Name: 超高分子量DNA提取微生物席 (视频) | JoVE Journal
Uploaded: 2011-07-07T12:03:00.000+00:00
Duration: 9 min 30 s
Description: 学习从嗜盐微生物席中提取超高分子量DNA的改进方法。该方案通过先分离微生物细胞再进行裂解和纯化，显著提高DNA质量与浓度，适用于宏基因组学研究。

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本工作由美国国家科学基金会环境基因组学计划（资助号：EF-0723707）资助。

1. 微生物细胞提取：
<ol>
<li>使用无菌研磨杵充分混匀微生物垫层。将约 30 g（湿重）均质后的垫层材料全部放入 Waring 匀浆器的无菌容器中，加入约 100 mL 的 1 M NaCl（或根据所用样品特定浓度），以中等速度匀浆 3 次，每次 1 分钟，每次间隔在 -20°C 冰箱中冷却 1 分钟。将匀浆液转移至 250 mL 离心瓶中，并用 1 M NaCl 补充至满体积。NaCl 溶液使用高压灭菌的去离子水配制，并经滤膜除菌。</li>
<li>在室温下使用涡旋振荡器（Vortex-GenieR2）以 150 rpm 振荡 30 分钟，进一步使微生物细胞从基质中脱离。</li>
<li>在 4°C 下以低速（500×g）离心 15 分钟。轻柔地将上清液转移至烧瓶中，尽量减少对沉淀物的扰动。</li>
<li>利用所得沉淀物，重复进行匀浆及步骤 1.2 和 1.3，共额外进行 4 次，每次在步骤 1.3 结束后向沉淀物中加入新鲜的 NaCl 溶液。每次 NaCl 提取所得的上清液均转移至新的烧瓶中。</li>
<li>合并 5 次细胞提取所得的上清液，分装为每份 200 mL，于 4°C 下以高速（25,000×g）离心 15 分钟。弃去上清液，将每份细胞沉淀重悬于 10 mL 2% 六偏磷酸钠溶液中，合并所有沉淀，并用 2% 六偏磷酸钠溶液定容至 200 mL。在室温下以 150 rpm 振荡洗涤细胞 30 分钟。此步骤结束后，应仅保留一支含有全部细胞的离心管，用于后续操作。</li>
<li>在 4°C 下以高速（25,000×g）离心 15 分钟。弃去上清液，将细胞沉淀重悬于 200 mL TE 缓冲液（含 50 mM EDTA）中，在室温下以 150 rpm 振荡洗涤 10 分钟。</li>
<li>在 4°C 下以高速（25,000×g）离心 15 分钟，弃去上清液，将沉淀重悬于 15 mL TE 缓冲液（含 10 mM EDTA）中，分装为 200-μL 每份，于 -80°C 保存，待后续 DNA 提取时使用。</li>
</ol>
2. DNA 提取与纯化：
<ol>
<li>向200 μL微生物细胞等分试样中加入200 μL 5 M NaCl、200 μL 10% SDS和100 μL 14.3 M β-巯基乙醇，通过倒置轻柔混匀4–6次。</li>
<li>将混合物进行3轮冻融处理：先浸入液氮中2分钟，再在65°C水浴中解冻5分钟。最后一次解冻延长至10分钟。</li>
<li>加入200 μL 5 M醋酸钾（pH 5.5），冰上放置10分钟。在4°C下以10,000×g离心10分钟，使用宽口移液吸头将上清液转移至新管中。加入3 μL RNase A，在37°C孵育1小时。</li>
<li>加入等体积氯仿，轻轻倒置振荡混匀，然后在室温下以15,000×g离心10分钟。</li>
<li>使用宽口移液吸头小心将上层上清液转移至新管中，避免吸取上下层之间的白色界面层。重复氯仿抽提步骤一次。</li>
<li>向上清液中加入等体积预冷（-20°C）的异丙醇，冰上孵育30分钟以沉淀DNA。</li>
<li>在4°C下以最大转速（20,800×g）离心10分钟，使DNA形成沉淀。</li>
<li>弃去上清液，用1 mL预冷（-20°C）的70%乙醇洗涤DNA沉淀。</li>
<li>在4°C下以最大转速（20,800×g）离心10分钟，弃去上清液，重复70%乙醇洗涤一次，空气干燥DNA沉淀10分钟。再次重复70%乙醇洗涤。</li>
<li>将DNA重悬于25 μL TE缓冲液（10 mM EDTA）中，65°C温育5分钟。若使用多个离心管，将所有样品合并至同一管中，并用TE缓冲液补足体积至500 μL。</li>
<li>加入500 μL冰上预冷（或4°C）的20%聚乙二醇（PEG）（用1.2 M NaCl配制），轻轻倒置混匀，冰上孵育10分钟，然后在4°C下以最高速度离心10分钟使DNA沉淀。弃去上清液，用1 mL预冷70%乙醇洗涤DNA沉淀，空气干燥10分钟，最后将DNA重悬于30–50 μL TE缓冲液或分子生物学级水中。可通过65°C温育5分钟促进DNA重悬，并将DNA储存于-80°C。</li>
</ol>
3. DNA 纯度、浓度和大小测定：
<ol>
<li>使用 Nanodrop 1000 分光光度计或其他适当的仪器，通过测量 A260/280 和 A260/230 比值来确定 DNA 纯度。</li>
<li>根据制造商说明书，使用 Quant-iT dsDNA 检测试剂盒测定 DNA 浓度。</li>
