Name: 在自觉的，奔放的小鼠正常血糖高胰岛素 - 夹钳 (视频) | JoVE Journal
Uploaded: 2011-11-16T12:00:00.000+00:00
Duration: 11 min 10 s
Description: 学习高胰岛素-正常血糖钳夹技术，用于评估小鼠全身及组织特异性胰岛素敏感性。通过颈静脉和颈动脉导管植入，在清醒无束缚状态下进行实验，减少应激并提高数据准确性。

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本工作由范德堡小鼠代谢表型中心资助，资助编号为 5-U24-DK059637-10。

1. 导管和小鼠采样接入天线（MASAtm）的制备
<ol>
 <li>制备动脉导管：将一段长1.3 cm、内径为0.011英寸的PE-10管插入一段长6 cm、内径为0.012英寸的硅胶管中，如图1A所示。使用手术刀将PE-10管末端削成斜面，使硅胶管末端至斜面尖端的长度为0.9 cm。</li>
 <li>制备静脉导管：将一段长1 mm、内径为0.020英寸的硅胶管套入一段长6 cm、内径为0.012英寸的硅胶管的斜面端，并使其距离斜面端1.1 cm，如图1B所示。该1 mm长的硅胶管用作限位珠。</li>
 <li>制备MASAtm装置时，将两根长1.3 cm、25号规格的不锈钢连接管分别插入两根长3 cm、内径为0.015英寸的PE-20管中。</li>
 <li>使用一段长5 mm、内径为0.040英寸的硅胶管套在不锈钢管与PE-20管的连接处，将PE-20管和不锈钢连接管固定在一起。</li>
 <li>将不锈钢管弯曲成约120°角，并使两根管之间相隔约45°。</li>
 <li>将组装完成的装置垂直放置于一团医用硅胶粘合剂中，确保PE-20管保持垂直，而不锈钢管的末端伸出粘合剂之外（图1C）。静置固化24小时。</li>
</ol>
2. 外科插管术
<ol>
 <li>手术前，用70%乙醇对导管进行灭菌，用肝素化生理盐水（每毫升生理盐水含200 U肝素）填充导管，并插入不锈钢塞。</li>
 <li>对小鼠实施麻醉，建议采用持续输送麻醉剂的方法（例如吸入式异氟烷）。</li>
 <li>采用无菌操作技术，使用剪刀和/或脱毛膏去除切口部位的毛发，并先用酒精消毒皮肤，再用碘伏擦洗。在进行导管插入时，需去除从下颌至肋骨顶部以及锁骨之间的区域的毛发。若需将导管从头部后方引出，则需去除枕骨基底部至肩胛间区域的毛发，并先用酒精消毒皮肤，再用碘伏擦洗。</li>
 <li>将小鼠仰卧于加热板上，并置于手术显微镜视野范围内。用手术胶带固定尾巴和四肢。将头部固定在输送麻醉气体的鼻罩中。</li>
 <li>在胸骨上方约5 mm处做一垂直正中切口。使用镊子钝性分离组织，暴露左侧胸锁乳突肌。将该肌肉牵开以暴露左侧颈动脉。轻柔地剥离动脉周围的结缔组织。此时关键是要在不损伤动脉或神经的前提下，将迷走神经与动脉分离。</li>
 <li>分离动脉后，用丝线结扎其头端；在暴露血管的尾端松松地打另一结。</li>
 <li>在尾端使用微型止血夹夹闭血管，用弹簧剪在结扎端下方剪断血管。小心地将导管插入至止血夹处。轻轻松开微型止血夹，继续推进导管至硅胶-PE连接处。</li>
 <li>将两根结扎线牢固地系在导管上，并通过将导管的自由端连接至取样注射器来确认导管通畅。</li>
 <li>在正中线右侧约5 mm、第一切口尾侧约2 mm处做第二个切口。使用镊子钝性分离组织，暴露并分离右侧颈外静脉。</li>
 <li>用丝线小心结扎其头端，并在尾端松松地系上另一根缝线。</li>
 <li>用弹簧剪在头端结扎线下方剪断血管，将导管插入至限位珠处。在限位珠后方打结固定，并确认导管通畅。</li>
 <li>将小鼠翻转为俯卧位，在肩胛骨之间做一小切口。</li>
 <li>从腹侧动脉导管切口处开始，经皮下穿入14号针头，通向背部肩胛间切口。将动脉导管经针头引出至小鼠背部。对颈静脉导管重复此操作：从右侧腹侧切口开始，经皮下穿入14号针头，通向背部肩胛间切口，将颈静脉导管引出。</li>
 <li>在肩胛间切口处用微型止血夹夹住动脉导管。在此夹上方约1 cm处剪断导管。将MASAtm装置放置到位，使其不锈钢连接头朝向小鼠头部方向。将动脉导管连接至指向小鼠左侧的不锈钢接头，注意确保导管无孔洞或折弯。对静脉导管重复相同操作，将其连接至指向小鼠右侧的不锈钢接头。</li>
 <li>将MASAtm装置插入肩胛间的切口中。对应颈静脉导管的PE-20管应位于小鼠右侧，对应动脉导管的PE-20管应位于左侧。</li>
 <li>用尼龙缝线缝合腹侧和背侧切口。在缝合背侧切口时，可将缝线穿过MASAtm的硬化硅胶部分以固定装置。使用含肝素化生理盐水和抗生素的冲洗液确认导管通畅，以降低感染风险。将小鼠置于温暖、洁净的笼中进行即刻恢复。图2展示了最终完成的装置。</li>
 <li>让小鼠至少恢复5天，监测其体重和整体健康状况。根据机构动物护理与使用委员会批准的方案，实施适当的术后镇痛措施。</li>
</ol>
3. 高胰岛素-正常血糖钳夹技术
<ol>
 <li>将小鼠禁食 5-6 小时。作为参考，时间 t = 0 分钟表示禁食结束，同时开始胰岛素和葡萄糖输注（即钳夹期）。</li>
 <li>典型实验的设置与时间线如图 3所示。使用 Micro-Renathane 或同等材质的管路作为输注和采样管路。在小鼠上方悬挂一个双通道旋转连接器，作为小鼠与输注/采样注射器之间的连接枢纽。实验期间，小鼠保留在原有饲养笼或类似容器中，并通过导管与旋转连接器连接。</li>
 <li>在连接小鼠之前，用肝素化生理盐水（10 U 肝素/mL 生理盐水）填充动脉采样管路，并在管路末端安装不锈钢连接器。将一支装有肝素化生理盐水的注射器（冲洗注射器）连接至采样管路顶端，用于后续吸取血液样本。</li>
 <li>从旋转连接器的输注端口（图 3A 中的 A 段）开始，用非肝素化生理盐水填充静脉输注管路，直至管路末端。将管路顶端封闭，并在末端安装不锈钢连接器（若需给予推注剂量，则使用 Y 型连接器）。若需输注同位素标记的葡萄糖示踪剂（例如 [3-3H]葡萄糖），则将装有 1 mL 示踪剂的注射器固定在输注泵上，并用示踪剂替代生理盐水填充静脉输注管路（图 3B）。</li>
