经</li>
<li>务必避免损伤股直肌、股外侧肌和股内侧肌。实际上无需抓取或触碰这些肌肉</li>
<li>导管斜面角度不可过大，否则会导致导管穿出血管腔，引起不受控制的出血</li>
<li>务必额外注意，尽可能保持无菌操作</li>
<li>确保导管系统和换能器系统中无任何气泡</li>
<li>换能器工作时必须充满林格液（LR fluid）。干运行可能损坏血压系统</li>
<li>动脉切口应尽量小</li>
<li>动脉切口应靠近远端缝线处</li>
<li>插入导管时，在推送导管的同时应将血管向导管方向牵拉，以避免撕裂动脉</li>
<li>务必保持腿部手术切口处充分浸润无菌生理盐水，以防止组织不可控损伤或体液流失</li>
<li>耐心和操作技巧至关重要</li>
<li>实验全程需密切监测动物的生理状态</li>
</ol>
5. 术后注意事项：
<ol>
<li>检查腿部是否存在缺血。尽管侧支循环通常可防止缺血发生。</li>
<li>动物可能因手术操作及伴随的炎症反应，导致后肢使用困难。应适当管理疼痛。</li>
<li>接触并继而损伤神经可能导致动物无法正常活动。</li>
</ol>

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</ol>

动物实验均依照美国匹兹堡大学机构动物照护与使用委员会（Institutional Animal Care and Use Committee）及研究行为与合规办公室（Research Conduct and Compliance Office）所制定的指南和规定进行监督与实施。该机构为经AALAS/AALAC完全认证的单位。实验动物来源包括杰克逊实验室（Jackson Laboratories）和查尔斯河实验室（Charles Rivers Laboratories）。所有动物在供应商层面以及匹兹堡大学内部的动物健康监测项目中均接受了全面的健康保障检查。本研究遵循美国政府关于脊椎动物使用的基本原则。该项目已在 USDA 注册，并持有美国公共卫生署实验室动物福利办公室（Public Health Service Office of Laboratory Animal Welfare）出具的保证书函。