<li>采用脉冲场凝胶电泳测定 DNA 片段大小。制备含 0.5X TBE 的 1% 琼脂糖凝胶，并在 CHEF Mapper XA 系统上使用以下参数：初始切换时间为 0.35 s，最终切换时间为 7.67 s，夹角为 120°，电场强度为 6.0 V/cm，采用线性渐变模式。用 1 x SYBR Green I 染色 30 分钟。每泳道上样总量为 700–1000 ng DNA。完整方案的简要形式见图 3。</li>
</ol>
代表性结果：
细胞提取：
连续的微生物细胞提取物（上清液）显示，随着提取次数的增加，提取物的浊度逐渐降低。这表明每次连续的细胞提取后，细胞数量有所减少。需要注意的是，每增加一次细胞提取步骤，都会增加污染的风险，因此应尽量减少细胞提取次数，以确保最终的细胞沉淀能够代表整体的微生物群落。其他污染来源则通过采用适当的实验室无菌技术加以控制。例如，溶液使用经高压灭菌的去离子水配制，并通过滤膜除菌；容器则通过酒精消毒、高压灭菌，并在紫外灯和紫外交联仪下处理。 
DNA 浓度与质量测定：
该方案每克垫状样品可获得约 2 μg 的高分子量 DNA（35-50 kb）（图 4），A260/280 比值为 1.6，A260/230 比值为 0.7（表 1）。尽管 A260/230 比值偏低，但在另一项研究中并未观察到对下游分子应用（如 16S rRNA 基因的 PCR 扩增）产生抑制作用7。需要注意的是，来自高盐环境垫状样品的 DNA 主要存在两类污染源：胞外多糖（EPS）和盐类。因此，尽管已采取大量措施以减少这些污染物对下游应用的影响，但仍有可能残留微量污染物，从而影响 A260/230 比值。
DNA 大小测定：
脉冲场凝胶电泳采用脉冲电流并间歇性改变方向，导致DNA呈弥散条带，如图3所示。我们的实验方案获得的高分子量DNA大小约为35–50 kb。尽管部分DNA片段可能小于30 kb，但确保弥散条带中有部分DNA大于35 kb至关重要，因为fosmid克隆需要约40 kb的DNA插入片段，而较大的DNA片段更有利于完整生物合成途径的获取。在本研究中，我们将35 kb以上的DNA弥散条带切下并纯化，用于大插入片段载体克隆及其他分子生物学应用。
<img src="/files/ftp_upload/2887/2887fig1.jpg" alt="展示自然界静态平衡的湿地生态系统。生态平衡示意图。" data-altupdatedat="1788235205000" data-alt="图1"> 
图1. 位于巴哈马伊柳塞拉岛的高盐度微生物席采样点（Big Pond）。
<img src="/files/ftp_upload/2887/2887fig2.jpg" alt="显微研究中分层食物样本的横截面，显示其质地和组成。" data-altupdatedat="1788235205000" data-alt="图 2"> 
图 2. 本研究所用高盐度微生物席的横截面。该微生物席取自巴哈马伊柳塞拉岛的一个高盐度池塘。
<img src="/files/ftp_upload/2887/2887fig3.jpg" alt="细胞裂解和DNA纯化示意图；步骤：细胞提取、去除碎片、DNA沉淀。" data-altupdatedat="1788235205000" data-alt="图3"> 
图3. 微生物细胞提取、细胞裂解、提取及宏基因组DNA纯化过程中所涉及步骤的示意图。<a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/2887/2887fig3large.jpg">点击此处查看大图。</a>
<img src="/files/ftp_upload/2887/2887fig4.jpg" alt="DNA电泳凝胶图，显示19.4 kb和48.5 kb处的条带，指示DNA大小。" data-altupdatedat="1788235205000" data-alt="图4"> 
图4. 采用脉冲场凝胶电泳对提取的DNA进行分子量表征。M泳道为高分子量（HMW）标记物，泳道1和2为使用上述方案从伊留瑟拉高盐菌膜中提取的宏基因组DNA的重复样本。
<table border="1">
	<tbody>
		<tr>
			<td>提取方法</td>
			<td> </td>
			<td>浓度 ng/g</td>
			<td>A260/280</td>
			<td>A260/230</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PEG</td>
			<td>重复 1</td>
			<td>1806.1</td>
			<td>1.64</td>
			<td>0.76</td>
		</tr>
		<tr>
			<td> </td>
			<td>重复 2</td>
			<td>2010.8</td>
			<td>1.61</td>
			<td>0.75</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>
表1. 从高盐环境微生物席中提取的DNA浓度与质量的测定。

