Name: 一个小鼠模型在子宫内移植 (视频) | JoVE Journal
Uploaded: 2011-01-27T17:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 11 s
Description: 学习小鼠子宫内移植技术，用于干细胞移植和基因治疗研究。该方法利用胎儿未成熟的免疫系统诱导耐受，为产前治疗先天性疾病提供创新策略。

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我们希望感谢以下资助来源：加州再生医学研究所临床研究员培训基金（AN）、美国国家科学基金会（MW）、艾琳·佩尔斯坦奖（TCM）、美国外科医师学会（TCM）、美国儿科外科学会（TCM）以及美国出生缺陷基金会（TCM）。

1. 注射移液管的制备
<ol>
<li>校准拉针仪，使玻璃毛细管在15秒内分离（参见制造商关于校准的说明）。毛细管在分离处将形成一个锥形段。</li>
<li>切割毛细管末端，使从锥形起始处到毛细管末端的距离为1.04 cm至1.05 cm。毛细管的长度与其尖端孔径大小成反比。需注意，较长的毛细管会导致尖端更脆弱，在注射过程中更容易断裂。</li>
<li>制作毛细管的下一步是通过金刚石磨削轮对尖端进行修整，以形成平滑的斜面。在将毛细管切割至合适尺寸时，其尖端常会自然断裂形成一个斜面，此斜面在放置于磨削轮上时必须加以利用。在此过程中，应轻柔地将毛细管置于磨削轮上，并定期重新评估，确保毛细管仍与磨削轮保持接触（随着斜面变得越来越光滑，其可能逐渐脱离与磨削轮的接触）。</li>
<li>当斜面变得平滑后，需进一步修锐毛细管尖端（图1）。将毛细管抬高，使其不再接触磨削轮，顺时针旋转10–50度，然后将毛细管重新放回旋转的磨削轮上约10秒。随后将毛细管从磨削轮上移开并检查边缘。通常需要重复此步骤并进行数次微调，以形成锋利的边缘。若毛细管在磨削轮上停留时间过长，则更易形成不平整的表面（图1）。完成一侧后，可重复上述步骤对另一侧边缘进行修锐。</li>
<li>使用记号笔从毛细管锥形起始处开始，每隔4 mm画一条环形标记线。这些标记线对应5 µL的体积刻度。</li>
</ol>
2. in Utero 移植
<ol>
<li>在准备好可注射材料（例如细胞、病毒等）后，即可进行注射操作。我们使用连接压缩空气的显微注射仪，设置参数如下：（压力设置：输入 60–80 psi，充液 40 psi，注射 8–12 psi，平衡 0 psi，持针 0 psi；注射时间 100 毫秒）。</li>
<li>为对注射移液管进行灭菌，先用 70% 乙醇清洗两次，再用无菌 1× PBS 清洗两次。由于移液管尖端极为脆弱，不建议对注射移液管进行高压灭菌。</li>
<li>注射操作可在 2.5×–3.5× 放大倍率的放大镜或解剖显微镜下进行。准备操作区域，配备加热垫、照明设备及必要的外科器械。</li>
<li>对怀孕小鼠实施麻醉（我们采用通过持续气流麻醉装置输送的异氟烷和氧气）。将小鼠仰卧位置于加热垫上，并用胶带固定四肢以确保其位置稳定。</li>
<li>剪除腹部毛发。然后佩戴无菌外科手套，用 10% 聚维酮碘对腹部进行消毒，再用酒精脱碘，并注射镇痛剂（如丁丙诺啡）。</li>
<li>在下腹部做一长约 1 cm 的切口（切口最下端应位于阴道口上方约 1 cm 处）。切开皮肤和筋膜，注意避免损伤位于筋膜下方的腹腔器官（如肠管和膀胱）。</li>
<li>使用棉签轻轻撑开筋膜，将妊娠子宫经切口引出。首先识别左右卵巢以确认完整观察到整个子宫，从而准确计数胎儿总数。在进行注射前，先将子宫放回腹腔，以保持胎儿温度。</li>
<li>根据拟注射的胎儿数量，吸取相应体积的材料。在用样品填充针头时，务必保持移液管尖端浸没在液体中，以防止样品被吸入显微注射仪的管路中。由于细胞通常体积较小，我们通常将其置于微量离心管（例如 0.5 mL）或直接滴在 Parafilm 表面，以便在不损坏移液管尖端的情况下完成针头填充。</li>
