Name: 过敏原诱发的哮喘小鼠模型 (视频) | JoVE Journal
Uploaded: 2012-05-14T12:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 5 s
Description: 了解过敏原诱发的哮喘小鼠模型建立方法，通过腹腔注射致敏和雾化吸入激发，评估气道高反应性、细胞浸润及血清IgE水平。该模型为研究过敏性哮喘机制和开发新疗法提供重要工具。

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本工作由美国国立卫生研究院（NIH）资助项目HL093196（R.C.R.）以及亚特兰大研究与教育基金会（AREF）资助。

I. 变应原致敏与激发（参见图1）
A. 气管内攻毒实验
<ol>
	<li>进行初次致敏时，在第0天和第7天通过腹腔注射方式，向雄性或雌性C57BL/6或BALB/c小鼠（6-8周龄）注射20 μg卵清蛋白（OVA；Sigma-Aldrich, St. Louis, MO），该蛋白用含2 mg氢氧化铝（Sigma-Aldrich）的0.2 ml无菌磷酸盐缓冲液（PBS）乳化；对照组则在0.2 ml无菌PBS中加入2 mg氢氧化铝进行注射。</li>
	<li>根据需要进行抗原激发（例如在第14、16、18和20天）。激发操作步骤如下。</li>
	<li>通过腹腔注射（i.p.）给予氯胺酮（90 mg/kg）和赛拉嗪（10 mg/kg）混合物以麻醉小鼠，并确保小鼠至少持续麻醉10分钟。</li>
	<li>将手术台面倾斜至45度或更大角度。将小鼠置于该斜面上，腹部朝上，头部位于上方。</li>
	<li>用缝合线钩住门齿以固定头部后仰。使四肢保持水平对齐，以确保气管处于直线状态，并使用标签胶带固定腿部。用70%乙醇浸润手术区域并进行擦拭消毒。</li>
	<li>在切口部位局部应用布比卡因（0.1至0.2 ml的0.25%溶液）。</li>
	<li>用镊子轻夹喉部皮肤并轻轻向外牵拉。使用手术剪做一小段垂直切口，尽量缩小切口尺寸。</li>
	<li>准备一支1 ml注射器，内含50 μl PBS或含0.1% OVA的PBS溶液，并将其插入重复移液器（Tridak Stepper, Torrington, CT）中。一手持移液器，另一手用镊子牵拉组织以暴露气管。</li>
	<li>尽可能使注射器与气管平行，将针头插入气管壁并注入溶液。</li>
	<li>注射后保持小鼠直立姿势，以便溶液充分沉降至肺部。</li>
	<li>用镊子以无菌操作方式轻轻闭合创口，并用缝线密封。</li>
	<li>将小鼠俯卧于加热垫上，待其完全恢复自主活动能力。恢复后将其送回动物饲养设施，并每日监测是否存在浆液性渗出、炎症、感染或伤口裂开等迹象，直至伤口完全愈合。</li>
</ol>
B. 通过雾化进行攻毒
<ol>
	<li>在第0天通过腹腔注射致敏小鼠 20 μg 含2 mg氢氧化铝（Sigma-Aldrich）的0.2 ml无菌PBS中乳化的OVA（Sigma-Aldrich），或仅含2 mg氢氧化铝（Sigma-Aldrich）的0.2 ml无菌PBS作为对照。</li>
	<li>第14天，通过腹腔注射加强致敏，操作步骤同上。</li>
	<li>第21天st, 22nd, 23rd, 24th 和 25th 初次致敏后次日，通过超声波雾化器（Buxco Research Systems，Wilmington，NC）将小鼠暴露于雾化的1% OVA或单独PBS中30分钟以进行激发。</li>
	<li>将小鼠放入全身体积描记仪的主腔室；在体描记室中适应至少10分钟。</li>
	<li>通过雾化杯给予1 ml 0.1% OVA的无菌PBS溶液，或仅给予无菌PBS（具体操作见下文步骤4-6）。雾化30分钟。</li>
	<li>移除雾化杯并丢弃任何剩余溶液。</li>
	<li>可使用雾化室对所有小鼠同时进行雾化处理。</li>
</ol>
II. 乙酰甲胆碱诱导的气道高反应性测定
A. 采用整体动物测压法（WBP；Buxco Research Systems，美国北卡罗来纳州威尔明顿）无创测量气道高反应性
<ol>
	<li>打开甲酰胆碱粉末瓶前，先将其恢复至室温（甲酰胆碱具有强吸湿性，若吸收水分会形成无用的团块）。用无菌 PBS 配制 200 mg/ml 的储存液，然后进行连续2倍梯度稀释（例如 100、50、25、12.5 和 6.25 mg/ml）。保持溶液低温。</li>
	<li>按如下方式设置设备：用紧密贴合的橡胶管将 WBP 的主进气口连接至雾化器，偏流进气口连接至空气泵，WBP 出气口连接至气体捕集装置。将压力传感器连接至 WBP 的主腔室和参考腔室的出口之间。使用配套电缆将压力传感器连接至前置放大器，并通过特定的数据采集卡将前置放大器连接至计算机。</li>