 <li>禁食开始后 3 小时，称量小鼠体重，并将用于颈静脉和动脉插管的 PE-20 导管分别连接至输注和采样管路。</li>
 <li>若使用 [3-3H]葡萄糖示踪剂，则在 t = -90 分钟开始进行预负荷-持续输注（图 3C）。典型的预负荷剂量为 1 μCi。用非肝素化生理盐水配制浓度为 0.05 μCi/μL 的 [3-3H]葡萄糖溶液。将该溶液装入 1 mL 注射器，并固定于输注泵中。以 20 μL/min 的速率输注 1 分钟完成预负荷剂量，随后以 0.05 μCi/min（1 μL/min）的速率持续输注 90 分钟，以达到平衡状态。</li>
 <li>准备胰岛素和葡萄糖输注液。胰岛素用含 3% 血浆作为载体的非肝素化生理盐水配制（也可使用适当浓度的 BSA 作为替代）。葡萄糖输注液可从商业途径获得，具有多种浓度（5%、20% 和 50%）。</li>
 <li>通过从供体小鼠（最好与实验小鼠为相同品系背景）采集全血，制备经生理盐水洗涤的红细胞输注液。通常每只实验小鼠需要约 1 mL 全血。离心分离红细胞，用含 10 U/mL 肝素的生理盐水洗涤红细胞，再次离心以去除生理盐水。测定红细胞体积，并用等体积的含 10 U/mL 肝素的生理盐水重悬。</li>
 <li>将每种输注液分别吸入 1 mL 注射器中，并将各注射器固定于独立的输注泵上。将每支注射器连接至一个四通连接器（图 3）。</li>
 <li>在 t = -15 分钟时，缓慢吸取 50–100 μL 血液至冲洗注射器中以采集血样。夹闭动脉采样管路，取下冲洗注射器。使用手持式血糖仪，打开动脉采样管路的夹子，使血液流入血糖试纸，测定血糖值。</li>
 <li>完成血糖测定后，夹闭动脉采样管路，将一支钝针注射器（采样注射器）插入动脉采样管路。松开夹子，吸取一定体积的血液（见注释），然后夹闭管路并取下采样注射器。将冲洗注射器重新插入动脉采样管路，拉动活塞以排除任何气泡，并将最初采集的 50–100 μL 血液重新输回体内。</li>
</ol>
注意：采血量取决于所进行的分析类型。例如，测定[3-3H]葡萄糖浓度需要10 μl血浆，因此需采集50 μl血液。这样可获得20–30 μl血浆，足以满足分析需求，并可留有额外血浆以备所需。若需检测激素及其他代谢物（如胰岛素、游离脂肪酸），则需额外采集血液。
<ol start="12">
 <li>将采样注射器中的血液加入EDTA包被的微量离心管中。离心后收集血浆。在研究结束前将血浆置于冰上，或立即于-20°C.</li>
 <li>在 t = -5 min 时重复步骤 3.10 至 3.12。采集额外血液50 μl用于测量基础血浆胰岛素水平。通过将血液吸入经肝素或EDTA处理的毛细管中，测定基础血细胞比容。t = -15 和 -5 min 时采集血浆样本所得测量值代表基础状态（即空腹）值。</li>
 <li>在 t = -5 min 时采集样本后，将葡萄糖、胰岛素以及生理盐水洗涤的红细胞的输注管路填充至四通连接器。将四通连接器连接至与旋转输注端口相连的管路（若输注 [3-3H]葡萄糖）如图所示 图3.</li>
 <li>首先开始输注经生理盐水洗涤的红细胞。设定输注速率，以替代研究期间采血的总体积（例如，若总共 500 μl 在研究的120分钟内采集血液样本，将输注速率设定为 4.2 μl/min）。与其他灌注液不同，红细胞溶液呈红色。先输注该溶液可识别并纠正输注管路中可能存在的阻力或阻塞。</li>
 <li>当红细胞悬液到达小鼠体内后，开始胰岛素和葡萄糖输注。此时定义为 t = 0 min。胰岛素以预先设定的恒定速率输注。胰岛素输注速率为 4 mU•kg⁻¹•min⁻¹。在输注开始后的第 10、20 和 30 分钟采集血液样本，用于测定血糖浓度。此后，每 30 分钟采血一次，持续 120 分钟。当血糖浓度稳定至少 30 分钟时，即可认为达到了稳态。在稳态期间采集额外的血液样本，用于精确测定血糖和胰岛素浓度。实验结束后，处死动物并收集组织样本用于后续分析。-1•分钟-1 通常会抑制内源性葡萄糖生成80-100%，并使葡萄糖消除率增加2-3倍。初始葡萄糖输注速率（GIR）根据基础血糖水平及既往经验进行估算。</li>
 <li>如果输注 [3-3[H]葡萄糖示踪剂，可选择提高示踪剂输注速率，以匹配估计的葡萄糖转化率增加（通常为2-3倍）。</li>
 <li>考虑到小鼠体内葡萄糖转换速率较高，应在实验全程中通过动脉导管获取血样，且采样间隔不得超过10分钟，以监测葡萄糖浓度。调整葡萄糖输注速率（GIR），以达到并维持目标的正常血糖水平（图3C）。该目标值可根据模型或研究目的而变化。一个理想的血糖浓度目标为 150 mg•dL-1，因为这是饲喂普通饲料的 C57Bl/6J 小鼠在禁食 6 小时后的典型血糖水平。</li>
 <li>目标是尽快实现血糖正常，理想情况下在前40-50分钟内达到，并在稳态期开始时（t = 80 min）使葡萄糖水平和葡萄糖输注速率（GIR）保持稳定。</li>
 <li>如果输注 [3-3H]葡萄糖，在 t = 80、90、100、110 和 120 分钟时额外采集血液，用于测定血浆 [3-3H]葡萄糖特异性活性</li>
 <li>在 t = 100 和 120 分钟时采集额外血样，用于测定血浆胰岛素及其他激素或代谢物。在 t = 110 分钟时，将血液采集至经肝素或EDTA处理的毛细管中，用于测定钳夹期间的血细胞比容。</li>
 <li>在 t = 120 min 时取样后，2[14C]脱氧葡萄糖可用于测定组织特异性葡萄糖摄取。给予 12 μCi 通过连接至颈静脉采样管路的团注管路注入团注液图3B).</li>
 <li>采集血样（50 μl) 于团注后 t = 2、15、25 和 35 分钟从动脉采样管采集血样，用于测定血浆中 2[14C]脱氧葡萄糖水平。</li>
