Name: 建立真核微生物的富集培养从化学分层南极湖和固碳潜力评估 (视频) | JoVE Journal
Uploaded: 2012-04-20T13:00:00.000+00:00
Duration: 14 min 38 s
Description: 了解从南极邦尼湖分离真核微生物富集培养的方法，评估其RubisCO活性与无机碳固定潜力。该技术为研究极端环境微生物代谢多样性提供了重要工具。

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作者感谢 J. Priscu、A. Chiuchiolo 以及 McMurdo 长期生态研究（LTER）湖泊学团队在南极样品采集与保存过程中提供的帮助。感谢Ratheon Polar Services和PHI直升机公司提供的后勤支持。光学显微图像在迈阿密先进显微与成像中心完成。本研究由美国国家科学基金会极地项目办公室资助，资助编号为0631659和1056396。

1. 样本获取
<ol>
	<li>在采样水柱前一日选择并准备采样点。这将使因钻孔和冰孔融化而受到扰动的水柱分层结构得以重新形成。使用 GPS 确定钻孔位置。</li>
	<li>为进入水柱，首先使用连接在 4 英寸 Jiffy 延长钻杆和切削钻头上的 Jiffy 冰钻在冰层上钻孔。为防止钻具在孔中冻结，钻孔时应避免进入液态水层，建议在水柱顶部上方约 4–6 英寸处停止钻进。</li>
	<li>在采样前，需将钻孔直径从 15 cm 扩大至 60 cm。此过程通过使用孔洞融化装置（Hotsy 型号）实现，该装置将加热的聚乙二醇在铜管中循环。孔洞融化通常需要长达 18 小时。</li>
	<li>在采样水柱前，确保所有所需设备和样品储存容器已在采样点准备就绪。采样材料包括：Niskin 采水器（5–10 L 容量）、带深度校准缆线的绞车、触发器、每个采样深度所需的足够样品瓶，以及用于样品运输的保温箱。</li>
	<li>应在当天尽早开始采样（约上午 5 点），因为湖水过滤应在采样当天完成。使用连接在已校准手动绞车上的 Niskin 采样器，从目标深度（本研究中为从冰孔内测压水位起算的 6 m、15 m 和 18 m 深度）采集水样（1–5 L）。为防止扰动水柱，应先采集较浅深度，再采集较深深度。</li>
	<li>将湖水样品存放在保温箱中，并通过连接在全地形车（ATV）上的雪橇从采样点运送到野外实验室。样品应在采样后立即于野外实验室进行处理或稳定化（例如：在液氮中快速冷冻）。</li>
</ol>
2. 富集培养物的建立
<ol>
	<li>为了富集培养物的培养，使用温和过滤（&lt; 0.3 atm）将0.5–1 L湖水浓缩至47 mm、孔径0.45 μm的聚醚砜滤膜上。若需研究自然群落的多样性，另取一份样品过滤至47 mm、孔径0.45 μm的聚醚砜滤膜上，并根据Bielewicz et al. 4 的方案分析真核生物的系统发育多样性。</li>
	<li>将滤膜转移至含有约20 mL无菌离心管（50 mL）中，其中湖水为从与滤膜相同采样深度收集并经过滤的水样。使用无菌移液器轻轻冲洗滤膜以洗脱细胞。</li>
	<li>将细胞悬液转移至25 cm2无菌细胞培养瓶中。加入从各采样深度收集的过滤湖水，使培养体积增至45 mL。若需在不同培养基上进行富集培养，应为每个采样深度设置多个重复。</li>
	<li>向培养瓶中添加50倍浓度的无菌溶液，使其最终浓度为1倍的以下培养基：Bold基础培养基、BG11和F/2。若需培养混合营养型生物，设置两个添加F/2的培养容器，并向其中一个培养瓶中加入2–3粒无菌稻米。</li>
	<li>将培养瓶置于温度可控的培养箱中，在低温（4 °C）和低光照强度（20 μmol 光子 m-2 s-1）条件下培养至少4周（在运往美国实验室前于南极洲进行）。若需获得纯培养物，可在培养2周后取250 μL富集培养物接种于含适宜培养基的琼脂平板上。</li>