	<li>根据制造商的建议，使用软件校准前置放大器。</li>
	<li>将小鼠放入 WBP 的主腔室内，在体积描记 chamber 内适应至少 10 分钟，然后记录 3 分钟的基础读数（Penhbase）。</li>
	<li>在雾化杯中加入 1 ml 无菌 PBS，雾化 2 分钟，随后在干燥阶段继续监测呼吸参数 6 分钟。取下雾化杯并弃去残留的 PBS。</li>
	<li>在雾化杯中加入 1 ml 浓度为 6.25 mg/ml 的甲酰胆碱，重复进行 2 分钟雾化及随后 6 分钟的监测周期。</li>
	<li>依次使用 12.5、25、50 和 100 mg/ml 的甲酰胆碱，重复测量，每次均采用相同的 2 分钟雾化期和 6 分钟监测周期。</li>
	<li>将小鼠从腔室中取出，并放回笼中。</li>
	<li>重新在雾化杯中加入 1 ml 无菌 PBS，运行一次完整流程以冲洗管路。</li>
	<li>关闭气流，拆卸设备，并在进行下一组动物实验前彻底清洁所有腔室。</li>
</ol>
B. 通过计算机控制呼吸机（flexiVent；SCIREQ Inc.，Montreal，Canada）进行气道反应性的侵入性测量
<ol>
	<li>称重小鼠，并通过腹腔（i.p.）注射戊巴比妥钠，剂量为每公斤体重60 mg。</li>
	<li>在充分麻醉后，将小鼠置于腹背位以进行气管切开术。</li>
	<li>用70%乙醇消毒颈部皮肤。在切口部位局部应用布比卡因（0.25%溶液，0.1至0.2 ml）。切开并暴露颈部皮肤。分离颈部肌肉，暴露气管。</li>
	<li>用精细剪刀在气管上做一个1至2毫米的切口（注意不要切断气管），小心插入气管插管。用缝线结扎气管，以防止漏气。</li>
	<li>将小鼠放入体容积描记仪腔室中，并将插入的气管插管连接至呼吸机。</li>
	<li>开始机械通气。设置适当的呼吸频率和潮气量/每搏输出量（150 次/分钟和 200 μl（分别为20克小鼠的剂量）。确保小鼠胸廓与呼吸机同步运动。如果小鼠出现与呼吸机“对抗”（自主呼吸）的情况，应追加麻醉剂并等待恢复同步。</li>
	<li>在基线测量后，将小鼠继续维持在基线通气状态下 3 分钟，然后进行 2nd 一组阻抗测量值。这 2nd 使用一组基线测量值来计算平均基线值。</li>
	<li>通过将呼吸机的吸气气流导入超声雾化器，依次给予 PBS 或甲酰胆碱（MCh）激发（6.25、12.5、25、50 和 100 mg/ml）。</li>
	<li>每次使用MCh（6.25、12.5、25、50和100 mg/ml）刺激后，将活塞调回至输送10 ml/kg潮气量、呼吸频率120次/分钟的模式，并进行阻抗测量。</li>
</ol>
III. 细胞浸润进入气道空间的检测
A. 进行支气管肺泡灌洗（BAL）
<ol>
	<li>测量气道高反应性（AHR）后，用 CO2 处死小鼠，并将每只小鼠仰卧位放置于手术垫上。</li>
	<li>用 70% 乙醇浸泡操作区域。</li>
	<li>从下腹部开始，切开腹腔并向上剥离皮肤和上层肌肉组织，直至肋骨区域。</li>
	<li>当肋骨暴露后，用剪刀小心刺穿膈肌。肺应随膈肌下陷而塌陷。操作时需特别注意避免划伤肺或心脏。</li>
	<li>剪除肋骨以完全暴露肺和心脏（注意避免切断主要血管，防止血液灌入操作区域）。</li>
	<li>使用带有 27 号针头的 1 ml 注射器（BD 注射器，Franklin Lakes, NJ），穿刺心脏心室，缓慢轻柔地回抽注射器以采集血液。注意避免压塌心脏。</li>
	<li>按照标准流程收集血清。采集后储存于 -70 °C，待用。</li>
	<li>剥离喉部皮肤和组织，直至暴露气管。清除足够多的周围组织以方便操作（再次注意避免切断主要血管）。</li>
	<li>使用弯头剪刀在气管下方剪开一条通路。</li>
	<li>将弯头镊子尖端穿过气管下方，夹住缝合线一端，并将缝合线从气管下方穿过。</li>
	<li>在喉部较低位置，于气管上打一个松散的半结。</li>
	<li>在缝合线上方切出一个足够容纳套管的切口。</li>
	<li>小心将套管插入切口并沿气管向下推进，越过缝合线位置。轻柔向前推进，直至套管刚好到达肺入口处（过深可能刺破肺；过浅则在回收支气管肺泡灌洗液时可能导致气管塌陷）。</li>
	<li>拉紧缝合线并完成打结，以密封套管周围的气管。</li>
	<li>将装有 1 ml PBS 的注射器连接至套管，缓慢推注液体进入肺部。肺叶应逐个缓慢膨胀。切勿过度灌注。成年小鼠的绝对最大灌注量为 0.9–1.0 ml，0.8 ml 可能更安全。注射器应松紧适中地固定于套管，否则在拆卸时可能造成损伤。</li>