 <li>在最后一次采样后，通过动脉导管直接输注戊巴比妥麻醉小鼠。迅速解剖获取用于评估葡萄糖摄取所需的组织（如不同类型的骨骼肌、脂肪组织、心脏、脑）及其他任何所需组织（如肝脏、脾脏、肾脏）。将组织在液氮中速冻，并储存于-80 °C直至分析。80°C 直至分析前保存。通过测定磷酸化2[的累积量来分析组织葡萄糖14C]脱氧葡萄糖在冷冻组织中的分布及其2[14C]脱氧葡萄糖从血浆中</li>
</ol>
4. 典型结果
胰岛素钳夹实验所获结果的一个示例如下所示 图4。本示例展示了高脂饮食在小鼠中诱发胰岛素抵抗的能力。所有胰岛素钳夹实验结果的呈现必须包含以下内容方可被准确解读：血糖水平的时间过程曲线、葡萄糖输注率（GIR）的时间过程曲线以及血浆胰岛素水平（包括基础状态和钳夹状态）。如图所示，空腹血糖（图 4A）和胰岛素（图 4C)水平在喂食高脂饮食的小鼠中升高，提示存在胰岛素抵抗。展示在整个钳夹实验过程中葡萄糖水平的时间过程（图 4A) 可使读者评估血糖稳态维持的程度，这反映了钳夹实验的质量。同样，葡萄糖输注速率（GIR）的时间过程图 4B）可使读者判断稳态达到的速度。将这些数据以时间过程的形式呈现，远比小鼠胰岛素钳夹文献中常见的做法——即将2小时的实验表示为一个代表某段未明确界定的“钳夹期”平均值的单一数据点——更具信息量。4-13）。在本示例中，对照组与高脂饮食组的葡萄糖水平相等，但高脂饮食组的葡萄糖输注率（GIR）显著降低（图4B)。这表明整体胰岛素作用受损。高脂饮食组的钳夹胰岛素水平也较高（图4C），进一步支持这些小鼠存在胰岛素抵抗表型。使用同位素示踪剂输注可实现对特定组织中胰岛素作用的评估。[3-3[³H]葡萄糖用于估算内源性葡萄糖出现率（endoRa），该指标反映肝葡萄糖生成（HGP）以及全身葡萄糖消失率（Rd）。在对照组小鼠中，胰岛素可完全抑制HGP，而在高脂饮食喂养的小鼠中，这种抑制作用则受损。图 4D）。类似地，胰岛素刺激对照组小鼠 Rd 的能力在饲喂高脂饮食的小鼠中受到损害（图4E). 2[14C]脱氧葡萄糖用于评估葡萄糖代谢指数（Rg），即组织特异性葡萄糖摄取的测量指标。如本示例所示，高脂饮食喂养的小鼠骨骼肌中胰岛素刺激的葡萄糖摄取能力受损图4F).
<img alt="显示硅胶管和PE管配置、尺寸及角度的导管组件示意图" src="/files/ftp_upload/3188/3188fig1.jpg" data-altupdatedat="1788235205000" data-alt="图 1"> 
图 1： 动脉（A）和（B）静脉导管以及（C）MASAtm 的制备。动脉导管的制备方法是将一段长1.3 cm的PE-10管以约3 mm的深度插入一段长6 cm、内径为0.012"的硅胶管中。PE-10管的尖端需斜面处理，使从斜面到硅胶管端部的长度为0.9 cm。静脉导管的制备是将一小段内径为0.020"的硅胶管从一段长6 cm、内径为0.012"的硅胶管的斜面端向内滑动1.1 cm。该内径为0.020"的硅胶管段作为限位珠，用于将导管固定于颈静脉。MASAtm 的组装方法是将两个1.3 cm长的25号规格连接头分别插入两段长3 cm的PE-20管中，并用一小段内径为0.040"的硅胶管将它们固定在一起。连接头弯曲成120°角，并以45°角分开。整个组件浸入医用硅胶粘合剂中。
<img alt="小鼠插管示意图；侧面/顶面视图；不锈钢管/PE-20；动脉/静脉系统。" src="/files/ftp_upload/3188/3188fig2.jpg" data-altupdatedat="1788235205000" data-alt="图 2"> 
图 2： 已插管的小鼠。导管通过手术植入左侧颈动脉和右侧颈外静脉。导管的自由端从头部后方引出体外，并连接至 MASAtm。MASAtm 被植入肩胛骨之间的皮下组织，从而可在进行胰岛素钳夹实验时实现血管通路，而无需对小鼠进行束缚、抓握或麻醉。
<img alt="胰岛素钳夹实验示意图，显示葡萄糖、胰岛素、红细胞输注泵及数据图表。" src="/files/ftp_upload/3188/3188fig3.jpg" data-altupdatedat="1788235205000" data-alt="图3"> 
图3：胰岛素钳夹实验装置与时间线示意图。小鼠通过双通道旋转连接器固定，该连接器作为输注和采样注射器的枢纽。图中展示了不使用示踪剂输注（A）和同时使用[3-3H]葡萄糖与2[14C]脱氧葡萄糖（B）的典型实验设置。还展示了胰岛素钳夹实验的建立与操作流程时间线（C）。在钳夹过程中，每10分钟采集一次血样（<img alt="色谱法；红色染料分离；示意图；化学分析技术；色谱系统。" src="/files/ftp_upload/3188/3188icon1.jpg" data-altupdatedat="1788235205000" data-alt="血液">），用于测定血糖浓度，并相应调整葡萄糖输注速率（GIR），以维持血糖正常水平。在 t = -15 和 -5 分钟时采集基础血糖、血浆胰岛素及血浆[3-3H]葡萄糖样本。在 t = 80、90、100、110 和 120 分钟时采集钳夹期间的血浆[3-3H]葡萄糖样本，在 t = 100 和 120 分钟时采集钳夹期间的血浆胰岛素样本。在 t = 120 分钟采样后给予2[14C]脱氧葡萄糖，并在给药后 t = 2、15、25 和 35 分钟采集血液。组织样本在 t = 35 分钟采血后采集。
<img alt="稳态平衡、葡萄糖-胰岛素钳夹实验结果；葡萄糖、胰岛素、Rd、Rg分析图表。" src="/files/ftp_upload/3188/3188fig4.jpg" data-altupdatedat="1788235205000" data-alt="图 4"> 
图 4： 比较正常饮食（Chow）小鼠与高脂饮食（HFD）小鼠的胰岛素钳夹实验结果。显示动脉血糖（A）和葡萄糖输注速率（GIR）（B）、基础及钳夹状态下胰岛素水平（C）、内源性葡萄糖生成率（EndoRa）（D）、全身葡萄糖摄取率（Rd）（E），以及骨骼肌（腓肠肌和股外侧肌）葡萄糖摄取率（Rg）（F）的时间过程。所有结果均表明高脂饮食可诱导胰岛素抵抗。