	<li>运往美国时，将富集培养物转移至无菌50 mL离心管中。在运输申请中注明“禁止冷冻”和“保持低温”。尽管从南极洲运输的过程相对较快（通过商业航空约需2周）且高度可靠，但在运输过程中仍有可能导致某些苛养生物丢失。因此，建议研究人员在运输前保留一份子样品，以便评估运输过程中特定物种的损失情况。</li>
	<li>到达美国后，取5 mL富集培养物转移至125 mL无菌锥形瓶中，瓶内含45 mL适宜的培养基，并用无菌海绵塞封口。富集培养物应在温度可控的环境培养室（Diurnal Growth Chamber, VWR）中以静置培养方式维持，条件为4 °C和20 μmol 光子 m-2 s-1。培养物应每隔30天转移至新鲜培养基中一次。</li>
</ol>
3. 从滤膜富集样品中提取细胞裂解液
<ol>
	<li>使用温和的真空（<10 psi）将5 mL富集培养物过滤至25 mm的Whatman GF/F滤膜上。在测定RubisCO活性之前，滤膜可在-80 °C下保存数周。</li>
	<li>用无菌钢制剪刀将滤膜剪成4–5段，并用无菌镊子将片段转移至装有直径为0.1 mm的氧化锆/二氧化硅珠的2 mL螺口管中，珠子填充至管体积的五分之一。</li>
	<li>加入1.25 mL滤膜提取缓冲液（50 mM bicine、10 mM MgCl2、1 mM EDTA、5 mg/mL BSA和0.1% Triton X-100；使用前新鲜添加：10 mM NaHCO3、10 mM DTT、3.3 mM氨基己酸、0.7 mM苯甲脒，pH 7.8）13，使用Minibeadbeater以48号速度设置进行三次、每次30秒的细胞破碎。为防止样品过热，每次珠磨后交替进行1分钟冰上孵育。</li>
	<li>将滤膜悬液在4 °C下以3000 × g离心2分钟，形成由GF/F滤膜纤维和细胞壁碎片组成的松散沉淀。</li>
	<li>取200 μL等分试样，浸入800 μL预冷的90%丙酮中。在分光光度计上于664 nm和647 nm波长处测定可提取的叶绿素（chl）a14。将上清液转移至1.5 mL微量离心管中。</li>
	<li>将剩余上清液在4 °C下以15,000 × g离心2分钟，并将上清液（避免不溶性细胞膜沉淀和残留的GF/F滤膜纤维）转移至洁净的1.5 mL微量离心管中。此可溶性细胞裂解液现在可用于RubisCO羧化酶活性测定。</li>
	<li>在加入12.5%甘油并用液氮速冻后，裂解液可在-80 °C下保存。由于裂解液中酶的敏感性不同，多次冻融循环可能导致活性下降。因此，在大规模制备细胞裂解液之前，应测试新鲜裂解液与冻存裂解液的活性差异。</li>
</ol>
4. RubisCO 加氧酶活性滤纸检测法
<ol>
	<li>将125 μL可溶性裂解液转移至已预冷在冰上的15 mL螺口微量离心管中（无需盖盖）。对于阴性对照样品，将125 μL可溶性裂解液加入15 mL螺口微量离心管中，但不添加底物（见步骤4.7）。所有样品和阴性对照均需设置重复反应。</li>
	<li>新鲜配制10 mL测定缓冲液（50 mM Bicine-NaOH，pH 8.0，50 mM NaHCO3，25 mM MgCl2），并在冰上预冷。将足够量的测定缓冲液（每份样品/对照100 μL，另加100 μL余量）分装至5 mL离心管中。后续所有操作均需在通风橱内进行。</li>
	<li>向分装好的缓冲液中每毫升加入40 μL NaH14CO3（500 μCi/mL），并将缓冲液保持在冰上。</li>
	<li>取含14C的测定缓冲液10 μL，用1 mL测定缓冲液稀释。颠倒混匀后，取100 μL该1:100稀释液加入含3 mL Bio-Safe II闪烁计数液的闪烁瓶中。颠倒混匀。在继续进行测定前，闪烁计数（Beckman LS6500）应超过18,000 cpm。</li>