	<li>从肺部回抽液体。若遇到阻力（如组织被吸入套管），可缓慢将套管进一步推入肺内，然后继续抽吸。也可尝试原位旋转套管。若所有方法均无效，可部分撤出套管；但此时更易导致气管塌陷。</li>
	<li>将注射器从套管上取下，将支气管肺泡灌洗液（BAL）收集至容器中，并使用新鲜 PBS 溶液重复灌洗 2 次。</li>
	<li>将 BAL 液置于冰上，直至离心处理。</li>
	<li>使用 BAL 液和血清，通过市售的小鼠 IgE ELISA 试剂盒（MD Bioproducts, St. Paul, MN）检测 OVA 特异性 IgE。</li>
</ol>
B. 细胞计数并确定分类
<ol>
	<li>将支气管肺泡灌洗液在 4 °C 条件下，以约 600 × g 离心 5 分钟。</li>
	<li>用 PBS 轻柔重悬细胞沉淀，并置于冰上保存。</li>
	<li>取稀释后的细胞悬液，加载至标准 Neubauer 血细胞计数板，进行细胞计数。</li>
	<li>取 10 至 40 μl 体积的细胞悬液，其中含 2 × 104 个细胞，用于制备细胞离心涂片；必要时对细胞进行稀释。</li>
	<li>制备细胞离心涂片时，将 2 × 104 个细胞、130 μl PBS 和 10 μl FBS 混合均匀，将全部细胞混合液加入双联细胞离心漏斗中，使用双联载玻片以 700 rpm 离心 10 分钟，以获得重复样本。</li>
	<li>染色前，将载玻片在室温下干燥 1 小时。</li>
	<li>使用 Diff-Quick 染色液（Siemens, Newark, DE）对载玻片进行染色。</li>
</ol>
四、代表性结果
在受到激发刺激后出现过度气道收缩是临床哮喘的一个显著特征。本文介绍了两种用于检测OVA致敏并激发小鼠对乙酰甲胆碱产生气道高反应性的方法：整体容积描记法（图2）和使用flexiVent系统的强迫振荡技术（图3）。两种方法均表明，OVA致敏与激发可在小鼠中诱导气道高反应性。
嗜酸性粒细胞为主的气道炎症是临床哮喘和小鼠变应性气道疾病的另一显著特征。如图4所示，经OVA致敏和激发后，通过支气管肺泡灌洗（BAL）从气道回收的总细胞数量显著增加，其中嗜酸性粒细胞数量明显增多，中性粒细胞数量也有一定程度的增加。
研究表明，过敏性气道疾病是由针对致敏抗原的IgE抗体过度产生所引起的。采用我们描述的OVA致敏与激发方案，可使处理小鼠血清和支气管肺泡灌洗液中的IgE水平升高（图5）。
<img alt="小鼠实验时间线：腹腔注射OVA，气管内激发，各阶段标注，从适应期到实验结束。" src="/files/ftp_upload/3771/3771fig1.jpg" data-altupdatedat="1787630408000" data-alt="Figure 1"> 
图1. OVA诱导的过敏性哮喘实验方案。 小鼠在0.2 ml无菌PBS中，通过腹腔注射（i.p.）两次接种含20 μg OVA与2 mg氢氧化铝乳剂的混合物，或仅含2 mg氢氧化铝的0.2 ml无菌PBS作为对照。随后在指定时间点，通过气管内（i.t.）注射0.1% OVA或无菌PBS溶液，或每日经超声雾化器（Buxco）雾化吸入1% OVA/PBS溶液或PBS对照溶液，持续30分钟进行激发。末次OVA暴露后24小时，测定气道反应性。随后收集支气管肺泡灌洗液（BAL）、血液样本、肺细胞及肺组织用于进一步分析。
<img alt="乙酰甲胆碱反应图；OVA 与 PBS 的 Penh 比值，支气管收缩测量。" src="/files/ftp_upload/3771/3771fig2.jpg" data-altupdatedat="1787630408000" data-alt="图 2"> 
图 2. 通过非侵入性方法评估过敏原诱导的气道高反应性。 小鼠（每组 n=4）经 OVA 致敏并激发。末次激发后 24 小时，按照本方案所述，采用全身体积描记法测定吸入甲胆碱后的气道高反应性。Penh 值以 Penh 比值表示（甲胆碱激发 8 分钟期间的平均 Penh 除以 PBS 激发 8 分钟期间的平均 Penh）。*，P &lt; 0.05，与 PBS 组比较。
<img alt="OVA-PBS 气道阻力与乙酰甲胆碱作用下的弹性阻力，阻力-时间曲线，哮喘研究。" src="/files/ftp_upload/3771/3771fig3.jpg" data-altupdatedat="1787630408000" data-alt="Figure 3"> 
图3. 通过侵入性方法（强制振荡法）评估过敏原诱导的气道高反应性（强制振荡）。 小鼠（每组 n=4）经OVA致敏并激发。末次激发后24小时，按照本方案所述方法，采用强制振荡法（flexiVent）测定吸入甲酰胆碱浓度递增时的气道高反应性。A, B) 气道阻力；C) 肺弹性阻力。*，P &lt; 0.05 与PBS组比较。
 
