Name: 股动脉和静脉导管采血，药品监督管理局和意识的血压和心率测量 (视频) | JoVE Journal
Uploaded: 2012-01-24T12:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 38 s
Description: 学习大鼠股动脉和静脉慢性导管置入技术，用于清醒动物血压测量和血液采集。本方法展示详细手术步骤，确保导管通畅性，适用于长期药理学和心血管研究。

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

作者谨此感谢 Andrew King 博士和 Katrina King 提供的插图贡献。美国国立卫生研究院资助项目：R00HL087927。

1. 手术开始前
注意：在开始任何动物实验操作之前，请确保已通过所在机构/组织获得适当的许可。对于所有存活手术，必须在无菌条件下进行，并使用适当的镇痛药物和抗生素，以确保手术成功。
<ol>
	<li>开始导管插入术之前，使用无菌生理盐水冲洗导管，检查其是否通畅。</li>
	<li>对大鼠进行麻醉。</li>
	<li>准备大鼠以进行手术操作。
	<ol class="lalpha">
		<li>剃除手术区域的毛发，手术区域包括颈部背面（肩胛骨之间）以及内侧腿部区域。</li>
		<li>分别使用碘伏和70%乙醇棉球进行擦洗，从中心部位开始，向外做环形擦拭。每个区域重复此过程3次，最后用70%乙醇完成最终清洁。</li>
		<li>将动物置于无菌表面上，并在手术区域覆盖无菌手术巾。（使用Press-n-Seal薄膜是理想的手术覆盖方法，可使研究人员在整个操作过程中持续监测动物状态。）</li>
	</ol>
	</li>
	<li>确保手术操作所需的所有外科器械均已灭菌。</li>
</ol>
2. 导管置入术前手术区域的准备
<ol>
	<li>将大鼠俯卧（腹部朝下），使用剪刀或手术刀在其肩胛骨水平的颈部背部做一条长约½英寸（12 mm）的横向切口，然后钝性分离皮下组织，形成一个约硬币大小的“皮下袋”。该区域用于放置一小段导管，以补偿动物的生长和/或活动，防止导管被牵拉而导致其从动脉中脱出。（此步骤也可在导管穿隧前立即进行。）</li>
	<li>将大鼠翻转为仰卧位，在腹股沟区域做一切口（沿后肢自然角度做长约½英寸（12 mm）的切口）。</li>
	<li>钝性分离以分开结缔组织（见图1）（可使用钝头剪刀、止血钳、棉签等）（通常将钝头剪刀或棉签保持在45度角，有助于更易定位目标区域），直至暴露股动脉和股静脉。
	<ol class="lalpha">
		<li>静脉呈深红色，动脉比静脉颜色更透明、更明亮。沿动脉走行的神经呈淡白色。</li>
	</ol>
	</li>
	<li>在腿部区域进行钝性分离，于皮肤下方沿腿内侧形成一个约硬币大小的小型开放区域（即“皮下袋”），用于放置一小段导管（再次强调，这是为了适应动物的活动及长期植入时的生长变化）。</li>
	<li>将牵开器置入切口区域，以便充分暴露动脉和静脉。</li>
	<li>使用精细尖头镊子轻轻将沿股动脉走行的神经（颜色呈淡白色）从动脉和静脉上分离。（见图2）注意避免切割或损伤神经。</li>
	<li>将动脉和静脉作为一个整体进行分离，尽量暴露长约¼英寸（5–7 mm）的动脉/静脉段。</li>
	<li>重复操作，进一步将静脉与动脉分离。保持手术器械（如精细尖头镊子）与血管垂直，并沿平行方向分离血管，以避免撕裂、穿刺或损伤血管。可通过将精细尖头镊子从下方轻轻插入动脉与静脉之间，缓慢张开镊子并重复此动作，逐步分离血管。注意：若发生撕裂或出血，应使用无菌棉签或2×2纱布对出血部位施加压力，直至出血停止，然后继续手术操作。</li>
</ol>
3. 置入导管隧道
<ol>
	<li>将无菌生理盐水浸湿的 2 x 2 纱布覆盖于切口处，并将动物翻转至俯卧位。</li>
	<li>将 Rochester Pean 止血钳（长直止血钳）插入背部先前制作的切口，沿皮下向背部下方引导至髋部水平［确保止血钳尖端朝上（不要朝向脊柱），以避免损伤脊髓］。在髋部区域附近，将止血钳尖端转向腿部切口位置，并将止血钳尖端从已准备好的腿部切口推出。</li>
	<li>用止血钳轻轻夹住导管末端（非插入动脉/静脉的一端），缓慢将导管经已创建的皮下通道拉出，最终从颈部切口引出。</li>
	<li>将装有 20 U/ml 肝素/生理盐水的适当钝头针注射器连接至各导管末端，用肝素化生理盐水填充导管（确保无气泡）。再次检查导管是否通畅，确认导管未受损伤。保持注射器连接在导管末端，以防止空气进入导管系统，并再次将大鼠翻转至仰卧位。</li>
</ol>
4. 将导管插入股静脉和股动脉（图3）
<ol>
	<li>将一段无菌的4.0丝线对折后置于股静脉下方，然后在折叠端将丝线剪断，此时静脉下方将有两段丝线。或者，也可分别将两段4.0丝线单独置于静脉下方。</li>
	<li>将置于静脉下方的两段丝线分开，一段朝向腿部（远端），另一段朝向躯干。在靠近躯干的一侧打一个松结，然后用小型止血钳夹住丝线并拉紧，但暂不打紧结。将另一段丝线尽可能向腿部（远端）牵拉，并打成三重结，再用小型止血钳夹住丝线并拉紧。此方法可使静脉充盈血液，便于进行插入导管所需的切口（步骤4）。</li>
	<li>在静脉上滴加1–2滴利多卡因。</li>
	<li>使用Vanna显微解剖剪，在静脉壁上以约1/4厚度、45度角做一小切口。</li>
	<li>将精细尖头镊子（45号镊子）插入切口，同时使用另一把镊子小心地将静脉导管送入静脉。轻轻张开已插入静脉内的镊子，以便研究人员能轻柔地将静脉导管置于镊子下方并推进静脉内。</li>
	<li>当导管完全插入（约6–7 cm）时（制作导管时已在导管上做标记，以帮助术者判断导管是否完全插入）（此位置可使静脉导管进入腹腔下腔静脉），收紧围绕静脉和导管的前侧结扎线，打成三重结（确保未阻塞静脉）。使用靠近腿部的丝线缝合线（后侧结扎线）再次固定导管（三重结），并确认位置。缓慢回抽注射器，直至导管内可见少量血液，以确认缝合结未过紧且导管功能正常。检查完毕后，下压注射器推杆，直至导管内血液不再可见。 
	注意：如有需要，可在股静脉内插入两根导管。</li>