<table><tbody><tr><td> 杜蒙特（SS/45）&amp;#x00B0; 尖端角度 0.2×0.12 mm，长度 13.5 cm</td><td>精细科学工具</td><td>11203-25</td><td></td></tr><tr><td>手术剪（直型，12 cm）</td><td>Fine Science Tools</td><td>14068-12</td><td></td></tr><tr><td>止血钳（弯型，12.5 cm）</td><td>Fine Science Tools</td><td>13009-12</td><td></td></tr><tr><td>显微剪刀（弹簧剪-直型-8厘米）</td><td>Fine Science Tools</td><td>15000-00</td><td></td></tr><tr><td>镊子（0.8 mm 尖端，弯曲型，10 cm）</td><td>精细科学工具</td><td>11050-10</td><td></td></tr><tr><td>6-0 缝合线轴</td><td>Fine Science Tools</td><td>18020-60</td><td></td></tr><tr><td>4-0 PDSII 缝线 </td><td>宾夕法尼亚大学兽医学院</td><td>ETHZ304H</td><td></td></tr><tr><td>4x4 纱布</td><td>任何供应商</td><td></td><td></td></tr><tr><td>棉签</td><td>任何供应商</td><td></td><td></td></tr><tr><td>30G针头</td><td>任何供应商</td><td></td><td></td></tr><tr><td>23G针头</td><td>任何供应商</td><td></td><td></td></tr><tr><td>3 cc 注射器</td><td>任何供应商</td><td></td><td></td></tr><tr><td>5 cc 注射器</td><td>任何供应商</td><td></td><td></td></tr><tr><td>10 cc 注射器</td><td>任何供应商</td><td></td><td></td></tr><tr><td>50毫升锥形管</td><td>任何供应商</td><td></td><td></td></tr><tr><td>1毫升注射器配25G针头</td><td>Fisher Scientific</td><td>14-826-88</td><td></td></tr><tr><td>聚乙烯10号管（PE-10）</td><td>Fisher Scientific</td><td>14-170-12P</td><td></td></tr><tr><td>聚乙烯50号管（PE-50）</td><td>Fisher Scientific</td><td>14-170-12B</td><td></td></tr><tr><td>三通旋塞阀</td><td>Fisher Scientific</td><td>NC9779127</td><td></td></tr><tr><td>手术用蓝色垫单</td><td>Fisher Scientific</td><td>50-7105</td><td></td></tr><tr><td>无菌敷料</td><td>Fisher Scientific</td><td>NC9517505</td><td></td></tr><tr><td>胶带卷 1&quot;</td><td>企业快线</td><td>MMM26001</td><td></td></tr><tr><td>直边广口瓶（用作鼻锥的盖子）</td><td>VWR 国际公司</td><td>159000-058</td><td></td></tr><tr><td>不锈钢托盘 8&quot; ×11&quot;</td><td>VWR 国际公司</td><td>62687-049</td><td></td></tr><tr><td>雄性-雄性leur锁三通</td><td>VWR 国际公司</td><td>20068-909</td><td></td></tr><tr><td>灭菌袋 3&quot;x8&quot;</td><td>VWR 国际公司</td><td>24008</td><td></td></tr><tr><td>灭菌袋 5&quot;x10&quot;</td><td>VWR 国际</td><td>24010</td><td></td></tr><tr><td>Wild M650 显微镜配支架</td><td>徕卡显微系统</td><td></td><td></td></tr><tr><td>徕卡 IC D 数码相机/实时成像 </td><td>Leica Microsystems</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Digi-Med BPA-400 分析仪 &amp;和系统集成商</td><td>Micro-Med</td><td>SYS-400</td><td></td></tr><tr><td>TXD-310（Digi-Med 传感器） </td><td>Micro-Med</td><td>TXD-300</td><td></td></tr><tr><td>计算机</td><td>戴尔</td><td></td><td></td></tr><tr><td> 热珠灭菌器</td><td>VWR 国际公司</td><td>18000-45</td><td></td></tr><tr><td>Oster A5 型剪毛机，配 40 号刀头</td><td>VWR 国际公司</td><td>10749-020</td><td></td></tr><tr><td>循环加热垫 18x26</td><td>哈佛仪器</td><td>py872-5272</td><td></td></tr><tr><td>直肠温度计</td><td>Kent Scientific</td><td>RET-3</td><td></td></tr><tr><td>戊巴比妥钠（Nembutol Sodium Solution）（70 mg/kg）</td><td>OVATION Pharmaceuticals</td><td></td><td></td></tr><tr><td>盐酸丁丙诺啡（0.1 mg/kg）</td><td>贝德福德实验室</td><td></td><td></td></tr><tr><td>乳酸林格氏液注射液 250cc 静脉输液袋</td><td>Baxter Internationl Inc.</td><td></td><td></td></tr><tr><td>异氟烷（Aerrane，异氟醚）（99.9%）</td><td>NLS 动物健康</td><td>105996</td><td></td></tr><tr><td>肝素钠（1000U）</td><td>Abraxis BioScience</td><td></td><td></td></tr><tr><td>抑菌性氯化钠（0.9%）</td><td>Hospira Inc.</td><td></td><td></td></tr><tr><td>乙醇（70%）</td><td>Pharmco-AAPER</td><td></td><td></td></tr><tr><td>聚维酮碘（贝塔碘）</td><td>三件式一次性用品</td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

固定容量或固定压力：一种小鼠出血性休克模型

Fixed Volume or Fixed Pressure: A Murine Model of Hemorrhagic Shock

众所周知，严重失血和创伤性损伤可引发一系列有害的信号传导事件，常常导致死亡1, 2, 3, 4, 5。这些信号事件还可能导致脓毒症和/或多器官功能障碍（MOD）6, 7, 8, 9。因此，深入研究免疫功能受抑和有害信号级联反应的原因，对于开发更有效的方法来帮助创伤患者至关重要10。这种固定血压的失血性休克（HS）操作方法，尽管技术上具有挑战性，却是研究这些病理生理状况的极佳手段11, 12, 13。生物系统评估方面的进展，即系统生物学，使科学界能够更深入地理解复杂的生理网络和细胞间通信模式14。失血性休克已被证实是揭示与免疫功能相关的细胞通信模式的重要工具15, 16, 17, 18。该操作方法是可以掌握的！该方法也可采用固定容积或固定压力的方式进行。我们已在小鼠模型中对该技术进行了改良，以促进对先天性和适应性免疫功能的研究19, 20, 21。由于小鼠体型较小，对其进行失血性休克操作面临独特挑战。然而，由于存在多种可用的小鼠品系，该物种在研究生物应答方面具有无与伦比的资源优势。HS模型是研究细胞通信模式以及激素系统、炎症介质系统和危险信号（如DAMP和PAMP上调）等系统应答的重要模型，因其引发的反应与其他类型的休克明显不同22, 23, 24, 25。转基因小鼠品系的发展以及使用生物制剂抑制特定信号通路的手段，为我们进一步阐明严重失血（即HS和创伤）后信号转导的上调与下调机制提供了宝贵的机会26, 27, 28, 29, 30。
与失血性休克（HS）和创伤相关的复苏方法（R）有多种。31, 32, 33, 34 本模型采用固定容量复苏法，仅使用乳酸林格液（LR），其用量为失血量的三倍，以研究远端器官损伤和全身性炎症等内源性机制。35, 36, 38 该复苏方法已被证实可用于有效评估失血性休克和创伤的影响。38, 39

