哺乳动物细胞中mRNA核输出动力学的显微注射分析

本实验的总体目标是测量哺乳动物细胞中 mRNA 核输出的动力学过程。首先将 mRNA 或 DNA 微注射到哺乳动物组织培养细胞的细胞核内，随后在不同的孵育时间点对样品进行固定。

随后通过荧光原位杂交（fluorescent in situ hybridization，简称 fish）对 mRNA 进行染色。该实验步骤的最后一步是成像细胞，并定量细胞质和细胞核中的荧光强度。最终，通过显微注射与荧光显微镜技术的结合，可测定 mRNA 的出核转运速率。

大家好，我是来自多伦多大学生物化学系Palazzo实验室的SRG AV。我是Stefan Toski，也来自Palazzo实验室。我是Palazzo实验室的Amy，这位是Palazzo实验室的Khi Maha David。

今天，我们将向您展示一种通过显微注射将 mRNA 导入哺乳动物组织培养细胞细胞核的实验方法。我们还将演示如何通过荧光原位杂交对 mRNA 进行染色。在我们的实验室中，利用这些方法研究哺乳动物细胞中 mRNA 核输出的动力学过程。

接下来我们开始。在显微注射之前，将先前制备好的质粒DNA用注射缓冲液稀释至每毫升50至200微克。然后向混合物中加入Oregon Green 488（OG）标记的70千道尔顿葡聚糖，以便识别已注射的细胞。

使用OG偶联葡聚糖可帮助确定注入细胞核的液体量以及泄漏到细胞质离心机中的液体量。在13,000 G和4摄氏度条件下离心样品至少20分钟，以沉淀可能堵塞针尖的任何颗粒物质。根据书面方案中描述的标准和成本，选择待进行显微注射的哺乳动物细胞系。

本实验演示使用七种细胞。细胞需提前至少24小时接种于30毫米培养皿中经酸洗处理的盖玻片上。理想情况下，显微注射时细胞单层应达到约70%至90%融合度，以便于识别已注射的细胞；在注射前，使用200微升塑料移液枪头对细胞单层进行划线损伤处理。

在盖玻片上刻划一个十字形划痕，然后将细胞置于组织培养孵育箱中恢复至少15分钟，再进行注射。进行显微注射时，使用倒置显微镜，并将其放置在隔振气浮台上，以尽量减少可能干扰显微注射过程的振动。使用 einor 凝胶加样枪头，从离心样品的上清液顶部吸取约一微升液体，避免扰动沉淀物。

将移液器尖端插入预制显微注射针的后端并排出液体。液体将通过毛细作用被吸入针尖。在5至30秒内，应在针尖附近观察到弯月面。

将装有液体的针插入持针器中，并固定到显微操作仪上。以45度角使用10倍物镜观察针头，将其置于视野中央，靠近焦平面。通过粗调显微操作仪旋钮，持针器经导管连接至玻璃注射器，利用该注射器产生所需压力，以从针尖推出液体。

为保持稳定的压力，将注射器安装到管夹上。使用两个橡胶塞和两个金属夹，将针头抬高几毫米，以防止其在后续步骤中受损，然后将显微镜向后推。柱状结构处，通过按压注射器活塞来增加压力。

0.5 至 2 立方厘米。将含有盖玻片的培养皿置于观察台上，盖玻片上为已划痕的单层细胞。将显微镜向后移动。

将柱体向前推至直立位置，使冷凝器对准针头，以便针头进入液体。操作时应小心谨慎，防止针头在盖玻片上折断。使用10倍物镜确定十字交叉处的中心，并将针头定位在待注射细胞的上方。

通过切换到40倍物镜来增加放大倍数。然后使用操纵杆上的微调旋钮降低并居中针头。从伤口十字的一角开始注射，降低针头使其接触细胞核。

注射后，细胞的相位亮度会发生显著变化。沿伤口横截面的一侧继续操作。为了在观察过程中易于识别已注射的细胞，至关重要的是针对每根针头正确调整注射压力。

压力必须足够高以穿透细胞质膜和核膜，但又不能过高而杀死细胞。沿伤口边缘对细胞进行显微注射，持续固定时间。经过练习，可在该时间段内注射数百个细胞。

若注射质粒DNA，则在固定前将显微注射的细胞置于37摄氏度的组织培养孵育箱中孵育20分钟，随后终止转录。通过用含有1微克/毫升α-鹅膏蕈碱的生长培养基处理细胞，可有效抑制质粒DNA的转录。

将细胞放回培养箱中，使细胞能够输出新合成的mRNA。同一根针头可重复用于注射多个盖玻片。但当显微注射的DNA或RNA类型发生变化时，需要更换针头。

此外，一旦将针头从移液棒上取下，应立即弃置，以获得准确的 mRNA 核输出动力学测量结果。应分别在 0 分钟、15 分钟、30 分钟、60 分钟和 120 分钟固定不同的样品。在适当时间点进行 α-鹅膏蕈碱处理后，吸除培养基，并用 2 毫升 PBS 溶液洗涤细胞两次。