	<li>重复步骤9–13以放置股动脉导管，但需注意以下例外情况：
	<ol class="lalpha">
		<li>在进行导管置入切口前，先将靠近腿部（后侧）的丝线打成三重结并拉紧，再在靠近躯干（前侧）处打松结。此操作可使动脉充盈血液，便于切割。在切开动脉前，必须将近端缝线拉紧以阻断动脉，防止切割时失血。</li>
		<li>将动脉导管从股动脉插入约5 cm（此位置可使导管进入腹主动脉）。</li>
		<li>用缝线固定导管时，应确保缝线不过紧，以免阻塞导管。</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
5. 手术收尾
<ol>
	<li>在导管上制作一个硬币大小（相当于十分之一到四分之一美元硬币）的环，将其放置于腿部内侧（该环应置于先前钝性分离的区域）。放置两根导管后，使用1-2针5.0外科缝线将导管固定于肌肉层。</li>
	<li>使用4.0 Ethilon缝线以间断缝合法关闭切口。</li>
	<li>将大鼠翻转至俯卧位，在导管上再制作一个约四分之一美元硬币大小的环，并将其置入背部已解剖出的皮下 pocket 中。使用缝线关闭切口。</li>
	<li>使用一滴Vetbond将背部的导管固定。</li>
	<li>用带垫片的止血钳夹住靠近背部切口处的导管，然后从导管末端取下注射器。</li>
	<li>为大鼠穿上系绳式背心，盖上导管帽（以维持肝素封管），并移除带垫片的止血钳。</li>
</ol>
——长期维持时，用 20 U/ml 肝素/生理盐水替换导管中的生理盐水溶液。
6. 导管维护（操作过程中应佩戴无菌手套）
<ol>
	<li>用包有垫料的止血钳夹紧导管。</li>
	<li>取下导管塞。</li>
	<li>将装有封管液的钝头注射器连接到导管上。</li>
	<li>松开止血钳。</li>
	<li>用封管液充满导管（体积已预先确定，通常为 0.3 ml）。</li>
	<li>在冲洗的同时夹紧导管，以防止血液回流至导管尖端，然后取下注射器。</li>
	<li>更换导管塞。</li>
	<li>松开止血钳，轻轻向内推入导管塞，以确保导管尖端无血液残留。</li>
</ol>
7. 血液采样（操作过程中应佩戴无菌手套）
用带垫镊子夹住导管。
<ol>
	<li>移除导管塞。</li>
	<li>使用钝头注射器缓慢抽出封管液，并弃去。</li>
	<li>将采样注射器连接至导管，缓慢抽出样本。</li>
	<li>用带垫镊子夹闭导管，将装有封管液的注射器连接至导管，并重新注入封管液以充满导管。</li>
	<li>在用溶液重新填充导管时保持导管夹闭状态。</li>
	<li>重新插入导管塞。</li>
	<li>移除带垫镊子，轻轻将导管塞进一步推入少许。</li>
</ol>
8. 药物输注
<ol>
	<li>使用带垫片的止血钳夹住导管。</li>
	<li>取下导管塞。</li>
	<li>用钝头注射器缓慢抽出封管液，并弃去。</li>
	<li>将装有药物的注射器连接到导管上，并将药物注入动物体内。
	<ul>
		<li>若需多次注射，可使用三通旋塞作为中间连接装置，从而减少注入动物体内的液体量。</li>
		<li>也可连接带有无菌滤器的恒速输注注射泵，用于持续输注。</li>
	</ul>
	</li>
	<li>用带垫片的止血钳夹住导管，将装有封管液的注射器接上导管，并用封管液重新充满导管。</li>
	<li>在用溶液重新充满导管时，保持导管处于夹闭状态。</li>
	<li>重新插入导管塞。</li>
	<li>移除带垫片的止血钳，并轻轻将导管塞进一步推入少许。</li>
</ol>
9. 血压和心率采样
<ol>
	<li>使用带垫片的止血钳夹闭动脉导管，并移除导管塞。</li>
	<li>将动脉导管连接至压力传感器。</li>
	<li>按照制造商说明操作软件以采集血压数据。</li>
	<li>在血压监测期结束时，使用带垫片的止血钳夹闭导管，并与传感器断开连接。</li>
	<li>用封管液冲洗导管，并按上述方法重新安装导管塞。</li>
</ol>
10. 代表性结果
从清醒且自由活动的动物中测得的代表性血压值如图4所示。通过股静脉导管给予苯肾上腺素（3 µg/kg，静脉注射），该药物为α1肾上腺素受体激动剂，用于升高血压，同时通过股动脉导管持续监测血压变化。随后给予非选择性α-肾上腺素受体拮抗剂酚妥拉明（4 mg/kg，静脉注射），以降低血压。
<img alt="显示啮齿类动物解剖图，配有用于实验操作的外科器械。" src="/files/ftp_upload/3496/3496fig1.jpg" data-altupdatedat="1788304762000" data-alt="Figure 1"> 
图1. 组织钝性分离。将大鼠仰卧位固定后，在后肢夹角处做一个约半英寸（12 mm）的切口，使用钝头剪刀或止血钳钝性分离结缔组织，以暴露股动脉和股静脉。
<img alt="外科技术示意图，犬骨科手术，大腿韧带修复示意图。" src="/files/ftp_upload/3496/3496fig2.jpg" data-altupdatedat="1788304762000" data-alt="Figure 2"> 
图2. 股动脉和股静脉与结缔组织的分离。
<img alt="旁路移植手术过程；示意图显示了使用缝线的血管连接方法。" src="/files/ftp_upload/3496/3496fig3.jpg" data-altupdatedat="1788304762000" data-alt="图 3"> 
图 3. 导管置入。使用Vanna显微解剖剪，在血管壁约1/4深度处以45度角做一小切口（上图），将尖头镊插入切口，并用另一把镊子辅助将导管送入血管内（中图）。最后，导管置入到位后，用缝线将导管固定（下图）。
<img alt="电生理信号图；显示电压、时间数据分析；三条颜色编码的轨迹。" src="/files/ftp_upload/3496/3496fig4.jpg" data-altupdatedat="1788304762000" data-alt="Figure 4"> 
图4. 从清醒、自由活动的动物中记录的代表性血压测量结果。