出血性休克模型一直是可靠且可重复的研究工具，有助于识别和理解创伤后与炎症及器官损伤相关的信号通路。本文详细描述了小鼠出血性休克实验过程中涉及的手术与机械操作步骤。

众所周知，严重失血和创伤性损伤可引发一系列有害的信号传导事件，常导致死亡。1, ...

为了表征低血容量性休克的免疫学反应，需对小鼠进行手术操作，分离并插管其血管。在通过数字记录和直接观察监测动物生理状态的同时，诱导出血性休克以模拟创伤后状态。随后对小鼠进行复苏，移除导管，并让动物恢复。随后可对小鼠进行研究，以通过流式细胞术、血液学、免疫印迹、免疫组织化学或基因芯片微阵列等多种技术评估器官功能、细胞通讯模式及基因表达的变化。该技术相较于现有方法的主要优势在于，这种固定体积或固定压力的失血性休克模型，可使研究人员在持续监测并准确记录生理波动的同时，控制休克程度。这种特定的失血性休克方法可增强研究人员在手术准备阶段对免疫功能进行研究与理解的能力。确保准备好以下无菌设备和用品：6 根零号缝合线、棉签、棉片、纱布、雄性接头、三通旋塞、换能器、18 英寸长的 PE-50 导管以及 5 英寸长的 PE-10 导管。所需的手术器械包括三通旋塞、1 毫升注射器、10 毫升注射器、23 号针头、30.5 号针头、显微剪刀、精细镊子、手术包、镊子、止血钳和手术剪刀。额外用品包括乳酸林格液和酒精棉片。金属板、无菌区域、无菌手套、聚维酮碘、无菌生理盐水、肝素化生理盐水以及麻醉剂。手术当天，在佩戴无菌手套的情况下，设置用于测量血压的右侧肢体镜像导管。用双手抓住一段5英寸长的无菌PE 10导管中段，将其拉伸约1英寸，以利于导管插入。使用无菌剪刀将导管从中部剪断，并将拉伸过的一端剪成斜面。然后将一支30号针头插入未拉伸的PE 10导管的钝端。使用酒精棉片对装有肝素化生理盐水溶液的10 cc无菌小瓶瓶口进行消毒。用1 cc注射器抽取0.6至0.7立方厘米的肝素溶液。将30号针头和导管连接至三通阀的一端，该端与雄性接头相对。用肝素溶液填充带有30号针头的PE导管，确保其中无气泡。通过轻弹去除气泡，然后将30号针头从三通阀上取下，将三通阀内的液体回抽至1 mL注射器中，以清除滞留在三通阀中的任何气泡，随后重新连接带有导管的针头。注射器中应保留约0.1立方厘米的混合液。安装左腿镜像导管时，请按照上述步骤操作，但省略三通旋塞阀。首先用酒精擦拭乳酸林格液袋，然后根据微米规格要求，将无菌换能器连接至血压和心率监测仪。接下来，将一个三通止流阀连接到换能器的两端，并将其平放在实验台面上。用乳酸林格液填充一支10 cc的注射器，并将其连接到三通阀上。将一根23号针头插入一段18英寸长的无菌PE 50导管的两端。将PE管的一端连接到已接有10 cc注射器的三通阀上。然后用乳酸林格液填充三通阀和PE 50装置。确保像之前一样去除所有气泡。接下来，将三通重新连接至换能器并注满液体。另取一个三通，连接乳酸林格液。最后，将金属公-公鲁尔锁式活塞接头连接至PE 50导管的23号针头上，用于连接右侧肢体对侧的导管。仪器现已准备就绪，可用于手术和实验操作，以分离并插管小鼠血管，为诱导休克做准备。首先将经戊巴比妥钠麻醉的小鼠置于金属手术板上。使其呈仰卧位，采用松环胶带法固定动物，即用细条胶带在每只肢体的掌部下方 loosely 缠绕，并将其粘贴至板面上。使用 Osteo 5 型毛发剪（装有 40 号刀头）剃除小鼠腹部及腹股沟区域的毛发。然后使用纱布，用聚维酮碘和酒精擦拭该区域以进行消毒。将一个装有1立方厘米氟烷的鼻罩置于小鼠鼻部。当动物的呼吸开始变慢时，通过肢体伸展回缩反射来测试麻醉深度。在整个操作过程中，用无菌敷料覆盖动物体表，以帮助维持无菌环境。然后，在皮肤上平行于腹部左侧腹内斜肌和左侧腹横肌处，做一个4至5毫米的小切口，注意避免损伤周围肌肉或触碰神经。使用Dumont镊在腹部连接处夹住组织，分离斜腹肌和横腹肌上的脂肪组织。用另一把Als镊沿腹肌进行钝性解剖，剥离筋膜和脂肪组织。在此脂肪组织下方，可见股静脉和股动脉以及股神经，注意不要触碰股神经，通过夹取紧邻股神经的脂肪组织，将股神经小心分离出来。