为防止盖玻片干燥，应尽量减少其未浸入液体的时间。通过加入2毫升4%醛溶液（溶于PBS）固定细胞，并在室温下孵育至少15分钟。固定后，将样品再用PBS洗涤两次，随后用2毫升0.1%Triton X-100（溶于PBS）对细胞进行透化处理，并再次于室温孵育至少15分钟。

最后再清洗样品两次，以完成杂交前的样品准备。用含有25%至60%甲酰胺的1×SSC溶液作为洗涤缓冲液，将细胞洗涤两次。然后通过在直径150毫米的培养皿底部加入水，并在水面上漂浮一片对二甲苯来准备杂交用的染色室。

通过将培养皿倒置来去除水分，从而使包埋的组织贴附在培养皿底部。对每一张待染色的盖玻片，手动去除所有气泡。用移液器将100微升杂交溶液滴加到包埋的组织上。

请注意，应使用镊子针对所用特定鱼类蛋白优化凝胶的用量。从30毫米培养皿中取出带有固定细胞的盖玻片。使用沃特曼滤纸擦干盖玻片背面，并从正面吸去多余的缓冲液，注意不要将细胞干燥。

然后将盖玻片正面朝下放置于鱼样溶液中。每张盖玻片均重复此操作。重新盖上染色盒的盖子后，将样品在37摄氏度条件下孵育5至18小时。

以与制备染色 chamber 相同的方式准备多个洗涤 chamber，每个 cover slip 对应一个 chamber，用移液器向洗涤 chamber 的对位区域加入一毫升洗涤缓冲液。孵育结束后，用移液器加入一毫升洗涤缓冲液，从染色 chamber 中取出 cover slip。紧邻 cover slip 处，应通过毛细作用将液体吸入每个样本下方。

然后用镊子取下盖玻片，将每一片置于一滴已在室温孵育5分钟的洗涤缓冲液中。每片盖玻片再重复洗涤两次，共洗涤三次。用移液器吸取10至30微升含DAB的封片液，滴加到先前已洗涤的载玻片上。每张载玻片可使用镊子和沃特曼滤纸放置两片盖玻片。

将盖玻片背面干燥，并从盖玻片正面用吸水纸吸去多余液体，注意不要使样本干燥。将每张盖玻片正面朝下置于一滴封片液上。封片后的样本可于4°C保存。

此处展示了α-黑镰孢菌素（alpha mantin）对转染质粒DNA转录的影响，所用NIH 3T3成纤维细胞经不同浓度α-黑镰孢菌素预处理后，转染了TFL s delta i质粒DNA以及OG偶联的70千道尔顿葡聚糖。每行对应一个视野，分别成像检测OG 70千道尔顿葡聚糖和T uts delta I mRNA。

显然，高浓度的药物完全抑制了T UTS delta I转录本的产生，而在较低浓度下则未观察到这一现象。此处显示的是mRNA核输出成本的时间过程。七个人工授精细胞被注射了T UTS delta i质粒DNA和OG偶联的70千道尔顿葡聚糖。

注射细胞30分钟后，用α-黑麦草碱（alpha mantin）处理，并在37摄氏度下分别孵育0分钟、60分钟和120分钟。随后对细胞进行固定，并使用针对T UTS delta I mRNA的探针以及针对内质网标志物TRAPα的抗体进行染色。每一行对应一个单独的细胞视野。

有关如何定量 mRNA 输出的信息，请参见此处的在线文本。为展示 TFS delta I mRNA 在内质网中的共定位，将 120 分钟时间点放大，显示绿色的 T UTS delta I mRNA 与红色的 TRAP alpha 的叠加图像。有关如何对 mRNA 与蛋白质进行共染色的信息，可参见在线文本。

我们刚刚向您展示了如何通过显微注射来测量 mRNA 的核输出动力学。在执行该操作时，需要牢记成功完成显微注射依赖于充分的准备工作。DNA 和 RNA 制备、样品处理、拉制针头、光学设备校准以及显微注射过程中的故障排除等关键步骤，均已在我们的书面实验方案中有详细描述。

在对显微注射的 mRNA 进行成像和分析时，定量应仅限于那些细胞核内接受注射液体量超过 90% 的细胞。可通过观察核内和细胞质中器官绿葡聚糖的分布情况来评估核注射是否成功。有关设计鱼类探针以及使用图像分析软件分析细胞质和细胞核中 mRNA 分布的更多信息，请参阅我们的在线实验方案。

以上就是全部内容。感谢观看，祝您的实验顺利成功。