<ol><li>Tabata, Y., Chang, T. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Intermittent+vascular+access+for+extracorporeal+circulation+in+conscious+rats%3A+a+new+technique%5BTitle%5D)+AND+%22Artif.+Organs%22%5BJournal%5D)">Intermittent vascular access for extracorporeal circulation in conscious rats: a new technique.</a> Artif. Organs. 6, 213-215 (1982).</li>
<li>Chester, J. F., Weitzman, S. A., Malt, R. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Implantable+device+for+drug+delivery+and+blood+sampling+in+the+rat%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Appl.+Physiol%22%5BJournal%5D)">Implantable device for drug delivery and blood sampling in the rat.</a> J. Appl. Physiol. 59, 1665-1666 (1985).</li>
<li>Koeslag, D., Humphreys, A. S., Russell, J. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+technique+for+long-term+venous+cannulation+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Appl.+Physiol%22%5BJournal%5D)">A technique for long-term venous cannulation in rats.</a> J. Appl. Physiol. 57, 1594-1596 (1984).</li>
<li>Hall, R. I., Ross, L. H., Bozovic, M., Grant, J. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+simple+method+of+obtaining+repeated+venous+blood+samples+from+the+conscious+rat%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Surg.+Res%22%5BJournal%5D)">A simple method of obtaining repeated venous blood samples from the conscious rat.</a> J. Surg. Res. 36, 92-95 (1984).</li>
<li>Burt, M. E., Arbeit, J., Brennan, M. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Chronic+arterial+and+venous+access+in+the+unrestrained+rat%5BTitle%5D)+AND+%22Am.+J.+Physiol%22%5BJournal%5D)">Chronic arterial and venous access in the unrestrained rat.</a> Am. J. Physiol. 238, H599-H603 (1980).</li>
<li>Cocchetto, D. M., Bjornsson, T. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Methods+for+vascular+access+and+collection+of+body+fluids+from+the+laboratory+rat%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Pharm.+Sci%22%5BJournal%5D)">Methods for vascular access and collection of body fluids from the laboratory rat.</a> J. Pharm. Sci. 72, 465-492 (1983).</li>
<li>Rigalli, A., E, D. L. V. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aRigalli%2C+A+%22Experimental+surgical+models+in+the+laboratory+rat%22">Experimental surgical models in the laboratory rat</a>. , CRC Press. New York. (2009).</li>
<li>Waynforth, H. B. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aWaynforth%2C+HB+%22F.P.A.+Experimental+and+surgical+tehcnique+in+the+rat%22">F.P.A. Experimental and surgical tehcnique in the rat</a>. , Elsevier Academic Press. Burlington. (2007).</li>
<li>Yoburn, B. C., Morales, R., Inturrisi, C. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Chronic+vascular+catheterization+in+the+rat%3A+comparison+of+three+techniques%5BTitle%5D)+AND+%22Physiol.+Behav%22%5BJournal%5D)">Chronic vascular catheterization in the rat: comparison of three techniques.</a> Physiol. Behav. 33, 89-94 (1984).</li>
<li>Staub, J. F., Coutris, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+technique+for+multiple%2C+high-rate+blood+samplings+via+an+external+cannula+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Appl.+Physiol%22%5BJournal%5D)">A technique for multiple, high-rate blood samplings via an external cannula in rats.</a> J. Appl. Physiol. 46, 197-199 (1979).</li>
<li>Steffens, A. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+method+for+frequent+sampling+of+blood+and+continuous+infusion+of+fluids+in+the+rat+without+disturbing+the+animal%5BTitle%5D)+AND+%22Physiol.+Behav%22%5BJournal%5D)">A method for frequent sampling of blood and continuous infusion of fluids in the rat without disturbing the animal.</a> Physiol. Behav. 4, 833-836 (1969).</li>
<li>Thrivikraman, K. V., Huot, R. L., Plotsky, P. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Jugular+vein+catheterization+for+repeated+blood+sampling+in+the+unrestrained+conscious+rat%5BTitle%5D)+AND+%22Brain.+Res.+Brain.+Res.+Protoc%22%5BJournal%5D)">Jugular vein catheterization for repeated blood sampling in the unrestrained conscious rat.</a> Brain. Res. Brain. Res. Protoc. 10, 84-94 (2002).</li>
<li>Vahl, T. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Comparative+analysis+of+ACTH+and+corticosterone+sampling+methods+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Am.+J.+Physiol.+Endocrinol.+Metab%22%5BJournal%5D)">Comparative analysis of ACTH and corticosterone sampling methods in rats.</a> Am. J. Physiol. Endocrinol. Metab. 289, E823-E828 (2005).</li>
<li>Buhler, H. U., da Prada, M., Haefely, W., Picotti, G. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Plasma+adrenaline%2C+noradrenaline+and+dopamine+in+man+and+different+animal+species%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Physiol%22%5BJournal%5D)">Plasma adrenaline, noradrenaline and dopamine in man and different animal species.</a> J. Physiol. 276, 311-320 (1978).</li>
<li>Fagin, K. D., Shinsako, J., Dallman, M. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effects+of+housing+and+chronic+cannulation+on+plasma+ACTH+and+corticosterone+in+the+rat%5BTitle%5D)+AND+%22Am.+J.+Physiol%22%5BJournal%5D)">Effects of housing and chronic cannulation on plasma ACTH and corticosterone in the rat.</a> Am. J. Physiol. 245, E515-E520 (1983).</li>
<li>Ling, S., Jamali, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effect+of+cannulation+surgery+and+restraint+stress+on+the+plasma+corticosterone+concentration+in+the+rat%3A+application+of+an+improved+corticosterone+HPLC+assay%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Pharm.+Pharm.+Sci%22%5BJournal%5D)">Effect of cannulation surgery and restraint stress on the plasma corticosterone concentration in the rat: application of an improved corticosterone HPLC assay.</a> J. Pharm. Pharm. Sci. 6, 246-251 (2003).</li>
<li>Fink, G. D., Bryan, W. J., Mann, M., Osborn, J., Werber, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Continuous+blood+pressure+measurement+in+rats+with+aortic+baroreceptor+deafferentation%5BTitle%5D)+AND+%22Am.+J.+Physiol%22%5BJournal%5D)">Continuous blood pressure measurement in rats with aortic baroreceptor deafferentation.</a> Am. J. Physiol. 241, H268-H272 (1981).</li>
<li>Van Vliet, B. N., Chafe, L. L., Antic, V., Schnyder-Candrian, S., Montani, J. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Direct+and+indirect+methods+used+to+study+arterial+blood+pressure%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Pharmacol.+Toxicol+Methods%22%5BJournal%5D)">Direct and indirect methods used to study arterial blood pressure.</a> J. Pharmacol. Toxicol Methods. 44, 361-373 (2000).</li>
<li>Wang, J., Tempini, A., Schnyder, B., Montani, J. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Regulation+of+blood+pressure+during+long-term+ouabain+infusion+in+Long-Evans+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Am.+J.+Hypertens%22%5BJournal%5D)">Regulation of blood pressure during long-term ouabain infusion in Long-Evans rats.</a> Am. J. Hypertens. 12, 423-426 (1999).</li>
<li>Bunag, R. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Facts+and+fallacies+about+measuring+blood+pressure+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Clin.+Exp.+Hypertens.+A%22%5BJournal%5D)">Facts and fallacies about measuring blood pressure in rats.</a> Clin. Exp. Hypertens. A. 5, 1659-1681 (1983).</li>
</ol>