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<li>Kim, J. K., Kim, Y. J., Fillmore, J. J., Chen, Y., Moore, I., Lee, J., Yuan, M., Li, Z. W., Karin, M., Perret, P., Shoelson, S. E., Shulman, G. I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Prevention+of+fat-induced+insulin+resistance+by+salicylate%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Clin.+Invest%22%5BJournal%5D)">Prevention of fat-induced insulin resistance by salicylate.</a> J. Clin. Invest. 108, 437-446 (2001).</li>
<li>Kim, J. K., Michael, P. revis, Peroni, S. F., Mauvais-Jarvis, O. D., Neschen, F., Kahn, S., Kahn, B. B., R, C., Shulman, G. I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Redistribution+of+substrates+to+adipose+tissue+promotes+obesity+in+mice+with+selective+insulin+resistance+in+muscle%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Clin.+Invest%22%5BJournal%5D)">Redistribution of substrates to adipose tissue promotes obesity in mice with selective insulin resistance in muscle.</a> J. Clin. Invest. 105, 1791-1797 (2000).</li>
<li>Kim, J. K., Zisman, A., Fillmore, J. J., Peroni, O. D., Kotani, K., Perret, P., Zong, H., Dong, J., Kahn, C. R., Kahn, B. B., Shulman, G. I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Glucose+toxicity+and+the+development+of+diabetes+in+mice+with+muscle-specific+inactivation+of+GLUT4%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Clin.+Invest%22%5BJournal%5D)">Glucose toxicity and the development of diabetes in mice with muscle-specific inactivation of GLUT4.</a> J. Clin. Invest. 108, 153-160 (2001).</li>
<li>Haluzik, M., Gavrilova, O., LeRoith, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Peroxisome+proliferator-activated+receptor-alpha+deficiency+does+not+alter+insulin+sensitivity+in+mice+maintained+on+regular+or+high-fat+diet%3A+hyperinsulinemic-euglycemic+clamp+studies%5BTitle%5D)+AND+%22Endocrinology%22%5BJournal%5D)">Peroxisome proliferator-activated receptor-alpha deficiency does not alter insulin sensitivity in mice maintained on regular or high-fat diet: hyperinsulinemic-euglycemic clamp studies.</a> Endocrinology. 145, 1662-1667 (2004).</li>
<li>Haluzik, M., Yakar, S., Gavrilova, O., Setser, J., Boisclair, Y., LeRoith, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Insulin+resistance+in+the+liver-specific+IGF-1+gene-deleted+mouse+is+abrogated+by+deletion+of+the+acid-labile+subunit+of+the+IGF-binding+protein-3+complex%3A+relative+roles+of+growth+hormone+and+IGF-1+in+insulin+resistance%5BTitle%5D)+AND+%22Diabetes%22%5BJournal%5D)">Insulin resistance in the liver-specific IGF-1 gene-deleted mouse is abrogated by deletion of the acid-labile subunit of the IGF-binding protein-3 complex: relative roles of growth hormone and IGF-1 in insulin resistance.</a> Diabetes. 52, 2483-2489 (2003).</li>
<li>Haluzik, M. M., Lacinova, Z., Dolinkova, M., Haluzikova, D., Housa, D., Horinek, A., Vernerova, Z., Kumstyrova, T., Haluzik, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Improvement+of+insulin+sensitivity+after+peroxisome+proliferator-activated+receptor-alpha+agonist+treatment+is+accompanied+by+paradoxical+increase+of+circulating+resistin+levels%5BTitle%5D)+AND+%22Endocrinology%22%5BJournal%5D)">Improvement of insulin sensitivity after peroxisome proliferator-activated receptor-alpha agonist treatment is accompanied by paradoxical increase of circulating resistin levels.</a> Endocrinology. 147, 4517-4524 (2006).</li>
<li>Kim, H., Haluzik, M., Asghar, Z., Yau, D., Joseph, J. W., Fernandez, A. M., Reitman, M. L., Yakar, S., Stannard, B., Heron-Milhavet, L., Wheeler, M. B., LeRoith, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Peroxisome+proliferator-activated+receptor-alpha+agonist+treatment+in+a+transgenic+model+of+type+2+diabetes+reverses+the+lipotoxic+state+and+improves+glucose+homeostasis%5BTitle%5D)+AND+%22Diabetes%22%5BJournal%5D)">Peroxisome proliferator-activated receptor-alpha agonist treatment in a transgenic model of type 2 diabetes reverses the lipotoxic state and improves glucose homeostasis.</a> Diabetes. 52, 1770-1778 (2003).</li>
<li>Deibert, D. C., DeFronzo, R. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Epinephrine-induced+insulin+resistance+in+man%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Clin.+Invest%22%5BJournal%5D)">Epinephrine-induced insulin resistance in man.</a> J. Clin. Invest. 65, 717-721 (1980).</li>
<li>Rizza, R. A., Cryer, P. E., Haymond, M. W., Gerich, J. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Adrenergic+mechanisms+for+the+effects+of+epinephrine+on+glucose+production+and+clearance+in+man%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Clin.+Invest%22%5BJournal%5D)">Adrenergic mechanisms for the effects of epinephrine on glucose production and clearance in man.</a> J. Clin. Invest. 65, 682-689 (1980).</li>
<li>Nunemaker, C. S., Wasserman, D. H., McGuinness, O. P., Sweet, I. R., Teague, J. C., Satin, L. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Insulin+secretion+in+the+conscious+mouse+is+biphasic+and+pulsatile%5BTitle%5D)+AND+%22Am.+J.+Physiol.+Endocrinol.+Metab%22%5BJournal%5D)">Insulin secretion in the conscious mouse is biphasic and pulsatile.</a> Am. J. Physiol. Endocrinol. Metab. 290, 523-529 (2006).</li>