<li>轻柔地固定每个胎儿，并确定拟注射的部位（例如肝脏、腹膜腔、腿部等）。用拇指和食指在羊膜腔内稳定胎儿，防止其在注射过程中旋转。操作时需足够牢固以固定胎儿，同时足够轻柔以避免造成损伤。</li>
<li>小心地将移液管穿过子宫壁、羊膜和胎儿皮肤，进入目标器官。若移液管尖端锋利，应能顺利穿透这些组织；若尖端钝，则会观察到子宫和羊膜出现“帐篷样”隆起。向每个胎儿注射预定体积的材料。在插入、注射和撤出移液管的过程中，动作必须保持稳定。</li>
<li>完成预定体积注射后，小心撤出移液管。若操作得当，羊膜腔或子宫不应有液体泄漏。若羊膜破裂形成较大孔洞（可通过羊水泄漏识别），则胎儿存活率将受到威胁。最后，对于涉及出生后取材的研究，所有胎儿必须接受技术上完美的注射，因为出生后无法区分已注射与未注射的个体。</li>
<li>若进行胎儿肝脏注射，撤出移液管后有时可在尖端观察到血液——这表明位置正确，通常不影响存活率。若进行腹腔内注射，进针位置应略低于胎儿肝脏。若进行肌肉内注射，可调整胎儿体位以识别髋关节和股骨，并注射臀肌。最后，若进行脑室内注射，可通过冠状缝清晰引导移液管到达目标位置。此类注射需使用稍大口径的移液管，以确保穿透颅骨时不致断裂。</li>
<li>随后，小心地将子宫放回腹腔。确保子宫未发生自身扭转或围绕血管蒂扭转。向母鼠腹腔内注射 1 mL 无菌 1× PBS，以补充术中丢失的体液。使用 5-0 编织可吸收缝线（例如 Vicryl）分两层缝合切口：先缝合筋膜，注意避免损伤下方的肠管或膀胱，再缝合皮肤。</li>
<li>此时可给予术后镇痛药物。将每只接受注射的雌鼠单独放回笼中，并将笼子置于加热垫上。持续监测小鼠直至其恢复直立姿势。笼内放入垫料，并将小鼠置于动物房安静区域，避免干扰（例如不进行笼具清洁），直至分娩后数天。尽量减少动物的额外应激，以降低早产风险。</li>
<li>完成注射后，用无菌 1× PBS 清洗移液管两次，再用 70% 乙醇清洗一次。</li>
<li>应每日观察接受注射的雌鼠，确保其术后恢复顺利。需监测切口是否出现肿胀、炎症、裂开及其他感染迹象。根据需要给予术后镇痛药物。</li>
</ol>
3. 代表性结果：
注射胚胎能否存活至足月分娩是采用该技术获得成功的主要限制因素。根据注射物质的种类以及所使用小鼠品系的不同，存活率可能存在差异。通常情况下，在E14阶段将造血细胞注射到野生型小鼠胚胎中，至少应获得50%的活产仔鼠。存活率的提高取决于注射操作的技术水平以及被注射小鼠本身的生物学特性。
尽量减少对子宫和羊膜的损伤是本方案中最重要的技术要点。使用锋利的细口径移液管可在注射过程中最大程度地减少子宫创伤。我们不推荐使用标准注射针头，因为预制针头的口径过大，会在子宫上造成较大的孔洞。手工制作的玻璃注射移液管是唯一可用于该操作的细口径针头 在子宫内 注射。精细且严谨的外科技术，包括轻柔处理子宫和缩短麻醉时间，对于获得最佳结果也至关重要。
受体小鼠的特定特征，如遗传背景、妊娠天数和产仔数量，也可能影响存活率。某些品系的小鼠由于其遗传背景不同，对早产和妊娠丢失更为敏感15。具有肌肉或神经退行性缺陷的转基因动物在接受正中腹切开术后，可能难以经阴道顺利分娩仔鼠8。这些妊娠雌鼠可能需要通过剖宫产进行分娩。我们还发现，注射时的妊娠天数会影响仔鼠的存活能力。胚胎发育第12天之前的胎儿比更晚期的胎儿存活率更低。最后，我们发现较大的产仔数量（>10只胎儿）在注射后往往出现更高的胎儿死亡率。关注该技术的操作细节以及被注射小鼠的具体特征，可最大程度地提高注射后胎儿的存活率。
当这些方法正确执行时，可预期所有胎儿均会接触到注射的物质。然而，与出生后的情况类似，细胞或病毒的成功递送 在子宫内 并不总能分别实现供体细胞的植入或基因表达。例如，干细胞的植入依赖于多种因素，如移植细胞的剂量和来源。同样，病毒转导的成功率在一定程度上取决于所使用的病毒载体类型。要成功实施本方案，必须充分理解影响仔鼠存活率、细胞植入及病毒转导的诸多因素。