本视频文章的制作与免费访问由 ADInstruments 赞助。

动脉和静脉插管技术历来被用于在实验大鼠动物模型中进行急性和慢性血压监测、血液采样以及物质输注1-4。这些外科操作技术的主要优势在于，能够在对动物干扰和应激最小化的情况下，完成包括血液采样、药物给药和血压监测在内的各项监测操作1。许多研究人员已撰写相关方案，并建立了各自实验室特有的手术操作方法5-8。本视频和图示展示了我们实验室在股动脉和股静脉插管操作中行之有效的技术流程。
大鼠因其体型小、易于操作，常被用于实验室中的多种科学研究。在动物体内进行慢性导管植入的部位有多个，包括颈静脉、腹主动脉、颈动脉和股动脉等。与其他导管植入部位相比，大鼠股动脉部位的慢性导管植入可延长导管通畅时间，并且术后动物体重恢复最快9。
许多研究人员已使用留置导管进行急性和慢性血液采样1-5,11-13。在许多研究中，需要对动物进行多次采血，而外部插管/导管植入是一种具有优势的方法，因其具有非创伤性的特点；此外，该操作可在动物清醒状态下进行，因此不受麻醉剂影响，且动物可自由活动1,10。长期以来，关于在啮齿类动物中获取血液样本及测定应激激素的最佳方法一直存在争议6,13。在药代动力学研究中，对实验动物进行导管植入可利用慢性植入式导管系统，在几乎无需束缚的情况下实现重复采血。此外，研究显示，与经过抓取（30秒）和/或束缚（5分钟）处理的动物相比，自由活动大鼠（颈静脉导管）血浆中肾上腺素、去甲肾上腺素和多巴胺的基础浓度较低14。另一种评估应激水平升高的方法是检测血浆皮质酮水平。此前有研究指出，即使在手术后恢复三至四天，慢性插管大鼠的血浆皮质酮水平仍处于升高状态15。然而，近年来方法学的改进表明，颈静脉插管大鼠与未插管大鼠之间的基础血浆皮质酮水平并无差异16。此外，采用高效液相色谱法（HPLC）进行皮质酮分析也显示，束缚应激会导致皮质酮水平升高，而颈静脉导管植入后其水平则保持稳定16。
慢性插管的另一个用途是测量啮齿类动物的血压和心率。目前有多种方法可用于大鼠血压和心率的测量，包括无创尾套法、遥测技术以及直接留置导管法。每种方法均有其优缺点，相关细节已在其他文献中详细描述。充满液体的留置导管可植入大鼠的多条动脉中，股动脉仅为可用于测量的动脉之一。在进行血压/心率测定时，导管的远端连接至经过校准的压力换能器。导管可置于保护性弹簧套管内，并通过滑环装置连接，以允许动物自由活动；也可连接至外科手术植入动物体内的固定按钮上。留置导管的优点在于可最大程度减少动物长期承受的应激反应17,18。此外，该方法所用材料成本较低，压力测定的校准简便，并可在相对低应激条件下持续进行数周以上的长期监测19。需要指出的是，该技术也存在一些缺点，例如属于外科侵入性操作，需对导管进行维护以保持通畅，导管植入可能导致动脉损伤，以及存在感染风险等。
对于血压的慢性测量，通过长期植入的动脉导管进行直接记录在技术上更具挑战性，但其准确性更高，且可连续进行而不会干扰动物。尾套法测量的准确性较低，但无需手术，且可重复进行。尾套法测量需要抓取动物并对其进行加热，以扩张尾部血管，便于脉搏检测20。抓取操作以及附加的热应激可能影响血压测量结果，因而无法提供真正准确的数据。此外，这种非直接的尾套法测量难以同时方便地进行血液采样或药物给予。
实现直接测量的另一种方法是采用遥测技术。遥测技术能够在无束缚、无麻醉的清醒自由活动动物中，连续长时间地高质量记录血压（及其他指标）18。然而，尽管遥测设备性能理想，其成本却非常高昂。与遥测技术相比，导管插管法的优势包括：降低“建立”和运行成本，能够在清醒自由活动的动物中方便地给予药物和采集血液样本。对实验动物给药或施加物质以及采集血液样本时，可最大程度减少对动物的干扰，从而降低动物应激反应，获得更为准确的测量结果。