<img alt="BAL fluid differential cell count; bar chart with microscope images; PBS vs OVA treatment analysis." src="/files/ftp_upload/3771/3771fig4.jpg" data-altupdatedat="1787630408000" data-alt="Figure 4"> 
图4. 支气管肺泡灌洗液细胞计数。 小鼠（每组 n=4）经 OVA 致敏并激发。末次激发后 24 小时，顶部) 收集BAL细胞，并按照方案中所述计数总细胞数。底部制备细胞离心涂片并用Diff-Quick染色。Tot = 总细胞数；Eos = 嗜酸性粒细胞；Neu = 中性粒细胞；Mac = 巨噬细胞；Lym = 淋巴细胞。*， P &lt; 0.05 与 PBS 相比。
<img alt="OVA 特异性 IgE 水平，柱状图；血清与支气管肺泡灌洗液比较；PBS 与 OVA 处理组" src="/files/ftp_upload/3771/3771fig5.jpg" data-altupdatedat="1787630408000" data-alt="图 5"> 
图 5. OVA 特异性 IgE。小鼠（每组 n=4）经 OVA 致敏并激发。末次激发后 24 小时，按照本方案所述方法，通过心脏穿刺采集血液，检测血清和支气管肺泡灌洗液中的 IgE 水平。*，P &lt; 0.05，与 PBS 组比较。