<img src="/files/ftp_upload/2303/2303fig1.jpg" alt="针尖 sharpening 过程示意图；包含斜面和刃口形成的侧面和底面视图。" data-altupdatedat="1788235205000" data-alt="图 1"> 
图 1. 注射移液管正确 sharpening 的示意图（步骤 1.4）

<ol><li>Flake, A. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Treatment+of+X-linked+severe+combined+immunodeficiency+by+in+utero+transplantation+of+paternal+bone+marrow%5BTitle%5D)+AND+%22N+Engl+J+Med%22%5BJournal%5D)">Treatment of X-linked severe combined immunodeficiency by in utero transplantation of paternal bone marrow.</a> N Engl J Med. 335, 1806-1810 (1996).</li>
<li>Wengler, G. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((In-utero+transplantation+of+parental+CD34+haematopoietic+progenitor+cells+in+a+patient+with+X-linked+severe+combined+immunodeficiency+%28SCIDXI%29%5BTitle%5D)+AND+%22Lancet%22%5BJournal%5D)">In-utero transplantation of parental CD34 haematopoietic progenitor cells in a patient with X-linked severe combined immunodeficiency (SCIDXI).</a> Lancet. 348, 1484-1487 (1996).</li>
<li>Flake, A. W., Zanjani, E. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((in+utero+hematopoietic+stem+cell+transplantation%3A+ontogenic+opportunities+and+biologic+barriers%5BTitle%5D)+AND+%22Blood%22%5BJournal%5D)">in utero hematopoietic stem cell transplantation: ontogenic opportunities and biologic barriers.</a> Blood. 94, 2179-2191 (1999).</li>
<li>Merianos, D. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Maternal+alloantibodies+induce+a+postnatal+immune+response+that+limits+engraftment+following+in+utero+hematopoietic+cell+transplantation+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22J+Clin+Invest%22%5BJournal%5D)">Maternal alloantibodies induce a postnatal immune response that limits engraftment following in utero hematopoietic cell transplantation in mice.</a> J Clin Invest. 119, 2590-2600 (2009).</li>
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<li>MacKenzie, T. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Transduction+of+satellite+cells+after+prenatal+intramuscular+administration+of+lentiviral+vectors%5BTitle%5D)+AND+%22J+Gene+Med%22%5BJournal%5D)">Transduction of satellite cells after prenatal intramuscular administration of lentiviral vectors.</a> J Gene Med. 7, 50-58 (2005).</li>
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<li>Billingham, R. E., Brent, L., Medawar, P. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Actively+acquired+tolerance+of+foreign+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Actively acquired tolerance of foreign cells.</a> Nature. 172, 603-606 (1953).</li>
<li>Endo, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Gene+transfer+to+ocular+stem+cells+by+early+gestational+intraamniotic+injection+of+lentiviral+vector%5BTitle%5D)+AND+%22Mol+Ther%22%5BJournal%5D)">Gene transfer to ocular stem cells by early gestational intraamniotic injection of lentiviral vector.</a> Mol Ther. 15, 579-587 (2007).</li>
<li>Waddington, S. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Long-term+transgene+expression+by+administration+of+a+lentivirus-based+vector+to+the+fetal+circulation+of+immuno-competent+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Gene+Ther%22%5BJournal%5D)">Long-term transgene expression by administration of a lentivirus-based vector to the fetal circulation of immuno-competent mice.</a> Gene Ther. 10, 1234-1240 (2003).</li>
<li>Schachtner, S., Buck, C., Bergelson, J., Baldwin, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Temporally+regulated+expression+patterns+following+in+utero+adenovirus-mediated+gene+transfer%5BTitle%5D)+AND+%22Gene+Ther%22%5BJournal%5D)">Temporally regulated expression patterns following in utero adenovirus-mediated gene transfer.</a> Gene Ther. 6, 1249-1257 (1999).</li>
</ol>

