Name: 手动约束和常见的化合物在小鼠和大鼠的给药途径 (视频) | JoVE Journal
Uploaded: 2012-09-26T12:00:00.000+00:00
Duration: 14 min 10 s
Description: 学习小鼠和大鼠的手动保定技术，掌握腹腔注射、皮下注射、尾静脉注射及灌胃给药等常用给药方法。本视频演示安全、温和的操作流程，帮助研究人员提升动物实验技能并保障动物福利。

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本研究由 Charles River 资助。

<ol><li>Turner, P. V., Brabb, T., Pekow, C., Vasbinder, M. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Administration+of+substances+to+laboratory+animals%3A+routes+of+administration+and+factors+to+consider%5BTitle%5D)+AND+%22JAALAS%22%5BJournal%5D)">Administration of substances to laboratory animals: routes of administration and factors to consider.</a> JAALAS. 50, 600-613 (2011).</li>
<li>Diehl, K. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+good+practice+guide+to+the+administration+of+substances+and+removal+of+blood%2C+including+routes+and+volumes%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Appl.+Toxicol%22%5BJournal%5D)">A good practice guide to the administration of substances and removal of blood, including routes and volumes.</a> J. Appl. Toxicol. 21, 15-23 (2001).</li>
<li>Hurst, J. L., West, R. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Taming+anxiety+in+laboratory+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Nat.+Methods%22%5BJournal%5D)">Taming anxiety in laboratory mice.</a> Nat. Methods. 7, 825-826 (2010).</li>
<li>Maurer, B. M., Döring, D., Scheipl, F., Küchenhoff, H., Erhard, M. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effects+of+a+gentling+programme+on+the+behaviour+of+laboratory+rats+towards+humans%5BTitle%5D)+AND+%22Appl.+Anim.+Behav.+Sci%22%5BJournal%5D)">Effects of a gentling programme on the behaviour of laboratory rats towards humans.</a> Appl. Anim. Behav. Sci. 111, 329-341 (2008).</li>
<li>Cloutier, S., Newberry, R. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Use+of+a+conditioning+technique+to+reduce+stress+associated+with+repeated+intra-peritoneal+injections+in+laboratory+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Appl.+Anim.+Behav.+Sci%22%5BJournal%5D)">Use of a conditioning technique to reduce stress associated with repeated intra-peritoneal injections in laboratory rats.</a> Appl. Anim. Behav. Sci. 112, 158-173 (2008).</li>
<li>Romanovsky, A. A., Kulchitsky, V. A., Simons, C. T., Sugimoto, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Methodology+of+fever+research%3A+why+are+polyphasic+fevers+often+thought+to+be+biphasic%5BTitle%5D)+AND+%22Am.+J.+Physiol%22%5BJournal%5D)">Methodology of fever research: why are polyphasic fevers often thought to be biphasic.</a> Am. J. Physiol. 275, 332-338 (1998).</li>
<li>Turner, P. V., Pekow, C., Vasbinder, M. A., Brabb, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Administration+of+substances+to+laboratory+animals%3A+equipment+considerations%2C+vehicle+selection%2C+and+solute+preparation%5BTitle%5D)+AND+%22JAALAS%22%5BJournal%5D)">Administration of substances to laboratory animals: equipment considerations, vehicle selection, and solute preparation.</a> JAALAS. 50, 614-627 (2011).</li>
<li>Lukas, G., Brindle, S. D., Greengard, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+route+of+absorption+of+intraperitoneally+administered+compounds%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Pharmacol.+Exp.+Ther%22%5BJournal%5D)">The route of absorption of intraperitoneally administered compounds.</a> J. Pharmacol. Exp. Ther. 178, 562-564 (1971).</li>
<li>AALAS. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=%22Laboratory+Mouse+Handbook%22">Laboratory Mouse Handbook</a>. , AALAS. (2009).</li>
<li>AALAS. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=%22LAT+Training+Manual%22">LAT Training Manual</a>. , AALAS. (2009).</li>
<li>AALAS. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=%22LATg+Training+Manual%22">LATg Training Manual</a>. , AALAS. (2009).</li>
<li>Barnett, S. W. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aBarnett%2C+SW+%22Manual+of+Animal+Technology%22">Manual of Animal Technology</a>. , Wiley-Blackwell. 440(2007).</li>
<li>Baumans, V., Pekow, C. A. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aBaumans%2C+V+%22Handbook+of+Laboratory+Animal+Science%22">Handbook of Laboratory Animal Science</a>. Hau, J., Schapiro, S. J. 1, CRC Press. 401-446 (2010).</li>
<li>Bogdanske, J. J., Hubbard-Van Stelle, S., Riley, M. R., Schiffman, B. M. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aBogdanske%2C+JJ+%22Laboratory+Mouse+Procedural+Techniques%22">Laboratory Mouse Procedural Techniques</a>. , CRC Press. (2011).</li>
<li>Danneman, P., Suckow, M. A., Brayton, C. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aDanneman%2C+P+%22The+Laboratory+Mouse%22">The Laboratory Mouse</a>. , CRC Press. (2000).</li>
<li>Sharp, P. E., La Regina, M. C. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aSharp%2C+PE+%22The+Laboratory+Rat%22">The Laboratory Rat</a>. , CRC Press. (1998).</li>
</ol>

