深部脑刺激作为大鼠模型中药物成瘾的治疗方法

从操作箱内药物成瘾的大鼠模型开始。

大鼠体内植入了静脉导管，可通过按压杠杆自行给予药物。

在实验开始阶段，按压杠杆的行为更为频繁，表明存在强迫性觅药行为。

该药物刺激中脑边缘通路，增加伏隔核中的多巴胺释放，而伏隔核是与奖赏和成瘾相关的脑区。

多巴胺水平升高会刺激神经元，增强愉悦效应并促进觅药行为。

大鼠的伏隔核被植入双侧电极，用于深部脑刺激（DBS）。

将大鼠转移至刺激装置，并将电极连接至系统。

输送高频脉冲以失活伏隔核中过度活跃的神经元，从而减弱药物的强化效应。

将大鼠放回操作式条件反射箱，以观察其觅药行为的变化。

DBS 能有效降低药物输注频率，表明其具有抑制成瘾相关行为的潜力。

尽快且平稳地将大鼠放入操作箱中，以尽量减少行为干扰。在实验开始前，用 0.1 毫升 0.9% 的生理盐水冲洗大鼠导管，以确保导管通畅。接着，将一根不锈钢弹簧 leash 连接到大鼠背部的引导套管上。

将套管的另一端连接到操作箱上方的防漏液体旋转连接器。为了使大鼠快速学会自我给药任务，每天进行六小时的训练，连续进行四到五天，且每天的训练时间应保持一致。每次按压有效杠杆时，给予一次甲基苯丙胺输注，随后进入30秒的超时阶段，在此期间按压杠杆不再产生任何输注。

到第一周末时，啮齿类动物将能够熟练地自行给予甲基苯丙胺。在第二周的训练期间，从周一至周五每天进行两小时的实验，以维持并优化其静脉注射甲基苯丙胺的自我给药行为。继续采用固定比率1的程序，并设置30秒的超时。

当连续三个实验阶段中甲基苯丙胺输注的总次数差异小于百分之十时，即达到稳定且强烈的反应状态。另一个判断稳定强烈反应的指标是：前30分钟内输注的累积次数大于后30分钟内的累积次数。当大鼠形成这种药物摄入模式时，表明其已出现成瘾行为，而不仅仅是随意使用。

每次实验结束后，准备一支注射器用于冲洗导管，并将系带从啮齿动物背部断开。使用含有800 IU链激酶的0.1毫升0.9%生理盐水冲洗大鼠导管，以防止血液凝结。冲洗后，将套管插入每个导向套管中，以防堵塞。

然后，将大鼠放回其饲养笼中。参见文本方案，了解如何检测导管通畅性以及如何解决本实验中的常见问题。为本实验准备10至12个聚甲基丙烯酸甲酯（Plexi-glass）箱。

在每个箱子上，用硬质不透明纸覆盖其中三面外侧，以防止大鼠相互看见。但需保持前壁透明，以便在刺激过程中观察动物。接下来，用一块硬板部分覆盖箱子的顶部，以防止大鼠逃逸，同时仍保持空气流通。

在上层面板上，安装用于连接啮齿类动物头帽与刺激系统的换向器。DBS 实验应使用能够向多个动物同时提供恒定电流的刺激系统，且该系统应包含可编程接口。

使用定制长度的电缆，将刺激器的通道端口连接到每个换向器的上部电子基座。然后，使用外覆不锈钢弹簧的16英寸电缆，将换向器的下部电子基座连接到大鼠颅顶植入电极的基座上。该电缆应允许大鼠在围栏内各个区域自由活动，同时不会对颅顶基座产生明显张力。

当大鼠四肢着地时，电缆的长度通常只需能够到达其头部可能到达的范围即可。为了编程系统，使用可视化编程语言来设定每个设备为实现实验终点所需执行的功能，以及将要存储和/或实时显示的数据。在实验开始之前，在可视化控制面板中设定所需的频率、脉冲宽度和幅度。

大鼠高频刺激的典型参数与临床人体深部脑刺激所用参数相似：频率为130至180赫兹，脉宽为60至90毫秒，电流幅度为100至250微安。在进行脑刺激实验时，将大鼠放入箱内后，需将换向器上的不锈钢弹簧电缆连接至头帽上每个电极的基座。

首先，使用 5 微安电流、1000 赫兹频率持续 2 秒，测试每个电极的阻抗。如果电极的阻抗小于或等于 125 千欧姆，则继续进行实验。但如果不符合该条件，则应考虑将动物退出实验，因为电极的电阻可能导致电流降低至可能低于治疗水平的强度。

开始进行一到两次模拟训练，以使大鼠适应实验环境。在这些模拟训练期间不施加任何主动治疗。每次模拟训练结束后，立即将大鼠转运至操作箱中，进行每日两小时的静脉注射甲基苯丙胺自我给药训练。

实验中，将大鼠平衡分配为两组：一组为接受有效刺激的刺激组，另一组为接受模拟刺激的假刺激对照组。每天进行一次深部脑刺激，持续五天，每次三小时。在每次刺激过程中，需仔细观察部分动物，以判断刺激是否引起明显的行为改变。

每次深部脑刺激结束后，立即开始大鼠每日的静脉甲基苯丙胺自我给药。