无利益冲突声明。

50 多年前，Billingham、Brent 和 Medawar 使用 在子宫内 在小鼠中进行移植以诱导对异源蛋白的免疫耐受。16 自那时以来，该技术的多种改进版本已被用于解答免疫学和干细胞生物学领域的问题。
本文所述方案是进行宫内注射（IUT）最易行的方法之一。胎肝是一个易于观察的靶标，可通过门静脉和肝静脉进入全身循环系统。然而，已有多种改进方法被提出，以优化注射的最佳时机和具体位置。例如，在胚胎发育阶段早于E13.5时进行注射可能更具挑战性，因为此时子宫壁尚不透明。若需研究更早期的发育事件，则可采用超声引导注射技术以精准靶向特定组织17。超声引导还可用于将注射精准导向特定器官，如心脏或肺。经卵黄静脉注射18,19的优势在于可将细胞直接递送至循环系统，并可能允许更大体积的细胞输注5。我们有意描述了一种适用于小鼠的通用IUT操作方法，旨在为读者提供成功实施此类注射所必需的基础知识，并可根据具体研究需求对这些方法进行相应调整。
<p class="jove_con...

<table><tbody><tr><td>移液器</td><td>Kimble Chase</td><td>71900-100</td><td></td></tr><tr><td>移液器拉制仪</td><td>Sutter Instrument Co.</td><td>Model P-30</td><td></td></tr><tr><td>微量注射仪</td><td>Narishige International</td><td>IM-300</td><td></td></tr><tr><td>移液器修针器</td><td>Sutter Instrument Co.</td><td>Model BV-10</td><td></td></tr></tbody></table>

一种小鼠模型 在子宫内 移植

A Mouse Model of in Utero Transplantation

干细胞与病毒的移植 在子宫内 在治疗人类胎儿先天性 disorders 方面具有巨大潜力。例如， 在子宫内 造血干细胞宫内移植（IUT）已成功用于治疗重症联合免疫缺陷患者。1,2 然而，在其他一些情况下，宫内输血已尝试但未成功。3 鉴于这些混合结果，建立一个高效的非人模型来研究干细胞移植和基因治疗的生物学继发效应，对该领域的进步至关重要。我们及其他研究者已采用小鼠的宫内移植（IUT）模型来研究影响移植成功的关键因素 在子宫内 野生型小鼠中的移植造血干细胞4-7 以及患有遗传性疾病的人群。8,9 胎儿环境也为成功提供了显著优势 在子宫内 基因治疗。例如，腺病毒的递送10腺相关病毒10，逆转录病毒11和慢病毒载体12,13 进入胎儿体内后，已在远离注射部位的多个器官中实现了长期的基因表达。 在子宫内 因此，基因治疗可被视为治疗单基因遗传病（如肌营养不良症或囊性纤维化）的一种潜在治疗策略。宫内治疗（IUT）的另一潜在优势是能够诱导对特定抗原的免疫耐受。在血友病小鼠模型中已观察到，于发育早期引入凝血因子IX可导致机体对该蛋白产生免疫耐受。14 
除了用于研究潜在的人类治疗方法外，宫内移植（IUT）的小鼠模型还可作为研究发育生物学和干细胞生物学中基本问题的有力工具。例如，研究人员可在特定的妊娠阶段递送各种小分子，以诱导或抑制特定基因的表达，进而调控发育通路。这些干预措施的影响可在初次移植后的不同时间点进行评估。此外，还可将多能性细胞或谱系特异性前体细胞移植到胎儿环境中，以在未经辐照且未受干扰的宿主环境中研究干细胞的分化过程。
宫内移植（IUT）的小鼠模型已在免疫学以及发育与干细胞生物学领域提供了大量研究见解。在本视频方案中，我们详细描述了在小鼠胎儿中实施宫内移植的逐步操作方法，并概述了该技术的关键步骤及潜在难点。