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</ol>

动物实验严格按照亚特兰大退伍军人事务医疗中心机构动物护理和使用委员会（IACUC）在方案 #V010-10 中制定的指南和规定进行。

变应性气道疾病的动物模型为与临床哮喘相关的研究提供了重要的工具。目前已开发出多种采用不同物种和抗原的模型。小鼠作为一种具有吸引力且常用的实验动物，在变应性气道疾病模型中也具备多项优势9,10。尽管这些模型在某些方面并不能完全模拟哮喘11，尤其是慢性疾病的特征较难复制12,13，但我们证实，许多主要特征仍可被成功再现。我们还显示，与人类哮喘相似，这些特征伴随着血清和支气管肺泡灌洗液（BAL）中抗原特异性IgE水平的升高。本文介绍了两种小鼠模型，均以卵清蛋白（OVA）作为抗原，但采用不同的激发方法。气管内给药操作较为复杂且耗时，但其优势在于可将确定剂量的抗原直接递送至肺部。该方法也可能比其他方法将抗原递送至肺部更深层次。本文描述了一种侵入性的气管内给药方法，但也可通过经口腔插入的导管或套管进行气管内给药，该方法在JoVE的其他文献中有详细描述14。雾化吸入法更为简便，且更直接地模拟了人类通常的暴露途径。然而，其定量结果变异性较大，且向肺部递送的效率可能较低15。实际上，很可能有相当大但未知比例的剂量沉积于上呼吸道。第三种替代方法为鼻...

<table><tbody><tr><td>卵清蛋白</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>A5503</td><td></td></tr><tr><td>氢氧化铝</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>239186</td><td></td></tr><tr><td>乙酰-&amp;#946;-甲基胆碱氯化物</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>A2251</td><td></td></tr><tr><td>戊巴比妥钠盐</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>P3761</td><td></td></tr><tr><td>全身体积描记法（WBP）系统</td><td>Buxco Research Systems</td><td></td><td>http://www.buxco.com</td></tr><tr><td>FlexiVent</td><td>SCIREQ, Inc.</td><td></td><td>http://www.scireq.com</td></tr><tr><td>光学显微镜</td><td>Leica Microsystems</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Cytospin 4</td><td>Thermo Fisher Scientific, Inc.</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Diff-Quick 染色液</td><td>Siemens AG</td><td>B4132-1A</td><td></td></tr><tr><td>多通道移液器</td><td>Tridak</td><td>STP4001-0025</td><td></td></tr></tbody></table>

过敏原诱导哮喘的小鼠模型

Murine Model of Allergen Induced Asthma

哮喘是导致发病率和死亡率升高的主要原因之一，全球约有3亿人受其影响。1 美国超过8%的人口患有哮喘，且患病率呈上升趋势。2 与其他疾病一样，过敏性气道疾病的动物模型极大地促进了对潜在病理生理机制的理解，有助于识别潜在的治疗靶点，并允许对可能的新疗法进行临床前测试。过敏性气道疾病的模型已在多种动物物种中建立，但小鼠模型尤为理想，因为这些动物成本低、易于获得，且免疫系统已被充分研究。3 多种转基因品系的可获得性进一步增强了这些模型的吸引力。4 本文描述了两种使用卵清蛋白作为抗原的小鼠过敏性气道疾病模型。在通过腹腔注射进行初次致敏后，一种模型采用雾化方式给予抗原激发，另一种则通过气管内给药。这两种模型具有互补的优势，各自模拟了人类哮喘的主要特征。5
急性哮喘的主要特征包括气道对乙酰甲胆碱等刺激物产生过度反应（气道高反应性，AHR）以及以嗜酸性粒细胞为主的气道炎症。这些特征也是在我们的小鼠模型中进行过敏原激发后显著出现的效应5,6，本文将描述用于检测这些指标的技术，从而评估实验干预的效果。具体而言，我们将介绍用于测量气道高反应性的侵入性7和非侵入性8技术，以及评估炎性细胞向气道和肺组织浸润的方法。气道内的炎性细胞通过支气管肺泡灌洗收集，而肺组织的组织病理学分析则用于评估整个器官范围内的炎症标志物。这些技术为研究哮喘提供了强有力的手段，而这些研究在人体中是无法实现的。