<table><tbody><tr><td>动脉导管</td><td>耗材</td><td>SAI 输注</td><td>RFA-01</td><td></td></tr><tr><td>静脉导管</td><td>耗材</td><td>Scientific Commodities Inc.</td><td>BB518-20 &amp;amp; BB31785-V/2</td><td></td></tr><tr><td>27g 1/2" 钝针</td><td>仪器设备</td><td>Integrated Dispensing Solutions, Inc.</td><td>9991113</td><td></td></tr><tr><td>23g 1/2" 钝针</td><td>仪器设备</td><td>Integrated Dispensing Solutions, Inc.</td><td>9991109</td><td></td></tr><tr><td>&lt;a href="http://www.adinstruments.com/products/hardware/research/product/PL3508/" target="_blank"&gt;PowerLab/8SP&lt;/a&gt;</td><td>仪器设备</td><td><a href="http://www.adinstruments.com/" target="_blank"><img src="/img/new_window.png"> ADInstruments</a></td><td>&lt;a href="http://www.adinstruments.com/products/hardware/research/product/PL3508/" target="_blank"&gt;ML765&lt;/a&gt;</td><td></td></tr><tr><td>&lt;a href="http://www.adinstruments.com/products/hardware/research/product/FE224/" target="_blank"&gt;四桥&lt;/a&gt;</td><td>仪器设备</td><td><a href="http://www.adinstruments.com/" target="_blank"><img src="/img/new_window.png"> ADInstruments</a></td><td>&lt;a href="http://www.adinstruments.com/products/hardware/research/product/FE224/" target="_blank"&gt;ML118&lt;/a&gt;</td><td></td></tr><tr><td>&lt;a href="http://www.adinstruments.com/products/software/research/LabChart-Software/" target="_blank"&gt;LabChart 7.2&lt;/a&gt;</td><td>软件</td><td><a href="http://www.adinstruments.com/" target="_blank"><img src="/img/new_window.png"> ADInstruments</a></td><td></td><td></td></tr><tr><td>&lt;a href="http://www.adinstruments.com/products/hardware/research/product/MLT844/" target="_blank"&gt;带止流阀的血压传感器 &amp;amp; 电缆&lt;/a&gt;</td><td>仪器设备</td><td><a href="http://www.adinstruments.com/" target="_blank"><img src="/img/new_window.png"> ADInstruments</a></td><td>&lt;a href="http://www.adinstruments.com/products/hardware/research/product/MLT844/" target="_blank"&gt;MLT844&lt;/a&gt;</td><td></td></tr><tr><td>单通道旋转接头</td><td>仪器设备</td><td>英斯特实验室公司</td><td>375/22PS</td><td></td></tr><tr><td>单轴-配重平衡旋转支架</td><td>仪器设备</td><td>Instech Laboratories, Inc</td><td>CM375BP</td><td></td></tr><tr><td>Covance 输注背心</td><td>仪器设备</td><td>Instech Laboratories, Inc</td><td>CIH105</td><td></td></tr><tr><td>台式异氟烷麻醉机</td><td>仪器设备</td><td>Protech International, Inc.</td><td>61020</td><td></td></tr><tr><td>啮齿类动物麻醉面罩</td><td>仪器设备</td><td>Protech International, Inc.</td><td>RAM-02</td><td></td></tr><tr><td>啮齿类动物诱导室</td><td>仪器设备</td><td>Protech International, Inc.</td><td>RIC-01</td><td></td></tr><tr><td>麻醉气体过滤罐</td><td>仪器设备</td><td>Protech International, Inc.</td><td>80120</td><td></td></tr><tr><td>台式层流罩</td><td>仪器设备</td><td>Sentry Air Systems, Inc.