<ol><li>Decho, A. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Microbial+biofilms+in+intertidal+systems%3A+an+overview%5BTitle%5D)+AND+%22Cont.+Shelf+Res%22%5BJournal%5D)">Microbial biofilms in intertidal systems: an overview.</a> Cont. Shelf Res. 20, 1257-1273 (2000).</li>
<li>Dupraz, C., Visscher, P. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Microbial+lithification+in+marine+stromatolites+and+hypersaline+mats%5BTitle%5D)+AND+%22Trends+Microbiol%22%5BJournal%5D)">Microbial lithification in marine stromatolites and hypersaline mats.</a> Trends Microbiol. 13, 429-438 (2005).</li>
<li>Steffan, R. J., Goksoyr, J., Boj, A. K., Atlas, R. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Recovery+of+DNA+from+soils+and+sediments%5BTitle%5D)+AND+%22Appl.+Environ.+Microbiol%22%5BJournal%5D)">Recovery of DNA from soils and sediments.</a> Appl. Environ. Microbiol. 54, 2908-2915 (1988).</li>
<li>Lee, Y. K., Kim, H. W., Liu, C. L., Lee, H. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+simple+method+for+DNA+extraction+from+marine+bacteria+that+produce+extracellular+materials%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Microbiol.+Methods%22%5BJournal%5D)">A simple method for DNA extraction from marine bacteria that produce extracellular materials.</a> J. Microbiol. Methods. 52, 245-250 (2003).</li>
<li>Roose-Amsaleg, C. L., Garnier-Sillam, E., Harry, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Extraction+and+Purification+of+Microbial+DNA+from+Soil+and+Sediment+Samples%5BTitle%5D)+AND+%22Appl.+Soil+Ecol%22%5BJournal%5D)">Extraction and Purification of Microbial DNA from Soil and Sediment Samples.</a> Appl. Soil Ecol. 18, 47-60 (2001).</li>
<li>de Lipthay, J. R., Enzinger, C., Johnsen, K., Aamand, J., Sørensen, S. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Impact+of+DNA+extraction+method+on+bacterial+community+composition+measured+by+denaturing+gradient+gel+electrophoresis%5BTitle%5D)+AND+%22Soil+Biol.+Biochem%22%5BJournal%5D)">Impact of DNA extraction method on bacterial community composition measured by denaturing gradient gel electrophoresis.</a> Soil Biol. Biochem. 36, 1607-1614 (2004).</li>
<li>Bey, B. S., Fichot, E. B., Dayama, G., Decho, A. W., Norman, R. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Extraction+of+High+Molecular+Weight+DNA+from+Microbial+Mats%5BTitle%5D)+AND+%22Biotechniques%22%5BJournal%5D)">Extraction of High Molecular Weight DNA from Microbial Mats.</a> Biotechniques. 49, 631-640 (2010).</li>
<li>Kakirde, S. K., Parsley, L. C., Liles, M. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Size+does+matter%3A+Application-driven+approaches+for+soil+metagenomics%5BTitle%5D)+AND+%22Soil+Biology+%26+Biochemistry%22%5BJournal%5D)">Size does matter: Application-driven approaches for soil metagenomics.</a> Soil Biology & Biochemistry. 42, 1911-1923 (2010).</li>
<li>Rodon, M. R., August, P. R., Bettermann, A. D., Brady, S. F., Grossman, T. H., Liles, M. R., Loiacono, K. A., Lynch, B. A., MacNeil, I. A., Minor, C., Tiong, C. L., Gilman, M., Osburne, M. S., Clardy, J., Handelsman, J., Goodman, R. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cloning+the+Soil+Metagenomic%3A+A+Strategy+for+Accessing+the+Genetic+and+Functional+Diversity+of+Uncultured+Microorganisms%5BTitle%5D)+AND+%22Appl.+Environ.+Microbiol%22%5BJournal%5D)">Cloning the Soil Metagenomic: A Strategy for Accessing the Genetic and Functional Diversity of Uncultured Microorganisms.</a> Appl. Environ. Microbiol. 66, 2541-2547 (2000).</li>
<li>Beja, O., Aravind, L., Koonin, E. V., Suzuki, M. T., Hadd, A., Nguyen, L. P., Jovanovich, S. B., Gates, C. M., Feldman, R. A., Spudich, J. L., Spudich, E. N., DeLong, E. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Bacterial+Rhodopsin%3A+Evidence+for+a+New+Type+of+Phototrophy+in+the+Sea%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Bacterial Rhodopsin: Evidence for a New Type of Phototrophy in the Sea.</a> Science. 289, 1902-1906 (2000).</li>
</ol>