过敏性哮喘的小鼠实验模型为研究疾病发病机制和开发新的治疗方法提供了新的可能性。这些模型非常适合用于测量调控过敏免疫反应、气道炎症和肺部病理生理学的因素。

哮喘是导致发病和死亡的主要原因之一，全球约有3亿人受其影响。1 美国超过8%的人口患有哮喘，……

以下实验的总体目标是建立一种哮喘的小鼠模型。首先通过腹腔注射使小鼠对伏林产生致敏，作为第二步，通过气管内注射或雾化吸入的方式对小鼠进行伏林激发。这会诱发类似人类哮喘急性加重的过敏性气道反应，可通过甲基胆碱激发试验进行检测。此外，还可通过定量气道中的细胞浸润程度以及血清中IgE的水平，来评估这些典型哮喘特征的严重程度。最终，小鼠将出现类似哮喘的表现，其严重程度可能受到进一步实验干预的影响。该动物模型有助于回答哮喘研究领域的重要问题，例如特定试验性药物治疗的效果或调控特定信号通路的作用。今天将由我实验室的研究生 Irvin 和 Somia 演示此操作流程。通过将每毫升含1毫克的volin与含有10毫克/毫升氢氧化铝的无菌PBS乳化，制备致敏溶液；通过腹腔注射200微升致敏接种物（或不含volin的对照溶液）对小鼠进行致敏处理。在第0天和第7天按照所述方法对小鼠进行致敏。随后从第14天至第22天开始每隔一天进行一次气管内激发。将麻醉后的小鼠置于倾斜的表面上。将细线钩住小鼠的上门齿下方，固定头部并向后拉。然后放平小鼠足部以拉直气管，并用胶带将后肢固定于操作台表面。为确保体位稳定，用70%乙醇浸湿小鼠颈部和胸部区域，再用镊子夹取氯己定棉球擦拭消毒手术区域，用无菌手术剪在喉部剪开一小口并轻轻向前牵拉皮肤。做一个小的纵向切口。用50微升含0.1%伏林（Volin）的PBS溶液装填一支1毫升注射器。安装一个27号针头，并用一只手将其插入重复移液器中。用无菌镊子用另一只手暴露气管。将移液管与气管平行持握。小心插入针头并注入溶液。轻轻关闭切口并用缝线缝合，注意保持无菌。将小鼠置于加热垫上，使其恢复，以备后续雾化激发实验。采用前述方法于第0天和第14天对小鼠进行致敏。随后在第21天至第25天期间每日对小鼠进行激发。进行激发时，将小鼠置于整体容积描记系统的主要腔室内，并使其适应至少10分钟。然后将1毫升含0.1%白蛋白的无菌PBS加入雾化器杯中，雾化30分钟。为进行无创气道高反应性测量，将小鼠置于腔室内适应，方法如前所述。随后记录3分钟的基础读数。接下来，将1毫升PBS加入雾化杯中，雾化2分钟，并在雾化后的干燥阶段继续监测呼吸参数6分钟。此示例展示了经卵清蛋白处理的小鼠在进行有创性气道高反应性测量时所表现出的气道反应性增强。将麻醉后的小鼠仰卧放置，用乙醇和氯己定对颈部进行消毒，并按照本视频前面所述方法暴露气管。当气管可见后，使用精细的无菌剪刀进行小切口。注意不要切断气管，并轻柔地插入气管插管。在气管周围结扎缝线以防止漏气。将小鼠仰卧放置，并将气管插管连接至呼吸机。为一只20克重的小鼠启动机械通气，设置呼吸频率为每分钟150次，潮气量为200 µL，以建立基础呼吸参数。然后通过超声雾化器给予 PBS 或逐步增加剂量的甲基胆碱，再次进行测试。利用侵入性测量方法，可按预期同时测定气道阻力和肺弹性蛋白。经伏林处理的小鼠在激发后表现出阻力和弹性蛋白增加。处死小鼠后，暴露其腹腔，然后使用剪刀小心刺穿膈肌。注意不要刺破肺或心脏。剪除胸廓。然后使用装有27号针头的1毫升注射器穿刺心脏，缓慢采集血液，保存血液用于血清分离及卵清蛋白特异性IgE抗体的分析。接着暴露气管，用弯头剪刀在气管下方清理出通路。将弯头镊子的尖端从气管下方穿过，然后在咽喉较低位置的气管周围用缝合线打一个松散的半结。线放置到位后，在结扎结上方的气管处做一个小切口，小心地将套管插入切口，然后轻柔地向前推进，直至到达肺部入口处。扎紧并完成打结。然后将装有 PBS 的 1 毫升注射器连接到套管上，轻柔地将液体注入肺部，观察肺部膨胀。注意避免过度灌注导致肺组织破裂。抽出灌洗液，若遇到阻力，可轻轻旋转或稍微加压将套管插得更深一些。收集完液体后，取下注射器，将液体转移至预冷的离心管中。用新鲜的PBS重复此操作两次。经过此操作后，可通过离心分离气道细胞，如图所示。经挥发性物质致敏并激发的小鼠气道中的总细胞数量明显多于对照组小鼠。通过Diff-Quick染色法，可区分并计数嗜酸性粒细胞、中性粒细胞、肺泡巨噬细胞和淋巴细胞。此外，经处理的小鼠在模型建立后，其血清和支气管肺泡灌洗液中可检测到更高水平的挥发性特异性 IgE 抗体。该动物模型为哮喘研究领域的科研人员提供了一种便捷的哺乳动物模型，以深入探索这一重要疾病背后的发病机制。