作者为查尔斯河实验室的员工。

本方案应视为动物操作和物质给药的入门介绍，旨在补充研究人员所在机构提供的实际操作培训。在实验设计以及撰写研究方案或伦理委员会方案时，应考虑所采用的固定方法和物质给药途径。
动物相关操作的培训对研究的成功至关重要。大多数实验需要研究人员对动物进行操作，而操作技术越好，动物所承受的压力就越小3。让动物适应温和的人工接触可以减轻其应激反应，使其成为更易于管理的实验对象4,5。已有研究表明，操作应激会影响某些类型的研究6，也可能影响其他类型的研究。对啮齿类动物的固定应通过谨慎但稳固的手法完成（抓握不坚定可能导致动物和操作者受伤），且应尽可能缩短固定时间。固定方法通常根据动物体型或所需操作部位来选择。例如，虽然可以通过颈背部抓握成年大鼠，但大鼠通常会强烈抵抗，尤其是当操作者经验不足时。徒手抓握小鼠或大鼠会使尾静脉难以暴露，因此常使用固定装置以尽可能保持动物静止。
研究人员在处理动物时，通常需要给予某种化合物或生物制剂以进行后续研究。给药途径会影响物质的吸收、生物利用度以及其在特定实验中的适用性。熟悉各种给药途径有助于研究人员以最符合研究需求的方式给予物质。例如，如果研究人员希望以较慢作用的方式给予物质，则不应选择促进快速吸收的给药途径，如静脉注射或腹腔注射。有关这些技术的最新综述，以及关于给药体积、器械和溶质的考虑因素，可参见Turner et al. 1,7发表的两篇论文。
每当向实验啮齿类动物施用物质时，应考虑所用设备的合适规格及物质的体积（如文中所述）。 表1）。不合适的设备尺寸或过大的容量可能导致动物不适、受伤甚至死亡。通常情况下，通过非胃肠道途径给予的物质应为无菌，除非研究目的使无菌操作无法实现（即，细菌学研究）。化合物和生物制剂应溶解于对动物影响最小的溶剂或载体中。生理 pH 值（7.3–7.4）通常可被良好耐受，尤其是皮下、肌肉和腹腔注射途径。通过这些途径给予 pH 值偏离生理范围的物质可能导致疼痛、坏死及组织损伤。经胃内和静脉途径给药时，可耐受更宽范围的 pH 值。 7在小型啮齿类动物中，另一个重要考虑因素是，若给予大量室温液体，可能导致动物体温过低。若通过静脉或腹腔途径输注液体，尤其是用于病弱动物的支持治疗时，液体应预热至体温（37 °C）。
本方案中讨论的给药途径在许多研究项目中被广泛使用，易于掌握，通常不需要麻醉。然而，可能的给药途径种类几乎无限，包括颅内、鞘内、硬膜外、气管内、骨内和关节内等，仅举几例。对于这些特殊给药途径的培训，应向对该途径具有丰富经验并取得良好效果的专业人员寻求。
在啮齿类动物中，鼻内给药途径通常用于研究通过比气管内灌注更“自然”的方式进入肺部的物质。小鼠和大鼠为强制性鼻呼吸动物，因此即使在清醒状态下，使其吸入极少量液体也并不困难。由于鼻黏膜富含血管，某些物质通过鼻内给药的吸收效果可能接近静脉注射。然而，对于患有鼻炎的动物，不建议采用该给药途径，因为这可能影响药物吸收。尝试通过鼻内途径给予大剂量液体可能导致动物出现呼吸困难甚至溺亡。
肌内注射可实现物质的快速吸收。由于大鼠和小鼠体型较小，相应肌肉也较小，因此在这些动物中进行肌内注射具有挑战性。注射通常在后肢进行。由于可能存在坐骨神经损伤的风险，故首选股四头肌作为注射部位。
尽管皮下和皮内给药途径均涉及皮肤，但物质在皮肤与皮下组织中的生物利用度存在差异。皮下给药通常被视为一种“储存”式给药途径，其吸收速度较静脉或腹腔注射等途径更慢。皮内给药则用于给予极小体积的物质，通常为免疫刺激性物质，如佐剂-抗原混合物。在这两种情况下，所给予的物质均应具有生理pH值且无刺激性。不应在动物颈背部皮肤皱褶处进行皮内或皮下注射，因为该部位常用于抓握固定啮齿类动物。
在啮齿类动物中，静脉注射和腹腔注射通常被认为是等效的。然而，静脉给药途径可使化合物更快地被吸收，而腹腔注射则应大致视为与口服给药相当8。腹腔注射的化合物需特别注意，若缓冲不当可能引起疼痛。啮齿类动物常见的静脉推注途径是通过尾静脉。如需长期进行静脉给药，应考虑植入静脉或动脉导管。静脉注射的物质必须以无菌方式给予，并应证明其静脉给药的安全性。例如，可能诱发溶血、血栓形成或血管炎的物质不适合用于静脉注射。
经口灌胃或胃内给药途径常用于模拟人类常见的给药方式。与通过食物或饮水进行的口服给药相比，该方法可实现更精确的剂量控制。通过灌胃给予的化合物的生物利用度会因动物的进食/禁食状态以及化合物或生物制剂的溶质或载体不同而有所差异。灌胃针或饲喂针应根据所用动物的体型选择合适规格，并在动物之间使用后进行清洁，除非使用一次性灌胃针。灌胃操作所致的损伤并不少见，可能包括将药物误注入肺部，或导致胃部或食道破裂。操作培训应由经验丰富的人员监督，并首先在已处死的动物上进行，随后在将被处死的麻醉动物上练习，最后才能尝试对清醒动物实施灌胃。首次对清醒动物进行灌胃时，应选择体型适中的动物，并使用较小体积的无害物质（如生理盐水），以避免操作失误时造成严重伤害。灌胃后应密切观察动物是否出现痛苦迹象，例如呼吸急促、皮肤发绀、出血或过度流涎，必要时应实施安乐死。若需实施安乐死，应对动物进行剖检以确定灌胃失败的原因。