无利益冲突声明。

由于从复杂且高度多样化的微生物席样品中完全去除所有细胞并不现实，因此主要关注的问题是所提取的细胞在多大程度上能够代表整个微生物席群落。在之前的一项研究中，通过对微生物16S rRNA基因进行PCR-DGGE分析表明，本方案中所采用的五步细胞去除步骤所提取的细胞能够代表整个微生物席群落7。实际所需的细胞提取步骤数量可能因样品类型不同而有所变化。为了针对不同样品优化实验方案，建议先开展小规模的预实验，通过比较每一步细胞提取后所获得的微生物丰富度与原始群落的丰富度，以确定最佳的提取步骤数。
Fosmid 克隆需要用于文库构建的 35–40 kb HWM DNA8我们的方案获得的DNA片段大小在35–50 kb之间（图4），并已成功用于构建基于fosmid的宏基因组文库（未发表结果）。其他用于产EPS海洋细菌DNA提取的方案所获得的 &tilde;23 kb4在功能宏基因组学研究中，较大的DNA片段能够更广泛地获取编码生物合成途径以及功能行为的多种基因 9,10因此，高质量大分子量DNA是宏基因组学研究...

<table><tbody><tr><td>&amp;#946;巯基&amp;#8211;乙醇</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>M3148</td><td></td></tr><tr><td>聚乙二醇 8000</td><td>Promega Corp.</td><td>V3011</td><td>20%（溶于1.2 M NaCl中）</td></tr><tr><td>乙酸钾</td><td>Fisher Scientific</td><td></td><td>Fisher Scientific</td></tr><tr><td>Quant-iT dsDNA 检测试剂盒</td><td>Invitrogen</td><td>Q33130</td><td></td></tr><tr><td>RNase</td><td>Epicentre Biotechnologies</td><td>MRNA092</td><td></td></tr><tr><td>氯化钠</td><td>VWR</td><td>BDH8014</td><td>适当浓度</td></tr><tr><td>十二烷基硫酸钠</td><td>Fisher Scientific</td><td>03-500-509</td><td>10% 水溶液</td></tr><tr><td>六偏磷酸钠</td><td>EMD Millipore</td><td>SX0583-3</td><td>2% 的水溶液</td></tr><tr><td>TBE</td><td>Fisher Scientific</td><td>BP1333-1</td><td></td></tr><tr><td>CHEF Mapper XA 系统</td><td>伯乐（Bio-Rad）</td><td>170-3670</td><td></td></tr><tr><td>NanoDrop 1000 分光光度计</td><td>赛默飞世尔科技公司</td><td>ND-1000</td><td></td></tr><tr><td>涡旋振荡器</td><td>Scientific Industries Inc.</td><td></td><td></td></tr><tr><td>紫外交联仪</td><td>UVP 公司</td><td></td><td></td></tr><tr><td>沃林搅拌器</td><td>沃林实验室</td><td>LB10S</td><td></td></tr></tbody></table>