将该组织从静脉和动脉处向外侧牵拉。埋藏于该组织中的神经将随之被向外侧牵拉。将另一把杜蒙镊尖端朝下抵住动脉，开合镊子。钝性分离筋膜。血管非常表浅，因此务必注意不要深入到下方的肌肉中。神经分离后，保持杜蒙镊闭合，并将其滑至血管背侧。当杜蒙镊尖端出现在静脉另一侧时，张开镊尖以钝性分离筋膜。保持杜蒙镊位于血管背侧，夹住第一根缝线，然后将缝线从血管与下方肌肉之间形成的开口中拉回。在静脉和动脉缝合处总共放置 3 6 0 个缝线。其中一个位于最靠近腹肌结扎处，但保持松弛，并用止血钳夹住。止血钳的凹面边缘应放置在动物的腹腔上。缝线二的位置最远端。立即结扎此缝线以闭合血管，并用止血钳（凹面朝下）夹住。远端和近端的缝线用于牵拉血管，防止血液流失，并稍微提起血管以利于导管插入。缝线三应置于远端与近端缝线之间。为固定导管，打一个松结，用于导管插入血管后将其固定在血管内。缝线固定后，通过观察血管壁较厚且呈白色来确认动脉。使用显微剪刀，在靠近远端缝线的动脉上方做一小切口，以确保有足够长度的动脉可供导管初始插入。将杜蒙镊的一端插入动脉管腔，夹闭血管壁以撑开切口，同时固定动脉壁。在将血管拉过导管的同时，将导管推入管腔。轻轻结扎中间的支撑缝线，以固定导管位置。然后松开近端止血钳，放松近端缝线，重新打开血管周围的缝合口。此时，动脉压力应将血液推回导管内，导管中可见搏动性血液。用一只手握住导管周围的血管，另一只手将导管推入血管，推进4至5毫米。导管尖端应位于腹内斜肌和腹横肌下方。将动物连接至BPA 400分析仪，并冲洗动脉导管。在手术切口处滴加一至两滴无菌生理盐水，以在诱导出血性休克及复苏过程中保持周围组织湿润。首先将麻醉后的小鼠置于灯下并放置于循环加热垫上，以维持体温在36至37摄氏度。接下来，使用注射器在15分钟内抽出小鼠约一半的血容量，使平均动脉压降至28至32毫米汞柱。1.5至3小时后，使用注射泵以恒定速率在15分钟内输注乳酸林格液进行复苏，输注量为失血量的3倍。动物复苏完成后，拔除导管并结扎血管。使用三根缝线，将导管拉至近端缝线稍远位置，然后完全结扎该缝线以防止出血。侧支循环可防止后肢发生缺血。最后，使用无菌4-0 PDSI缝线缝合双侧后肢切口。我进行缝合。移除松动的环形胶带，将动物放入清洁的笼子中，并将笼子置于循环加热垫上数小时。术后恢复。该示意图展示了出血性休克实验操作的总体流程。在完成双侧插管并初始连接血压监测仪后，需获取5分钟的血压基线值。一旦记录到稳定的血压数据，即开始诱导休克，通过股动脉导管抽出血液，使血压降至28 ± 2 mmHg，抽血过程应在15分钟内完成。诱导休克后，进入持续两个半小时的休克期，在此期间需持续监测动物的血压。休克期结束后，使用注射泵进行控制性复苏，将失血量的三倍体积回输给动物。最后，将动物重新连接至血压监测仪，以获得另一次基线评估。这一过程大约持续5到10分钟。该图示表示与失血性休克相关的促炎和抗炎反应。此时会发生细胞因子风暴，即促炎和抗炎细胞因子与巨噬细胞、T细胞以及大量其他生理反应相互作用，形成反馈环路，试图使机体恢复稳态，并修复因缺氧而受损的器官。该图示表示在两个失血性休克时间点下，野生型小鼠与假手术小鼠相比的肝功能，图A显示丙氨酸氨基转移酶（ALT）水平，图B显示天冬氨酸氨基转移酶（AST）水平。肝酶通过血液生化分析仪检测血浆样本获得。这些荧光显微镜图像显示了经历失血性休克的野生型小鼠与对照小鼠的肺组织。肌动蛋白的染色呈绿色和颗粒状。细胞核的染色呈蓝色。如图所示，iNOS的表达呈红色。出血性休克小鼠的肺组织支气管上皮和血管内皮中可见明显的iNOS浸润，呈红色显示。而接受假手术的对照组小鼠中则无此染色表现。这些显微图像显示了经出血性休克处理或假手术处理的小鼠肝组织切片，组织经对甲醛固定后，使用苏木精和伊红染色。接受失血性休克处理的小鼠组织切片显示出因循环和氧合耗竭导致的坏死组织，而假手术组小鼠未见此类现象。在尝试该技术时，必须牢记在手术操作和放血过程中保持极大的耐心和谨慎。此外需注意，该模型可与其他创伤模型结合使用，例如双侧股骨骨折、假性骨折和软组织损伤，以回答与多发性创伤免疫学相关的问题。