小鼠模型 在子宫内 移植是一种多功能工具，可用于研究干细胞移植和胎儿基因治疗潜在的临床应用。在本方案中，我们介绍了一种实施该技术的通用方法

子宫内干细胞和病毒移植在治疗人类胎儿先天性疾病的方面具有巨大潜力。例如，在……

本实验的总体目标是将细胞或病毒移植到小鼠胎儿体内。首先，在小鼠腹侧做一切口。接着，将子宫和胎儿移出体外，然后进行子宫内注射。最后，轻柔地将子宫复位至腹膜腔内，并缝合腹膜筋膜和皮肤。最终，可通过PCR、流式细胞术或免疫组织化学等方法获得结果，以证实子宫干细胞移植和基因治疗中的细胞植入或基因表达。通过在出生前治疗先天性疾病的创新策略，我们可以利用未成熟的胎儿免疫系统，诱导对同种异体细胞或外源蛋白的免疫耐受。子宫内移植的小鼠模型使我们能够研究胎儿特有的生物学因素，这些因素可导致成功植入和耐受性的诱导。该技术将由我实验室的外科医生兼博士后研究员Amer Nial进行演示。注射移液管的制备首先使用移液管拉制仪拉制玻璃移液管，该拉制仪已校准至可使移液管适当分离的程度。在15秒内，将移液管置于拉针仪中，并使用上下夹具固定。接着，按下拉制按钮。此时灯丝会加热，移液管将被拉断分离。移液管应具有锥形部分，在此部分将移液管末端切断，使得从锥形起始处到移液管末端的距离为1.04至1.05厘米。由于移液管的长度与其尖端孔径成反比，制作过长的移液管会导致尖端更脆弱，在注射过程中更容易断裂，可能影响被注射小鼠胎儿的存活率。为了形成平滑的斜面，必须在金刚石磨轮上打磨移液管尖端。打开磨轮，然后轻轻将移液管降至旋转的磨轮上。当移液管初次被切割时，通常会自然形成一个斜面而断裂。在尖端处，需通过连接的显微镜定期重新评估移液管，以确保移液管仍与磨削轮接触。因为随着斜面逐渐变光滑，移液管会失去与磨削轮的接触。一旦斜面变得光滑，必须对移液管尖端进行进一步 sharpening（ sharpening 指尖端修整）。将移液管抬起，使其不再接触磨削轮。顺时针旋转10至50度，然后将移液管重新放回旋转的磨削轮上，持续约10秒。注意不要将移液管边缘接触磨削轮时间过长，否则可能导致其表面不平整。将移液器从磨削轮上取出并检查边缘。此步骤通常需要重复进行几次微小调整，以形成锋利的边缘。完成一侧后，以相同方式磨削对侧边缘。该示意图展示了注射移液管的正确磨尖方法、正确磨尖后针尖斜面的底部视图，以及如图所示具有不均匀边缘的移液管侧面视图。最后，使用永久性记号笔绘制环形标记线，从移液管锥形部分开始处起，每隔四毫米画一条线，这些标记对应五微升的体积。配制好注射液、移液器和可注射材料后，即可准备进行注射。首先，用一倍磷酸盐缓冲液（XPBS）将注射用移液器清洗两次，将移液器浸入PBS中，按下填充按钮，直至吸入足够液体以充满移液器。随后每次检查PBS。接下来，在操作区域准备好加热垫、照明设备以及必要的外科手术器械。注射操作将使用2.5倍外科放大镜进行。在本演示中，尽管也可使用解剖显微镜，但仍需将麻醉后的小鼠仰卧置于加热垫上，并用胶带固定四肢以确保动物位置稳定。