从微生物席中提取高分子量dna

Extraction of High Molecular Weight DNA from Microbial Mats

宏基因组数据的成功且准确的分析与解读依赖于高效提取高质量、高分子量（HMW）的群落DNA。然而，环境样本（如微生物席）常常难以获得高浓度、高质量的高分子量DNA。高盐度微生物席含有大量胞外多聚物（EPS）1 和盐分，可能抑制提取DNA的下游应用。针对难处理样本的DNA提取通常采用直接且剧烈的方法。这些方法常被使用的原因是，微生物席中的EPS作为一种黏附性基质，会在直接裂解过程中结合DNA2,3。由于采用了更剧烈的提取方法，DNA往往被断裂成较小的片段4,5,6。
因此，该DNA不适合用于大片段插入载体的克隆。为了克服这些限制，我们报道了一种改进的方法，可从高盐度微生物垫中提取高质量和高产量的高分子量（HMW）DNA。我们采用了一种间接方法，通过匀浆和差速离心将微生物细胞从微生物垫基质中分离出来。随后结合机械和化学手段，从分离得到的微生物细胞中提取并纯化DNA。本方案每克微生物垫样品可获得约2 μg的HMW DNA（35–50 kb），A260/280比值为1.6。此外，16S rRNA基因的扩增7结果表明，该方案能够最大程度减少或消除污染物可能带来的抑制作用。我们的研究结果为从微生物垫中提取HMW DNA以开展功能宏基因组学研究提供了适宜的方法，也可能适用于其他难以提取DNA的环境样品。

我们提供了一种改进的从高盐度微生物垫中提取高分子量DNA的方案。在DNA提取和纯化之前，先将微生物细胞从微生物垫基质中分离出来。该步骤可提高DNA的浓度、质量和片段大小。本方案也可用于其他难处理样品的DNA提取。