</td><td>SS-200-WSL</td><td></td></tr><tr><td>奥斯特金A5</td><td>仪器设备</td><td>Oster 专业产品</td><td>78005-140</td><td></td></tr><tr><td>带双蛇形导管的光纤光源</td><td>仪器设备</td><td>LW Scientific, Inc.</td><td>ILL-1502-DGG1</td><td></td></tr><tr><td>Deltaphase 等温垫</td><td>仪器设备</td><td>Braintree Scientific, Inc.</td><td>39DP</td><td></td></tr><tr><td>棉签</td><td>耗材</td><td>索伦制造公司</td><td>36200</td><td></td></tr><tr><td>2英寸×2英寸纱布垫</td><td>耗材</td><td>肯德尔</td><td>2146</td><td></td></tr><tr><td>5-0 尼龙缝合线</td><td>耗材</td><td>Ethicon Inc.</td><td>661G</td><td></td></tr><tr><td>4-0 丝线缝合线</td><td>耗材</td><td>德克纳特尔</td><td>8-S, 136075-0208</td><td></td></tr><tr><td>组织粘合剂</td><td>耗材</td><td>3M</td><td>1469SB</td><td></td></tr><tr><td>碎片 &amp;amp; 固定镊</td><td>仪器设备</td><td>George Tiemann &amp;amp; 公司</td><td>160-55</td><td></td></tr><tr><td>学生用组织镊</td><td>仪器设备</td><td>Fine Science Tools</td><td>91121-12</td><td></td></tr><tr><td>微型镊子/布拉肯镊子</td><td>仪器设备</td><td>George Tiemann &amp;amp; 公司</td><td>10-1942</td><td></td></tr><tr><td>超细格雷夫镊</td><td>仪器设备</td><td>Fine Science Tools</td><td>11152-10</td><td></td></tr><tr><td>Olsen-Hegar 持针器</td><td>仪器设备</td><td>精细科学工具</td><td>12002-12</td><td></td></tr><tr><td>学生用霍尔斯特德-蚊式止血钳</td><td>仪器设备</td><td>精细科学工具</td><td>91308-12</td><td></td></tr><tr><td>罗切斯特弯头止血钳 </td><td>仪器设备</td><td>生物医学研究仪器</td><td>31-1640</td><td></td></tr><tr><td>学生用手术剪</td><td>仪器设备</td><td>精细科学工具</td><td>91402-12</td><td></td></tr><tr><td>杜蒙镊</td><td>仪器设备</td><td>精细科学工具</td><td>11251-35</td><td></td></tr><tr><td>显微解剖剪</td><td>仪器设备</td><td>George Tiemann &amp;amp; 公司</td><td>160-210</td><td></td></tr><tr><td>斜视剪刀</td><td>仪器设备</td><td>Fine Science Tools</td><td>14075-11</td><td></td></tr><tr><td>哈特曼止血钳</td><td>仪器设备</td><td>Fine Science Tools</td><td>13003-10</td><td></td></tr><tr><td>组织剪</td><td>仪器设备</td><td>George Tiemann &amp;amp; 公司</td><td>160-150</td><td></td></tr><tr><td>牵开器</td><td>仪器设备</td><td>定制</td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

股动脉和股静脉插管用于采血、给药及清醒状态下的血压与心率测量

Femoral Arterial and Venous Catheterization for Blood Sampling, Drug Administration and Conscious Blood Pressure and Heart Rate Measurements

在多个研究领域中，实验室研究需要进入循环系统。在大鼠中使用长期植入的导管进行药理学研究，可使研究人员能够高效且人道地给药、反复采集血液样本，并有助于在清醒状态下直接测量血压和心率。导管植入后，即可实现长期取样。导管的通畅性及使用寿命取决于多种因素，包括所用封管液、冲洗方案以及导管材料。本视频将演示大鼠股动脉和股静脉导管植入的方法。此外，视频还将展示如何利用股静脉和股动脉导管进行血液采样、药物给予，以及如何利用动脉导管在清醒、自由活动的大鼠中测量血压和心率。通过将动物连接至带有旋转系统的系绳和背带装置，可在对动物干扰最小的情况下实现长期饲养并由研究人员采集样本。为维持导管通畅，需每日仔细维护导管，使用封管液（含100 U/ml肝素的生理盐水）、机械研磨的钝头注射器针头以及注射器滤器，以尽量减少潜在污染。通过严格的无菌手术技术、合适的导管材料以及细致的导管维护操作，可长期（数周）维持导管通畅并保障动物健康。

在大鼠中进行血管的慢性插管常用于物质给药、长时间采集血样或直接测量清醒状态下的血压。本实验将演示大鼠股动脉插管及其在清醒动物中相应的血压测量方法。

在多个研究领域中，实验室研究需要能够进入循环系统。在大鼠的药理学研究中，使用慢性...