<table><tbody><tr><td>针头</td><td>多种</td><td>多种</td><td>针头按规格和长度出售。订购前请确认两者参数。</td></tr><tr><td>注射器</td><td>多种</td><td>多种</td><td>务必根据给药体积选择合适的尺寸。</td></tr><tr><td>DecapiCones</td><td>Braintree Scientific</td><td>DC-200, DCL-120, MDC-200</td><td>提供适用于小鼠和大鼠的型号。</td></tr><tr><td>啮齿类动物固定器</td><td>Harvard Apparatus, Braintree Scientific, Plas-Labs, 其他厂商</td><td></td><td>有透明有机玻璃、可调节塑料材质，提供适用于小鼠和大鼠的尺寸。</td></tr><tr><td>50 ml 离心管</td><td>多种</td><td></td><td></td></tr><tr><td>灌胃针</td><td>VWR, Popper and Sons</td><td>多种</td><td>针头的规格和长度应根据动物情况如上所述进行选择。一次性及可重复使用的灌胃针均有供应。</td></tr></tbody></table>

小鼠和大鼠的手动保定及常用化合物给药途径

Manual Restraint and Common Compound Administration Routes in Mice and Rats

能够安全有效地固定小鼠和大鼠是开展科研工作的重要组成部分。自信且人道地操作小鼠和大鼠需要掌握基本的抓取与固定方法。本文将介绍安全操作实验动物所需的基本原则，包括单手固定、双手固定以及使用专门设计的固定装置进行固定的方法。在动物实验研究中，另一个常见环节是对小鼠和大鼠有效给予化合物。尽管给药途径种类繁多（仅受动物体型和器官限制），但大多数途径在常规研究中并不常用。本视频将演示几种常见的给药途径，包括静脉注射、肌肉注射、皮下注射和经口灌胃。本文的目标是向不熟悉这些技术的观众介绍基本的动物固定方法和物质给药途径。请注意，本视频不能替代您所在机构所要求的实地操作培训，而是用于辅助和补充该培训内容。