<li>Nunemaker, C. S., Zhang, M., Wasserman, D. H., McGuinness, O. P., Powers, A. C., Bertram, R., Sherman, A., Satin, L. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Individual+mice+can+be+distinguished+by+the+period+of+their+islet+calcium+oscillations%3A+is+there+an+intrinsic+islet+period+that+is+imprinted+in+vivo%5BTitle%5D)+AND+%22Diabetes%22%5BJournal%5D)">Individual mice can be distinguished by the period of their islet calcium oscillations: is there an intrinsic islet period that is imprinted in vivo.</a> Diabetes. 54, 3517-3522 (2005).</li>
<li>Halter, J. B., Beard, J. C., Jr, P. orte, D, <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Islet+function+and+stress+hyperglycemia%3A+plasma+glucose+and+epinephrine+interaction%5BTitle%5D)+AND+%22Am.+J.+Physiol%22%5BJournal%5D)">Islet function and stress hyperglycemia: plasma glucose and epinephrine interaction.</a> Am. J. Physiol. 247, 47-52 (1984).</li>
<li>Jacobson, L., Ansari, T., McGuinness, O. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Counterregulatory+deficits+occur+within+24+h+of+a+single+hypoglycemic+episode+in+conscious%2C+unrestrained%2C+chronically+cannulated+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Am.+J.+Physiol.+Endocrinol.+Metab%22%5BJournal%5D)">Counterregulatory deficits occur within 24 h of a single hypoglycemic episode in conscious, unrestrained, chronically cannulated mice.</a> Am. J. Physiol. Endocrinol. Metab. 290, 678-684 (2006).</li>
<li>Jacobson, L., Ansari, T., Potts, J., McGuinness, O. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Glucocorticoid-deficient+corticotropin-releasing+hormone+knockout+mice+maintain+glucose+requirements+but+not+autonomic+responses+during+repeated+hypoglycemia%5BTitle%5D)+AND+%22Am.+J.+Physiol.+Endocrinol.+Metab%22%5BJournal%5D)">Glucocorticoid-deficient corticotropin-releasing hormone knockout mice maintain glucose requirements but not autonomic responses during repeated hypoglycemia.</a> Am. J. Physiol. Endocrinol. Metab. 291, 15-22 (2006).</li>
<li>Ayala, J. E., Bracy, D. P., James, F. D., Julien, B. M., Wasserman, D. H., Drucker, D. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+glucagon-like+peptide-1+receptor+regulates+endogenous+glucose+production+and+muscle+glucose+uptake+independent+of+its+incretin+action%5BTitle%5D)+AND+%22Endocrinology%22%5BJournal%5D)">The glucagon-like peptide-1 receptor regulates endogenous glucose production and muscle glucose uptake independent of its incretin action.</a> Endocrinology. 150, 1155-1164 (2009).</li>
<li>Fueger, P. T., Bracy, D. P., Malabanan, C. M., Pencek, R. R., Granner, D. K., Wasserman, D. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Hexokinase+II+overexpression+improves+exercise-stimulated+but+not+insulin-stimulated+muscle+glucose+uptake+in+high-fat-fed+C57BL%2F6J+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Diabetes%22%5BJournal%5D)">Hexokinase II overexpression improves exercise-stimulated but not insulin-stimulated muscle glucose uptake in high-fat-fed C57BL/6J mice.</a> Diabetes. 53, 306-314 (2004).</li>
<li>Fueger, P. T., Bracy, D. P., Malabanan, C. M., Pencek, R. R., Wasserman, D. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Distributed+control+of+glucose+uptake+by+working+muscles+of+conscious+mice%3A+roles+of+transport+and+phosphorylation%5BTitle%5D)+AND+%22Am.+J.+Physiol.+Endocrinol.+Metab%22%5BJournal%5D)">Distributed control of glucose uptake by working muscles of conscious mice: roles of transport and phosphorylation.</a> Am. J. Physiol. Endocrinol. Metab. 286, 77-84 (2004).</li>
<li>Fueger, P. T., Heikkinen, S., Bracy, D. P., Malabanan, C. M., Pencek, R. R., Laakso, M., Wasserman, D. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Hexokinase+II+partial+knockout+impairs+exercise-stimulated+glucose+uptake+in+oxidative+muscles+of+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Am.+J.+Physiol.+Endocrinol.+Metab%22%5BJournal%5D)">Hexokinase II partial knockout impairs exercise-stimulated glucose uptake in oxidative muscles of mice.</a> Am. J. Physiol. Endocrinol. Metab. 285, 958-963 (2003).</li>
<li>Fueger, P. T., Hess, H. S., Posey, K. A., Bracy, D. P., Pencek, R. R., Charron, M. J., Wasserman, D. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Control+of+exercise-stimulated+muscle+glucose+uptake+by+GLUT4+is+dependent+on+glucose+phosphorylation+capacity+in+the+conscious+mouse%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Biol.+Chem%22%5BJournal%5D)">Control of exercise-stimulated muscle glucose uptake by GLUT4 is dependent on glucose phosphorylation capacity in the conscious mouse.</a> J. Biol. Chem. , (2004).</li>
<li>Fueger, P. T., Li, C. Y., Ayala, J. E., Shearer, J., Bracy, D. P., Charron, M. J., Rottman, J. N., Wasserman, D. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Glucose+kinetics+and+exercise+tolerance+in+mice+lacking+the+GLUT4+glucose+transporter%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Physiol%22%5BJournal%5D)">Glucose kinetics and exercise tolerance in mice lacking the GLUT4 glucose transporter.</a> J. Physiol. 582, 801-812 (2007).</li>
<li>Shearer, J., Coenen, K. R., Pencek, R. R., Swift, L. L., Wasserman, D. H., Rottman, J. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Long+chain+fatty+acid+uptake+in+vivo%3A+comparison+of+%5B125I%5D-BMIPP+and+%5B3H%5D-bromopalmitate%5BTitle%5D)+AND+%22Lipids%22%5BJournal%5D)">Long chain fatty acid uptake in vivo: comparison of [125I]-BMIPP and [3H]-bromopalmitate.</a> Lipids. 43, 703-711 (2008).</li>
</ol>