本操作的总体目标是展示用于长期和短期用途的股动脉和股静脉插管的方法。首先在下肢制备一个用于放置导管的皮下囊袋，以完成第一步；第二步是分离股动脉和股静脉，并为导管置入做好准备。第三步是将导管插入并固定于股静脉和股动脉内。最后一步是手术收尾，包括固定导管以防止动物活动或生长过程中导管移位，缝合切口，并在严格无菌的手术操作条件下将动物置入系留式背心，同时注意导管的放置与维护。可以长期维持慢性导管通畅，以便将来进行采血、给药或测量血压和心率。该方法的可视化演示至关重要。目前现有的图示和文字方案缺乏实施该方法所必需的详细视觉信息。演示该操作的将是Carrie Northcott博士。在对实验动物进行麻醉、剃毛和消毒后，用无菌手术巾覆盖手术区域。然后，使用一对钝头剪刀，在大鼠颈部肩胛骨水平处做一个约1至1.5厘米长的横向切口，开始操作。在动物背部解剖出一个约25美分硬币大小的皮下囊袋。用无菌生理盐水浸湿的纱布覆盖切口。然后将大鼠翻转至仰卧位，沿后肢夹角处做一条长约1至1.5厘米的切口。现在将钝头剪刀以45度角插入切口内，进行钝性分离，直至暴露股动脉和股静脉。在钝性分离皮下另一处约四分之一硬币大小的囊袋后，此次沿腿部内侧进行，将拉钩置入切口区域，以便充分显露动脉和静脉。然后使用尖头镊子，轻柔地将沿股动脉走行的神经从动脉和静脉上分离，注意避免损伤神经。接下来，将动脉和静脉作为一个整体进行分离，暴露其长约0.5至1厘米的节段。现在将镊子垂直于血管持握，平行分离血管以避免损伤。操作开始时，先将一块2×2的纱布浸入无菌生理盐水中。然后将纱布覆盖在切口上，将大鼠翻转至俯卧位，确保止血钳的顶端向上，而不是朝向脊柱方向。插入长而直的罗切斯特钳。将钳子从动物背部切口处进入皮下，沿背部向后推进，直至髋部区域。将止血钳转向切口方向，并将钳尖从预先准备好的腿部切口处推出。然后用镊子轻轻夹住导管未插入端的末端，小心地将导管从背部穿过并从颈部切口拉出。用每毫升含20单位肝素的生理盐水溶液填充钝头针注射器，随后将注射器连接至导管末端，注意确保无气泡产生，充满导管并检查导管是否通畅。最后，将注射器仍连接在导管末端，再次将大鼠翻转为仰卧位。首先，在股静脉下方放置一段折叠的无菌4-0丝线，然后从折叠端剪断，使静脉下方形成两段丝线。然后将两段丝线分开，一段向动物腿部方向远端牵拉，另一段向躯干方向近端牵拉。在靠近身体的近端丝线上打一个松散的结扎圈，不要完全收紧。现在用小止血钳夹住打结处的丝线，将其拉紧但不要收紧结。将另一段丝线尽可能向腿部方向牵拉，以获得足够长度的血管便于操作。使用镊子。将缝线打成三重结，以闭合血管。使用范氏显微解剖剪，在静脉上滴加一到两滴利多卡因。在静脉壁上以45度角做一小切口，切口深度约为静脉壁厚度的三分之一至四分之一。然后用镊子小心夹住静脉导管。接着，将精细尖端呈45度的镊子插入切口内。将45度持针钳在静脉内轻轻张开，然后小心地将静脉导管置于持针钳下方，并将导管插入静脉。导管进入血管后，务必始终用一把持针钳夹住导管，直至其在动物体内固定稳妥；否则，当操作至结扎处时，导管很可能脱出。通过调节止血钳来松开结扎线，使丝线不再紧绷，从而可将导管完全插入。当导管完全插入后，使用靠近腿部的丝线在导管处打三重结，收紧近端结扎线以固定静脉。对于远端结扎，将丝线围绕导管打结。然后缓慢回抽注射器，直至导管内可见少量血液，以确认结扎松紧适度，未过度收紧。确认导管功能正常后，按压注射器活塞，直至血液不可见。然后用丝线打三重结，确保导管不会从血管中脱出。随后，以类似方法插管股动脉。将四根丝线迅速置于动脉下方。然后分开两根丝线，一根向动物腿部远端方向牵拉，另一根向躯干近端方向牵拉。与静脉插管不同，在进行动脉插管时，应先将远端的丝线向腿部方向牵拉，并结扎此缝线。由于血液从心脏流向腿部，三重结阻塞了血管，这将导致血管扩张。现在保留近端的丝线，打一个松的结扎，用小止血钳夹住结处的丝线并拉紧，但不要扎紧结。接着，在动脉上滴加一到两滴利多卡因。以45度角在动脉壁上做一小切口，切口深度约为动脉壁厚度的三分之一至四分之一，用镊子夹住并撑开血管腔，将导管插入动脉。然后使用近端结扎线，在动脉和导管周围打一个三重结进行固定。接下来，检查导管内的血流情况，并如前所述结扎远端结扎线。确认导管功能正常后，下压活塞直至血液不可见，然后用丝线完成三重结的绑扎。为确保导管不会脱出，将导管打一个硬币至二十五分硬币大小的环，置于腿的内侧。放置两根导管后，用一到两针5-0外科缝线将导管固定于肌层。使用4-0普维克诺（Prolene）缝线连续缝合关闭切口。然后将大鼠翻转至俯卧位，在导管上再打一个约硬币大小的环，并将其置入在动物背部解剖出的皮下囊袋中。最后用缝线关闭该切口。然后使用一滴兽用胶水将导管固定在背部。用带垫止血钳夹住靠近背部切口处的导管，并从末端取下注射器。最后为大鼠穿上套管式背心，将导管从背心上的弹簧中穿过。将注射器重新接回导管上。取下止血钳并收紧套管，然后重新安装止血钳，并修剪导管。现在封闭导管以维持肝素锁，并移除止血钳。首先用带垫片的镊子夹住导管，然后拔除导管。连接钝头针，并将装有封管液的带锁扣注射器接到导管上，松开止血钳，然后向导管内注入 0.3 毫升推荐的封管液。夹闭导管并取下注射器。随后更换导管塞，松开止血钳。最后，轻轻将塞子稍微推入，以确保导管尖端无血液残留。手术恢复后，可从清醒且自由活动的动物身上获取血压测量值。用于这些测量的设备包括Power Lab、八通道放大器（8SP）、四桥放大器（Quad Bridge）以及血压换能器，如图中虚线所示。在本实验中，将苯肾上腺素（phenylephrine）——一种α1肾上腺素受体激动剂——注入股静脉通路。同时通过股动脉通路测量动物的血压，如图所示，上图所示的脉压和下图所示的平均动脉压在给药后立即升高。然而，心率在给药后短暂下降，随后逐渐回升至给药前水平。随后，在动物从α肾上腺素能激动剂的作用中恢复后，给予非选择性α肾上腺素能拮抗剂酚妥拉明（以第二条虚线标示），导致动物血压下降。同样，一旦掌握该技术，整个操作可在20至30分钟内完成。