Research

科研

JoVE Journal

Immunology and Infection

免疫学与感染

过敏原诱发的哮喘小鼠模型

重复测量啮齿类动物呼吸生理参数并采集气道炎症细胞是理想的研究手段，但通常难以实现。本文介绍一种可重复的小鼠经口插管方法，该方法允许对气道高反应性进行多次测量，并可重复采集气道炎症细胞。...

一种可逆、非侵入性的小鼠气道阻力测量与支气管肺泡灌洗液采集方法

本方案详细描述了使用强迫振荡技术（flexiVent；SCIREQ...

使用强制振荡技术评估小鼠呼吸系统力学

尽管 体外 宿主-病原体相互作用的研究有助于表征特定的免疫应答， 体内 需要使用模型来观察复杂反应的影响。 白色念珠菌 暴露后...

研究微生物群落 体内宿主介导的相互作用模型 白色念珠菌 和 铜绿假单胞菌 在气道中

本文所述方法可通过非侵入性生物发光成像（BLI）技术，对小鼠肺部由IL-8启动子依赖性炎症激活进行可视化观察。在递送荧光素酶报告载体后，同一动物可在长达两个月的时间内多次接受BLI检测。...

一种白细胞介素-8瞬时转基因小鼠模型用于 体内 长期监测炎症反应

本文的目的是详细介绍通过双腔体积描记法评估清醒小鼠呼吸功能的推荐操作步骤。...

通过双腔体积描记法评估清醒小鼠的呼吸功能

本文介绍的实验方案可在体内炎症条件下表征人原代淋巴细胞的肺部归巢能力。在过敏性炎症小鼠模型中，通过化学透明化处理肺组织后，利用光片荧光显微镜对过继转移的人免疫细胞在肺部的浸润情况进行成像并定量分析。...

基于光片显微镜的过敏性炎症活体实验模型中肺归巢人淋巴细胞的高级成像

环境过敏原（如屋尘螨（HDM））通常含有可激活先天免疫反应以调节过敏性炎症的微生物成分。本文所述方案展示了如何鉴定HDM过敏原中的双链RNA（dsRNA）成分，并表征其在调控嗜酸性粒细胞肺部炎症中的免疫原性活性。...

鉴定和表征尘螨过敏原中调节嗜酸性粒细胞肺部炎症的免疫原性RNA种类

高台可固定大鼠，且在进行针刺操作时无限制地完全暴露背部穴位。本文介绍了高台的制作方法，建立大鼠哮喘模型，并采用无创实时全身体积描记（WBP）系统检测呼吸功能的变化。...

哮喘大鼠模型中的针灸治疗

本方案描述了一种用于评估过敏性鼻炎大鼠模型的多色免疫荧光技术。...

过敏性鼻炎大鼠鼻黏膜组织切片的免疫荧光标记 通过 多色免疫分析

本文介绍了使用无创实时全身体积描记法（WBP）系统测量咳嗽的方法，以及小鼠组织样本采集的标准操作流程，并概述了一些评估气道炎症的方法。...

检测小鼠咳嗽和气道炎症的方法

本方案描述了一种咳嗽高敏感性小鼠模型的建立方法，该模型可作为研究慢性咳嗽机制的理想模型。...

通过柠檬酸吸入建立咳嗽高敏感性小鼠模型

了解过敏原诱发的哮喘小鼠模型建立方法，通过腹腔注射致敏和雾化吸入激发，评估气道高反应性、细胞浸润及血清IgE水平。该模型为研究过敏性哮喘机制和开发新疗法提供重要工具。

过敏原诱导哮喘的小鼠模型

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