未声明任何利益冲突。

高胰岛素-正常血糖钳夹技术，或称胰岛素钳夹，被广泛视为评估胰岛素作用的“金标准”方法 体内该技术已应用于包括人类、犬、大鼠和小鼠在内的多个物种。鉴于代谢紊乱的转基因小鼠模型数量日益增加，将该技术微型化并应用于小鼠，为代谢研究带来了重要进展。
尽管胰岛素钳夹技术的原理很简单，但在实际操作中，进行胰岛素钳夹实验的方法存在多种不同方式。这一点并非无关紧要，因为实验操作方式会直接影响所获得的结果1。本文介绍了范德堡分子医学病理中心（Vanderbilt MMPC）所采用的实验方案。本方案与其他方案的关键区别在于，我们使用动脉导管采集血液样本。这与更常见的通过切断小鼠尾尖取血的方法形成对比4, 7, 11, 12, 14-17。使用动脉导管采样的优势在于，实验可在清醒且无束缚的小鼠身上进行。而尾部采血通常需要对小鼠进行固定，尤其在采集较大量的血液时，会显著增加应激反应指标1。应激激素会刺激内源性葡萄糖生成并抑制葡萄糖清除18, 19，可能导致出现类似胰岛素抵抗表型的假象。由于尾部切断采血具有较强的应激性，该方法可能需要特别的机构动物护理与使用委员会（Institutional Animal Care and Use Committee）批准。动脉插管技术的开发正是为了规避切断尾部给小鼠带来的应激。
进行胰岛素钳夹实验的一个关键方面是维持血糖正常的能力。目前尚无任何算法能够根据血糖读数准确预测葡萄糖输注速率（GIR）应如何调整。与手术操作类似，只有通过实践经验，操作胰岛素钳夹实验的人员才能熟练地维持合理的血糖稳态。需要注意的是，由于小鼠的基础代谢率较高，从小鼠实验中获得的数据本身可能存在较大波动。因此，完整地呈现数据至关重要，包括葡萄糖水平和葡萄糖输注速率的时间进程，以及血浆胰岛素、内源性葡萄糖生成率（endoRa）、葡萄糖消除率（Rd）和葡萄糖利用率（Rg）的绝对值，这些信息对于读者正确解读实验结果必不可少。小鼠体内较高的葡萄糖转换速率（约为人类的5倍）要求进行高频的葡萄糖采样。尽管小鼠的血容量有限，但至少每10分钟采样一次是必要的，以确保成功建立稳定的钳夹状态。
如图4所示，不同组之间的钳夹胰岛素水平可能存在差异。饮食干预、转基因操作或背景品系的差异等因素均可影响空腹胰岛素水平，进而影响钳夹过程中的胰岛素水平。当钳夹胰岛素水平不同时，结果的解读可能存在问题。这一问题可通过预实验加以解决，即选择合适的胰岛素输注速率，使各组之间的钳夹胰岛素水平达到一致。另一种方法是使用生长抑素抑制胰腺激素的分泌，并以实验可控的速率外源性补充胰岛素和胰高血糖素。后一种方法在大鼠的胰岛素钳夹实验中较常见，而在小鼠中较少使用。如果未采用上述实验方法，则可将稳态葡萄糖输注速率（GIR）标准化为钳夹胰岛素水平，或根据钳夹数据计算胰岛素敏感性指数（SI），公式为 SI=GIR/(G•ΔI)，其中G为稳态血糖浓度，ΔI为空腹与钳夹胰岛素浓度之差。无论采用哪种方法，其前提假设均为所达到的钳夹胰岛素水平处于胰岛素敏感性与胰岛素浓度呈线性关系的范围内，而该假设在比较胰岛素抵抗组与胰岛素敏感组时可能不成立。理想情况下，应通过建立胰岛素剂量-反应曲线来选择合适的胰岛素输注剂量。然而，由于需要额外的实验，这种方法在实际中很少被采用。
动脉插管技术的多功能性使其可应用于除正常血糖钳夹以外的多种实验方法。例如，高血糖钳夹通过以可变速率输注葡萄糖，使血糖水平相对于空腹血糖维持在较高状态，可用于评估胰腺的内源性功能 体内2, 20, 21在该检测过程中测量第一时相胰岛素分泌需要频繁采集血样（例如每2-5分钟一次），而从尾尖采样难以实现这一频率。此外，尾部采样引起的去甲肾上腺素水平升高可能抑制胰岛素分泌并增强胰高血糖素分泌。22胰岛素钳夹方案还可进行调整，使血糖水平降至相对低血糖状态，以评估机体的反向调节反应。2, 23, 24动脉插管也可用于评估运动期间葡萄糖代谢的动力学变化25-30这显著优于在运动前后单一时点进行或在分离肌肉中开展的传统方法。 离体本文介绍的技术还可用于评估脂肪酸代谢，而不仅仅是葡萄糖代谢。31.