安全且人道地操作实验啮齿类动物需要掌握基本的抓取与固定方法。本文将介绍安全抓取小鼠和大鼠并有效给予化合物所需的基本原则。

能够安全有效地固定小鼠和大鼠是开展科研工作的重要组成部分。自信且人道地操作小鼠和大鼠……

本视频的总体目标是使观众熟悉在小鼠和大鼠中用于手动保定及化合物给药的各种技术。可通过多种单手或双手保定方法，或使用塑料保定器对小鼠和大鼠进行保定。给药技术包括腹腔内、皮下、血管内和皮内注射。本视频还演示了注射方法，以及经口灌胃和鼻内给药。学习如何自信、温和且安全地操作动物是体内研究的重要组成部分。操作动物时应始终确保动物和研究人员的安全。通常，刚接触这些方法的人员可能会遇到困难，因为熟练掌握啮齿类动物的操作需要一定时间。对于初次接触啮齿类动物的研究人员来说，这类动物也可能令人感到畏惧或害怕。剂量给药和固定技术的直观演示，对于成功给药以及防止动物和操作人员受到惊吓或伤害都至关重要。小鼠可通过单手或双手手法进行手动固定。两种方法的第一步都是轻轻地抓住小鼠尾巴根部，将其提起并放在笼盖的金属丝网格或类似的粗糙表面上。对于单手操作技术，将尾巴根部夹在第三和第四手指之间，同时轻柔地向后拉尾巴。这将使小鼠抓住表面并向前牵拉。接下来用力抓住小鼠颈背部皮肤，用同一只手握住尾巴。用食指和拇指在头部基部附近抓紧，并通过中指和无名指沿背部向后延伸抓握范围。务必对小鼠颈部周围的皮肤施加适当的压力，以防止小鼠转动或扭动，但压力不可过大，以免影响动物呼吸。双手法操作类似，其中一只手轻轻向后拉尾巴，另一只手则迅速而牢固地抓住小鼠颈背部的皮肤，使尾巴位于一只手，而颈背部皮肤位于另一只手。将小鼠提起，并将尾巴根部夹在握持颈背部皮肤的手的掌心与第三或第四手指之间。与之前相同，确保抓握牢固，但仍然允许动物呼吸。抓取大鼠颈背部皮肤通常需要双手操作。首先，将大鼠从笼中取出，放置于粗糙的表面上。接下来，用非惯用手抓住大鼠的尾巴并轻轻向后拉。用一只手牢固地握住尾巴，另一只手从后方接近大鼠颈背部。在向肩胛骨方向移动时，对大鼠背部施加轻柔的压力。最后，用手指和手掌抓住大鼠颈部的皮肤。以这种方式固定时，大鼠可能会发出叫声。使用肩部后方抓握法时，用惯用手抓住大鼠尾巴，轻轻向后拉。接下来，从后方接近大鼠，将非优势手放在其背部。用无名指、小指和拇指抓住大鼠的胸部，使其头部位于食指和中指之间。另一种固定方法是肩下握持法。用惯用手如前所述抓住大鼠的尾巴，另一只手从后方伸向大鼠背部，并用非惯用手在肩胛骨正下方环握大鼠的胸廓。应用拇指和食指轻轻将大鼠的前肢向上推起，使其前肢交叉于大鼠颏下，以防止其咬人。若将大鼠身体紧贴操作者以保持稳定，可用单手维持此抓握姿势。一种称为脱帽锥形罩的柔性圆锥形薄塑料部件也可用于动物固定。将动物向前推，使其鼻子从脱帽罩末端的小孔中伸出，然后用手捏紧袋口固定住尾巴，或使用橡皮筋或扭结扎带将动物固定到位。固定完成后，可通过塑料材料进行注射；当需要接触动物尾巴时，可使用刚性塑料容器。按照设备制造商的说明插入大鼠。使用此类固定装置时，应轻轻抓住大鼠尾巴，将其向后拉入固定器中。盖上装置前端的盖板，并调节至适当位置以限制动物的活动。如果动物表现出焦躁不安，可在其身上覆盖一条毛巾以进行约束；毛巾提供的黑暗环境和轻柔束缚有助于使躁动的大鼠平静下来。将毛巾轻轻盖在大鼠身上，然后小心地用手握住大鼠的身体。用毛巾将大鼠包裹起来，注意不要遮住大鼠的鼻子。移动毛巾，使注射部位暴露。在实施以下任何给药技术之前，建议先练习操作注射器。理想情况下，应使用一只手操作注射器，另一只手固定动物。针头插入动物体内时，斜面应朝上，尤其是进行静脉注射时。细针容易在插入药瓶塞时受损。应使用较粗的针头抽取药液，然后更换较细的针头进行注射。在过敏和哮喘研究以及某些肺部相关研究中，鼻内给药常用于某些类型的感染性试剂。鼻内给药无需像气管内注射那样进行麻醉和手术。进行鼻内给药时，可按前述方法固定动物，使用注射器或移液器将少量待吸入物质滴入动物鼻孔。观察物质是否进入鼻腔，并根据需要重复操作。如果需要快速吸收且可使用极小体积给药，化合物可通过肌内注射给药。