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医学

固定体积或固定压力：失血性休克的小鼠模型

一种蛛网膜下腔出血的小鼠模型

不受控制的出血是创伤患者死亡的重要原因，可通过小鼠模型中的标准肝损伤来模拟。该模型可产生稳定的失血量和存活率，并可用于止血剂的测试。本文提供了实施这一重要模型的逐步操作流程。...

通过小鼠肝裂伤建立实时血流动力学监测的非控制性失血性休克模型

本文旨在介绍一种方法，该方法可在小鼠微计算机断层扫描后实现脑血管树的三维重建，并测定整个血管节段的体积，可用于量化蛛网膜下腔出血小鼠模型中的脑血管痉挛。...

一种用于量化蛛网膜下腔出血小鼠模型中脑血管痉挛的容积法

本文介绍了一种在猪身上建立的出血性休克模型实验方案，该模型利用主动脉阻断作为创伤后确定性治疗前的过渡手段。该模型可用于测试多种外科和药物治疗策略。...

猪出血性休克治疗中的完全性与部分性主动脉阻断

失血性休克是严重创伤患者中的一种严重并发症，可导致危及生命的氧供不足。本文介绍一种通过猪放血诱导失血性休克的标准化方法，该方法由血流动力学和脑微循环氧合指标指导。...

基于脑部氧合监测与扩展血流动力学监测的猪标准化失血性休克诱导方法

在非创伤性脑室内出血的啮齿类 动物模型中，监测颅内压在当前文献中并不常见。本文中，我们展示了一种在大鼠 动物模型脑室内出血期间测量颅内压、平均动脉压和脑灌注压的技术。...

非创伤性脑室内出血啮齿类动物模型中的颅内压监测

本方案提供了在小鼠中进行多次静脉推注给药及有创血流动力学监测的逐步操作流程。研究人员可利用本方案开展未来针对肺动脉高压的治疗性化合物筛选。...

低氧诱导小鼠肺动脉高压模型中的多次静脉推注给药与侵入性血流动力学评估

本文旨在为研究人员提供建立婴儿猪出血性休克模型的详细且易于操作的指南。...

一种容积控制型失血性休克的幼猪模型描述

关键词：幼猪，失血性休克，容积控制，动物模型，休克模型，实验外科，血流动力学，重症监护，创伤研究

每年，失血性休克在全球造成190万人死亡。小型动物常被用作失血性休克模型，但存在标准化、可重复性和临床相关性方面的局限，从而限制了其应用价值。本文介绍了一种在大鼠中建立新的具有临床相关性的失血性休克模型的方法。...

开发一种临床相关的 rats 出血性休克模型

本研究提出了一种用于猪腋部连接性出血的混合定量模型，可提高院前止血干预评估的准确性。...

一种用于猪腋部连接性出血新型混合定量评估模型

了解小鼠失血性休克模型的手术操作流程，通过血管插管诱导低血容量性休克并监测生理参数变化。该方法可用于研究创伤后免疫功能与器官功能变化，为创伤医学研究提供可控的实验平台。

固定容量或固定压力：一种小鼠出血性休克模型

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