清醒非束缚小鼠的高胰岛素-正常血糖钳夹实验

Hyperinsulinemic-euglycemic Clamps in Conscious, Unrestrained Mice

2型糖尿病的特征是胰岛素作用缺陷。高胰岛素-正葡萄糖钳夹技术，即胰岛素钳夹技术，被广泛认为是评估胰岛素作用的“金标准”方法。 体内在胰岛素钳夹实验中，通过持续输注胰岛素实现高胰岛素血症，同时通过可变速率的葡萄糖输注维持正常血糖水平。该可变葡萄糖输注速率（GIR）通过在实验过程中定期测定血糖水平并相应调整输注速率来确定。GIR可反映机体整体的胰岛素作用，胰岛素作用增强的小鼠需要更高的GIR。胰岛素钳夹实验可结合使用同位素2[14C]脱氧葡萄糖用于评估组织特异性葡萄糖摄取和[3-3使用[H]葡萄糖来评估胰岛素抑制内源性葡萄糖出现速率（endoRa，反映肝葡萄糖生成的指标）以及促进全身葡萄糖消失速率（Rd）的能力。
胰岛素钳夹技术的小型化使其可用于代谢性疾病的遗传性小鼠模型研究，从而推动了糖尿病研究的重要进展。不同实验室在实施胰岛素钳夹的方法上存在差异。值得注意的是，胰岛素钳夹的操作方式会显著影响所获得的实验结果。我们已发表了一项关于在清醒小鼠中实施胰岛素钳夹不同方法的全面评估1，以及利用多种钳夹技术对四种常用近交系小鼠代谢反应的评价2。本文介绍了一种由范德堡大学小鼠代谢表型分析中心（MMPC；网址：www.mc.vanderbilt.edu/mmpc）开发的、用于清醒且无束缚小鼠的胰岛素钳夹实验方案。该方案包括胰岛素钳夹过程中所用导管植入方法的详细描述。范德堡MMPC所采用的方案使用一种独特的双导管系统3。一根导管插入颈静脉用于药物输注；另一根导管插入颈动脉，以便在无需束缚或抓握小鼠的情况下进行采血。该技术相较于胰岛素钳夹中最常用的尾尖断端采血法具有显著优势。与后者相比，经动脉导管采血不会对小鼠造成应激1。我们还介绍了利用同位素示踪剂输注评估组织特异性胰岛素作用的方法，并提供了胰岛素钳夹实验结果报告的规范建议。

高胰岛素-正葡萄糖钳夹技术，或称胰岛素钳夹，是评估胰岛素作用的金标准 体内一种用于小鼠胰岛素钳夹实验的方法。该方法包括动脉插管技术，可使实验在清醒、无束缚的小鼠中进行，从而将应激反应降至最低。

2型糖尿病的特征是胰岛素作用缺陷。高胰岛素-正葡萄糖钳夹技术，又称胰岛素钳夹技术，被广泛视为评估胰岛素敏感性的“金标准”方法。

以下实验的总体目标是在不接触小鼠的情况下，评估清醒且未受应激小鼠的整体及组织特异性胰岛素作用。该目标通过手术将一根导管植入颈静脉用于输注，另一根导管植入颈动脉以采集血样来实现。经过5至7天的恢复期后，对禁食5小时的小鼠输注胰岛素，以达到生理性的高胰岛素血症。随后通过动脉导管测量血糖水平，并通过调整葡萄糖输注速率来维持稳定的血糖水平。该实验基于维持血糖稳定所需的葡萄糖输注速率与胰岛素作用之间的直接关系，从而评估整体胰岛素敏感性的差异。与现有的采血方法（如剪尾）相比，该技术的主要优势在于：手术植入的动脉导管为小鼠提供了血管通路，使我们能够在不接触小鼠的情况下获取血样。因此，这使我们能够在无束缚且无应激的小鼠中进行这些实验。动脉导管由一段斜面切口的PE 10导管插入一段六厘米长的astic导管制成，使得PE 10导管从SEL端伸出0.9厘米。静脉导管则是一段带套管的六厘米长SEL导管。通过将两段3厘米长的PE 20导管分别插入两个1.3厘米长、25号规格的不锈钢连接器（Ben）中，并使其呈约120度角，从而构建masa。然后将其插入一团医用硅胶粘合剂中，如图所示。开始导管植入时，使用无菌技术将麻醉后的小鼠放置于洁净的工作台面上。在中线右侧5毫米处做一切口。分离右侧颈静脉。用丝线仔细结扎头侧端，远端则用另一段缝线松松结扎。接着，用弹簧剪在头侧结扎线下方剪断血管，插入导管直至限位珠处。在珠子后方打结，并将导管的自由端连接至采样注射器以确认导管可正常采样。放置动脉导管时，在胸骨左侧5毫米处、第一切口头侧做一小切口。分离左侧颈总动脉，然后结扎头侧。以丝线缝合结束，并打松结。在暴露血管的近端再缝一针。接下来夹闭血管的远端。用弹簧剪在结扎端下方剪断。小心地将导管插入至夹闭处。缓慢松开夹子，继续推进导管至主动脉弓分支处。将结扎线牢固地系在导管上，并通过将导管的自由端连接至采样注射器来确认导管通畅。接着，将动物翻转，使其背部朝上，在肩胛骨之间做一个小切口，用一根14号针头从前方的切口处皮下穿刺至背部的切口，形成皮下隧道。将导管经由针头引导，从背部小鼠体外引出。将动脉和静脉导管连接到小鼠天线相应的连接器上，用于采样或植入masa。接着，将masa插入肩胛骨之间的切口内。使用尼龙缝线缝合两个切口。确认两根导管均通畅。将小鼠置于温暖、清洁的笼子中恢复，并在胰岛素钳夹实验前至少恢复五天。在小鼠中实施高胰岛素-正常血糖钳夹实验时，最具挑战性的步骤是维持正常血糖水平。小鼠的新陈代谢速度非常快，其血糖水平在实验过程中可能会发生显著变化。这需要通过一些实践来掌握小鼠血糖水平在实验过程中如何变化的规律，并据此调整葡萄糖输注速率，以维持血糖稳定。标准钳夹实验的装置设置如图所示。将三根输注八通管（infuse eights）——分别用于葡萄糖、胰岛素和洗涤红细胞——连接至一个四通接头，该接头与一个旋转连接器（swivel）相连，并悬挂在小鼠上方。旋转连接器的输注端口与静脉导管相连。在连接小鼠之前，需用生理盐水充满所有输注八通管路。接下来，用肝素化生理盐水填充采样管路。将一支含有肝素化生理盐水的注射器连接在旋转接头顶部，作为冲洗注射器。在开始钳夹实验前5至6小时，开始对小鼠进行禁食处理。禁食3小时后，称量小鼠体重，并将静脉和动脉导管分别连接至输注管路和采样管路。夹闭开始前15分钟，将空白葡萄糖滴注液接入手持式血糖仪。随后，用冲洗注射器抽取约50微升血液，以清除管路中的生理盐水，然后取下冲洗注射器。通过将葡萄糖试纸接触管路末端形成的血滴，测量血糖水平。接着，将带有钝头针头的注射器插入取样管路，抽取 50 µL 血液。将血液注入经 EDTA 涂层处理的试管中，并离心试管以收集血浆，用于基础激素和代谢物的测定。此时，重新插入冲洗用注射器并拉出活塞。为排除气泡，将最初抽出的 50 µL 血液重新注入。记录血糖仪显示的血糖值。10 分钟后，使用血糖仪和排空注射器重复测量血糖，并再次采集 50 微升血液以获得另一份血浆样本。在完成第二次基线测量后，将葡萄糖、胰岛素和生理盐水洗涤的红细胞灌注管路填充至四通连接器处。将四通连接器连接至固定在旋转灌注端口上的管路。首先输注经生理盐水洗涤的红细胞。设定输注速率，以在研究期间补充所采集血液的总体积。当红细胞输注进入小鼠体内后，开始胰岛素和葡萄糖的输注。此时为零分钟。胰岛素以恒定的预设速率输注。初始葡萄糖输注速率根据基线血糖水平和既往经验进行估算。在接下来的两个小时中，使用血糖仪监测血糖水平，并调整葡萄糖输注速率以维持目标性 normoglycemia。每10分钟记录一次新的血糖读数和葡萄糖输注速率，并在100分钟和120分钟时采集额外的血液样本，用于测定血浆胰岛素及其他激素或代谢物。此处显示的是在整个钳夹过程中血糖水平的时间进程，展示了在普通饲料喂养和高脂饲料喂养的小鼠中 normoglycemia 的维持情况。葡萄糖输注速率的时间进程显示，为维持 normoglycemia，高脂饲料组所需的输注速率显著较低，表明整体机体胰岛素作用受损。高脂饮食组的小鼠空腹及钳夹胰岛素水平也均较高，进一步支持存在胰岛素抵抗表型。在这些小鼠中，使用氚标记葡萄糖来估算内源性葡萄糖出现速率。Endo A 是肝葡萄糖生成的指标，而胰岛素在对照组小鼠中可完全抑制 Endo A。在喂食高脂饮食的小鼠中，这种抑制作用受损。同样，通过TRID葡萄糖来估算全身葡萄糖消失速率。在喂食高脂饮食的小鼠中，胰岛素刺激葡萄糖消失速率（RD）的能力受到损害。使用含碳14的2-脱氧葡萄糖来评估葡萄糖代谢指数RG，该指数用于衡量组织特异性葡萄糖摄取。如本示例所示，高脂饮食小鼠的骨骼肌胰岛素刺激性葡萄糖摄取能力受损。通常，初次接触该方法的研究人员在植入动脉和静脉导管所需的显微外科手术方面会遇到困难。该手术需要非常专业的技能，必须经过数月的持续练习才能熟练掌握高胰岛素-正常血糖钳夹术；其难点再次在于如何在代谢率极高的动物模型中维持正常血糖水平。