由于注射时需固定并暴露一条后肢，肌内注射可能需要两人配合完成。将针头垂直插入动物股四头肌或大腿外侧肌群上方的皮肤。注意避免注入后部肌肉群，以免损伤坐骨神经。当需要给予较大体积的化合物，且可接受其吸收速率以近似口服给药时，可选择腹腔给药。进行腹腔注射时，固定动物并将动物鼻尖朝向地面。为暴露腹部，找到动物的中线并想象将腹部划分为四个象限。选择动物右下象限等下部区域作为注射部位，使用合适尺寸的注射器和针头将物质注入动物体内。当需要缓慢吸收时，可采用皮下给药方式。小鼠和大鼠的皮肤较为松弛，因此与人类相比，可进行皮下注射的体积相对较大。进行皮下注射时，应如前所示轻轻固定动物。抓住皮肤并轻轻向上提起。使用合适尺寸的注射器和针头搭建帐篷状皮肤，将针头以30至45度角插入被提起的皮肤内，并注入物质。皮下出现轻微肿胀即表明注射成功。如果在皮下注射后需要常规处理动物，则不要使用颈部皮肤。应使用背部臀部区域的皮肤。如果动物需要接受多次皮下注射，应交替注射部位。在进行皮内给药时，对动物的固定可能会比较困难，可能需要使用化学镇静。如果使用麻醉剂，务必确保其不会干扰任何研究目的。进行皮内注射时，首先应去除注射部位的毛发，以便在注射位置清晰地看到皮肤。将合适尺寸的针头以15至30度的角度插入皮肤，针头不宜插入过深。如果注射正确，针头进入时应能感受到阻力。若注射成功，可见皮肤出现一个比周围组织颜色更浅的小疱。应施加轻柔压力，以防止注射物回流。血管内给药适用于多种化合物，当化合物能够被适当配制且需要快速起效时，此途径为最佳选择。进行侧尾静脉血管内注射时，将动物固定于断头锥形管或塑料啮齿类动物固定器中。如先前所示，用非惯用手捏住动物尾尖，以拉直并旋转尾巴，旋转四分之一圈，使尾静脉位于背侧。选择两条侧尾静脉中的一条进行注射，注意避开腹侧尾动脉。将针头以15至20度的角度从尾部远端进针并注入物质。成功的注射表现为物质顺利进入静脉，无明显阻力，且在注射过程中尾静脉出现短暂的变白现象。将注射位置选择得更远端，可以保留静脉的未受损部分，以便在首次尝试失败时使用。经胃内给药或口服灌胃仅在清醒且被固定的动物身上进行，因为麻醉或镇静会增加吸入性风险。用于安全性测试并拟供人类口服的化合物通常采用这种方式给药。首先选择合适尺寸的口服喂养针头。测量长度时，将固定好的动物竖直提起，从其嘴角处开始测量，饲喂针的球状针尖应到达动物的最后肋骨处。固定动物时，应使其头部与身体呈一条垂直的直线。这可以拉直食管，便于饲喂针头顺利通过。将针头的球状尖端插入动物口中，置于舌头上方。针头就位后，轻轻将针头和注射器向上提起，抵住腭部，使动物的鼻部朝向天花板。当针头穿过咽喉后部时，可能需要略微调整方向。若感到针头有张力，表明需要调整位置，继续推进针头直至达到预定距离。针头应能顺利通过，动物不应出现喘息或窒息现象，此时可给予受试物质。如果遇到阻力，或动物立即出现呼吸困难、呛咳或发绀，应立即停止并拔出针头。掌握这些技术后，即可安全地对大鼠和小鼠进行给药，并有效地固定动物。在实施这些操作时，必须牢记：正确地固定动物，可确保操作对动物和操作者均安全。请记住，在科学研究中使用动物既是一种特权，也是一种责任。选择正确的固定方法和适当的给药途径，既符合良好的科学实践，也符合良好的动物福利要求。

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手动约束和常见的化合物在小鼠和大鼠的给药途径

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斑马鱼, 养殖设施, 实验室建设, 水生模式生物, 动物房设计, 成本效益, 实验动物管理, 水循环系统, 实验室基础设施

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小鼠和大鼠的手动保定及常用化合物给药途径

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