从微生物席中提取高分子量DNA

成功且准确地分析与解读宏基因组数据依赖于高效提取高质量、高分子量的……

本实验的总体目标是从高盐度微生物垫中提取高分子量DNA。首先通过匀质化和提取方法从微生物垫中分离出微生物细胞，随后采用冻融循环结合化学方法裂解微生物细胞。接下来是使用有机萃取法去除细胞碎片和RNA，然后进行DNA提取。该实验方案的最后一步是DNA的沉淀与纯化。最终可获得具有高分子量质量和高浓度的DNA结果。与现有方法（如直接且剧烈的DNA提取方法）相比，该技术的主要优势在于，它能够从复杂的环境样本中获取高分子量DNA，用于功能宏基因组学研究。本研究中使用的微生物垫样本采自巴哈马伊柳塞拉的一处高盐池塘，用于从背景垫基质中提取微生物细胞。首先，将约30克垫状物与无菌研磨杵充分混合，切勿研磨。当混合物中无可见结块时，即视为充分均质化。接下来，将均质化的哑光材料放入搅拌机中，并加入约100毫升氯化钠。以中等速度搅拌1分钟，随后在-20°C下冷却1分钟。重复此搅拌和冷却过程，共进行三次。搅拌完成后，将浆液转移至250毫升离心管中，并用1摩尔氯化钠溶液补足剩余空体积。室温下振荡30分钟后，再于4摄氏度以低速离心15分钟。然后轻柔地将上清液转移至烧瓶中，尽量减少对沉淀物的扰动。向沉淀物中加入新鲜的氯化钠。再次混匀并振荡30分钟。然后按之前方法离心，将上清液转移至新的烧瓶中。重复添加新鲜氯化钠、混匀、离心及移除上清液的操作，共额外进行三次。合并五次细胞提取的上清液，取200毫升等分试样，在4°C下高速离心15分钟。弃去上清液，将每份细胞沉淀重悬于10毫升六偏磷酸钠溶液中。合并来自全部四个试管的细胞悬液，并加入六偏磷酸钠溶液至总体积为200毫升。在室温下振荡30分钟以洗涤细胞。振荡后，在4°C条件下高速离心15分钟，弃去上清液，并将细胞沉淀重悬于200毫升te洗涤液中，再次于室温下振荡10分钟以洗涤细胞。最后，在4°C条件下再次高速离心15分钟。弃去上清液 Resus 后，将细胞沉淀重悬于 15 毫升中，以制备 200 微升的微生物细胞等份样品。微生物细胞可在 −80 °C 保存，直至用于 DNA 提取。开始从微生物细胞中提取和纯化 DNA 的操作时，向每份 200 微升的微生物细胞中加入氯化钠、SDS 和巯基乙醇。总共分装八管。轻轻颠倒混匀四到六次，将混合物浸入液氮中两分钟，随后在65°C下解冻五分钟，重复液氮浸没和65°C解冻操作两次。将最终的解冻时间延长至10分钟。经过第三次冻融循环后，向每支试管中加入200微升乙酸钾，冰上放置10分钟。然后在4摄氏度下以10,000 × g离心10分钟。接下来，使用宽口吸头将上清液转移至新离心管中。加入3 µL的RNAs A，在37°C下孵育1小时。孵育1小时后，加入等体积的氯仿。轻轻颠倒混匀，于15,000 G下离心10分钟。室温下将上层上清液转移至新管中。重复氯仿抽提步骤。再次将上清液的上层转移至新离心管中。向该上清液中加入等体积预冷的异丙醇，冰上孵育30分钟。为沉淀DNA，以最大转速离心，使DNA形成沉淀。弃去上清液，并用1毫升预冷的70%乙醇洗涤每份DNA沉淀。在4°C条件下，以最大速度将70%乙醇洗涤物离心10分钟。弃去上清液。再次进行70%乙醇洗涤，并将DNA沉淀在空气中干燥10分钟。将每份DNA沉淀物重悬于约25 µL TE中。在65 °C下温育5分钟，然后合并至同一离心管中，并用TE补足体积至500 µL。加入聚乙二醇，轻轻颠倒混匀，冰上孵育10分钟。离心以沉淀 DNA。用预冷的 70% 乙醇洗涤 DNA 后，弃去上清液，室温下晾干 10 分钟，加入 30 至 50 微升 TE 缓冲液或分子生物学级水重悬 DNA，并在 65 摄氏度下孵育 5 分钟。将 DNA 储存在负 80 摄氏度。此表格显示了从微生物高盐结皮样品中提取的 DNA 的浓度和质量测定结果。该方案每克结皮样品可获得约 2 微克 DNA，A260/A280 比值为 1.6，A260/A230 比值为 0.7。尽管 A260/A230 比值看似偏低，但在另一项研究中，当使用脉冲场凝胶电泳测定 DNA 片段大小时，未观察到对后续基于分子的应用（如 16S 核糖体 RNA 基因的 PCR 扩增）产生抑制作用。结果表明，DNA 分子量较高，即高分子量 DNA（H-M-W-D-N-A），约为 35 至 50 千碱基。图中，M 泳道为高分子量标记物，1 和 2 泳道为从埃琉特拉高盐藻垫中提取的宏基因组 DNA 的重复样本。位于 35 千碱基以上的 DNA 弥散条带可被切下并纯化，用于大插入片段载体克隆或其他合适的分子生物学应用。完成此操作后，可进一步采用其他方法，如P-C-R-D-G-G-E克隆或DNA测序，以回答更多问题，例如：所研究的微生物群落的功能多样性如何。

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科研

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Biology

生物学

超高分子量DNA提取微生物席

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全基因组脱氧核糖核酸提取自 分枝杆菌属 物种 通过 十六烷基三甲基溴化铵法

微生物群落生物学——访谈

学习从嗜盐微生物席中提取超高分子量DNA的改进方法。该方案通过先分离微生物细胞再进行裂解和纯化，显著提高DNA质量与浓度，适用于宏基因组学研究。

从微生物席中提取高分子量DNA

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