hyperinsulinemic-euglycemic-clamps-in-conscious-unrestrained-mice

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JoVE Journal

Medicine

医学

在自觉的，奔放的小鼠正常血糖高胰岛素 - 夹钳

高胰岛素-正常血糖钳夹技术是评估胰岛素作用的“金标准”。通过以恒定速率输注胰岛素，促进葡萄糖的摄取。为抵消由此引起的血糖下降而输注的外源性葡萄糖量，可反映胰岛素敏感性。本文介绍在清醒、自由活动的大鼠中进行该操作的过程。...

清醒大鼠的高胰岛素-正常血糖钳夹技术

本方案通过使用微型渗透泵脑内灌注系统将拮抗剂MetCCL5递送至小鼠脑内，研究趋化因子（C-C模体）配体5（CCL5）在下丘脑中的作用。这种对CCL5活性的短暂抑制会中断下丘脑胰岛素信号传导，导致葡萄糖耐受不良和外周系统性胰岛素敏感性下降。...

利用小鼠脑部连续药物输注系统研究下丘脑胰岛素信号对周围性葡萄糖耐受不良的影响

高血糖钳夹法用于在维持较高血糖浓度的条件下测定胰岛素的释放。低血糖钳夹法用于测定由反向调节反应诱导的葡萄糖生成。这两种方法采用相同的手术操作。本文中，我们介绍一种用于评估全身葡萄糖代谢的钳夹技术。...

清醒小鼠的高血糖钳夹与低血糖钳夹技术

本文提供了通过小鼠完整血管系统灌注以进行葡萄糖刺激的胰岛素分泌（GSIS）实验的详细步骤，作为一种评估胰腺内分泌功能的附加技术，可减少潜在混杂因素的影响。...

通过完整胰腺小鼠血管灌注进行葡萄糖刺激的胰岛素分泌

程序性电刺激可用于评估心脏的传导特性，并通过不同的起搏方案诱导和终止心律失常。利用经静脉导管，在小鼠中实施程序性电刺激方案后，可获取心内电图记录，以识别致心律失常的基质。...

小鼠程序性电刺激

经胸超声心动图提供了一种无创评估小鼠心脏功能的方法。结合超声成像和多普勒成像技术，可获取心脏的结构尺寸和心内血流信息，从而综合评价心脏的收缩和舒张功能。...

小鼠经胸超声心动图检查

在小型动物模型研究中，建立血管通路以测量血流动力学参数、输注液体和采集血样至关重要。本文介绍了一种在麻醉大鼠的颈动脉和颈外静脉中植入导管的技术，用于连接监测系统，实现持续监测、输液和采样。...

清醒大鼠模型中经颈动脉和颈静脉插管用于血流动力学测量、输注及采血

关键词：颈动脉插管，颈静脉插管，血流动力学，输注，采血，清醒动物模型，大鼠

本方法旨在通过颈动脉持续输送药物溶液，以评估新药在小鼠模型中的药代动力学。...

小鼠中紫杉烷类药物药代动力学与药效学分析的颈动脉灌注

肾小球滤过率（GFR）的测定是评估整体肾功能的金标准。然而，传统的检测方法操作繁琐，且需要投入大量时间。本文介绍一种更快捷、微创的经皮测定GFR的方法。...

清醒啮齿类动物肾功能的经皮评估

麻醉小鼠表现出非生理性的全身血压，由于血压与自主神经系统之间存在密切关系，这使得无法对自主神经张力进行有意义的评估。因此，本文介绍了一种在清醒小鼠中同时记录肾交感神经活动和血压并进行静脉输注的新方法。...

清醒自由活动小鼠中同时记录肾交感神经活动和血压并进行静脉输注的新方法

学习高胰岛素-正常血糖钳夹技术，用于评估小鼠全身及组织特异性胰岛素敏感性。通过颈静脉和颈动脉导管植入，在清醒无束缚状态下进行实验，减少应激并提高数据准确性。

清醒非束缚小鼠的高胰岛素-正常血糖钳夹实验

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