femoral-arterial-venous-catheterization-for-blood-sampling-drug

Research

科研

JoVE Journal

Medicine

医学

股动脉和静脉导管采血，药品监督管理局和意识的血压和心率测量

在小型动物模型研究中，建立血管通路以测量血流动力学参数、输注液体和采集血样至关重要。本文介绍了一种在麻醉大鼠的颈动脉和颈外静脉中植入导管的技术，用于连接监测系统，实现持续监测、输液和采样。...

清醒大鼠模型中经颈动脉和颈静脉插管用于血流动力学测量、输注及采血

关键词：颈动脉插管，颈静脉插管，血流动力学，输注，采血，清醒动物模型，大鼠

本文介绍了一种详细的实验方案，用于测量大鼠门静脉压力、内脏血流和全身血流动力学参数，以表征门静脉高压综合征。...

肝硬化大鼠门静脉高压综合征的侵入性血流动力学表征

测量中枢神经系统（CNS）干预所引发的交感神经和心血管反应的方法，对于推动神经科学研究具有重要意义。本方案旨在帮助科研人员测量和量化麻醉大鼠（非存活实验）中肾交感神经活动（RSNA）的急性变化。...

量化麻醉大鼠中枢神经系统干预后肾交感神经活动的急性变化

本文介绍了一种在实验大鼠中同步记录心电图和动脉内血压（BP）的实验装置，该方法可使用动物实验设施中的常规设备完成，适用于生理学或药理学研究，以探讨心血管医学中的致病机制或治疗机制。...

大鼠同步心电图记录与有创血压测量

失血性休克是严重创伤患者中的一种严重并发症，可导致危及生命的氧供不足。本文介绍一种通过猪放血诱导失血性休克的标准化方法，该方法由血流动力学和脑微循环氧合指标指导。...

基于脑部氧合监测与扩展血流动力学监测的猪标准化失血性休克诱导方法

本文介绍了一种在大鼠PET/CT成像过程中连续采集血液以测量动脉输入函数（AIF）的实验方案。内容包括导管植入、系统校准与设置，以及血液放射性数据的分析方法。所获得的数据可为后续的生物动力学建模提供输入参数。...

小型动物正电子发射断层扫描/计算机断层扫描中的连续血液采样可实现动脉输入函数的测量

心肺复苏和除颤是治疗由心室颤动引起的心脏骤停的唯一有效治疗手段。本模型提供了一种标准化的方案，用于在猪模型中诱导、评估和治疗这种生理状态，从而提供一种临床方法，并具有多种数据采集和分析的机会。...

标准化猪心室颤动模型与高级心脏生命支持

本文旨在为研究人员提供建立婴儿猪出血性休克模型的详细且易于操作的指南。...

一种容积控制型失血性休克的幼猪模型描述

关键词：幼猪，失血性休克，容积控制，动物模型，休克模型，实验外科，血流动力学，重症监护，创伤研究

近年来，家猪和小型猪在科学研究中的应用显著增加。通过演示气管插管、经尿道膀胱导管插入、股动脉和股静脉导管插入以及经心灌注等操作方法，我们旨在进一步提升哥廷根小型猪在生物医学研究中的价值。...

哥廷根小型猪的基本外科技术：插管、膀胱导管插入、股血管导管插入及经心灌注

本文介绍了一种高效液相色谱-串联质谱法（HPLC-MS/MS）检测方法，用于定量干燥血斑中的免疫抑制剂他克莫司，该方法采用简单的手工蛋白质沉淀步骤及在线柱提取技术。...

使用液相色谱-串联质谱法（LC-MS/MS）定量检测干血斑中的免疫抑制剂他克莫司

学习大鼠股动脉和静脉慢性导管置入技术，用于清醒动物血压测量和血液采集。本方法展示详细手术步骤，确保导管通畅性，适用于长期药理学和心血管研究。

股动脉和股静脉插管用于采血、给药及清醒状态下的血压与心率测量

探索更多视频