剪除毛发后，用10%聚维酮碘对腹部进行消毒，随后使用酒精脱碘，并通过脚趾夹捏确认动物已完全麻醉。然后在下腹部做一厘米长的切口。切口最下缘应位于阴茎尖端上方约一厘米处，切开皮肤和筋膜。注意不要损伤位于筋膜薄层下方的肠管和膀胱。使用棉签轻轻牵拉筋膜，将妊娠子宫经切口娩出。辨认左右两侧卵巢，以确保完整观察整个子宫，然后计数胎兽数量。 在进行下一步操作前，将子宫放回腹腔，以确保在准备注射时胚胎保持温暖。由于注射材料通常体积较小，我们通常将其置于微型离心管中，以便在不损坏移液器吸头的情况下填充注射针。由于注射是该操作中最困难的部分，因此采用一种对子宫造成最小创伤的娴熟技术，对该方法的成功至关重要。胎儿必须被牢固地固定，同时动作要足够轻柔以避免损伤。在注射过程中，插入和抽出移液管时动作必须保持稳定。根据计划注射的胎儿数量，吸取相应体积的试剂。必须保持移液器吸头的清洁，以避免将样品吸入显微注射管路中。轻轻握住胎鼠，并确定计划注射的部位。在本演示中，我们将对每只胎鼠的不同身体部位进行注射，第一例为胎儿肝脏。用拇指和食指固定羊膜腔内的胎鼠，使其在注射过程中不会旋转。注射肝脏时，小心地将移液枪头穿过子宫、羊膜和胎鼠皮肤，进入胎鼠肝脏。锋利的移液枪头应能轻松穿过这些组织。将所需体积的液体注入胎儿体内，然后轻轻抽出移液管。进行腹腔注射时，在移液管插入、注射和抽出的过程中，操作动作必须保持稳定。移液管需穿过子宫、羊膜和胎儿皮肤，但目标位置应略低于胎儿肝脏。注射所需的肌肉注射体积。调整胎儿体位以识别髋关节和股骨，并向臀肌内注射。对于脑室内注射，可清晰观察到冠状缝，以便引导移液管到达这些注射的适当靶点。需要使用口径稍大的移液管，以穿透颅骨时不会折断移液管。对于涉及出生后取材的研究，所有胎儿都必须接受技术上完美的注射，因为在出生后无法区分已注射和未注射的胎儿。如果注射操作正确，物质不应从羊膜腔或子宫中泄漏出来。胚胎注射完成后，小心地将子宫放回腹腔，确保其自身或血管供应无扭曲。向母体腹膜腔内注入1毫升1×PBS，以补充手术过程中丢失的液体。使用5-0编织可吸收缝线分两层缝合切口。首先，缝合筋膜，注意不要损伤下方的肠管或膀胱，然后缝合皮肤。最后，将注射后的雌性动物放回其单独的笼具中。将笼具置于加热垫上，并在笼内拨松垫料。将小鼠置于动物房内安静的区域，避免在出生后数天内受到干扰。尽量减少动物的额外应激，可降低早产风险。此处展示的是胚胎期第14天的胎鼠接受GFP阳性造血干细胞移植后，供体细胞植入的代表性结果。随后对嵌合体幼鼠进行外周血取样，通过流式细胞术检测供体细胞的GFP表达，从而确认供体细胞的存在。观看本视频后，您应能够充分掌握如何制备注射用移液针以及如何进行子宫内注射。一旦掌握了这些基本技术。该方法可经过修改，用于在不同妊娠阶段对胎儿进行注射，以研究基础发育生物学和干细胞生物学。

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一种小鼠模型在子宫内移植

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