	<li>当测定缓冲液中已加入足量NaH14CO3后，将反应管转移至预设为25 °C的干浴中，孵育3–5分钟。</li>
	<li>向裂解液中加入100 μL测定缓冲液，在25 °C孵育5分钟。</li>
	<li>向样品中加入20 μL 15 mM核酮糖-1,5-二磷酸，使反应在25 °C继续进行5–10分钟。</li>
	<li>加入100 μL丙酸（100%）（Fisher）以终止反应。在2,000 × g离心1小时，以去除未掺入的14C。</li>
	<li>将样品的全部体积转移至含有3 mL Bio-Safe II闪烁计数液的闪烁瓶中。通过闪烁计数测定酸稳定终产物的cpm值（B. Witte，R. Tabita 个人交流）。</li>
	<li>以叶绿素a为基础计算RubisCO活性速率14。</li>
</ol>
5. 代表性结果
我们采用富集培养法分离南极邦尼湖中栖息的嗜冷光合及混合营养型原生生物。为了获得更丰富的生物多样性，我们测试了三种培养基类型：Bold基础培养基（BBM）15、F/2-Si海水培养基16, 17以及BG11培养基18。通过光学显微镜对富集培养物进行肉眼观察发现，培养物以光合原生生物为主（多数细胞含有叶绿素色素），其细胞形态多样，具体形态特征取决于接种样品的采样深度以及培养过程中所使用的培养基类型（图1）。
我们测定了RubisCO酶催化的羧化酶活性最大速率，以此作为碳固定潜力的指标。同时监测叶绿素a（Chl a）丰度，以估算光合原生生物的生物量。图 2）。尽管所有培养物均在相同的温度/光照条件下培养（即 4 °C/20 μmol m-2 s-1），不同富集培养物之间的碳固定潜力和光合生物量差异显著。在BBM（富集物4和6）或BG11（富集物13和14）培养基中培养的富集物中，RubisCO活性达到最高；而在F/2培养基中富集的培养物（富集物19、21、23）其最大羧化酶活性则低4至34倍。这些差异并非由于F/2培养物的生物量较低所致，因为羧化酶活性是以叶绿素a（Chl a）为基础表示的。此外，RubisCO活性与chl a 浓度（r = -0.023，p&gt;0.1; 图 2，插图）。接种了6 m和15 m湖水的BBM培养物（富集培养4和5）具有最高的叶绿素 a 水平，而所有其他培养物均表现出相对较低的 chl a，无论RubisCO酶活性如何（图 2).
<img alt="微藻物种比较；显微镜图像显示四种MDVENR菌株用于细胞分析。" src="/files/ftp_upload/3992/3992fig1.jpg" data-altupdatedat="1787630408000" data-alt="图1"> 
图1. 代表性微生物真核生物富集培养物，用于选择不同生物的生长。培养物的身份信息显示在各图左下角。所有图像均为使用油浸物镜在1000倍放大下获得的光学显微照片。
<img alt="RubisCO 活性与叶绿素得率柱状图及相关性散点图；酶效率分析。" src="/files/ftp_upload/3992/3992fig2.jpg" data-altupdatedat="1787630408000" data-alt="Figure 2"> 
图 2. 来自邦尼湖并分离自南极微生物真核生物富集培养物的潜在碳固定能力与可提取叶绿素 a 水平，在不同培养基中培养的结果。培养详情见表 1。插图： 南极微生物真核生物富集培养物中叶绿素 a 含量与碳固定潜力之间的皮尔逊相关性。

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</ol>

我们没有需要披露的内容。

近期的分子研究表明，在多种环境中单细胞真核生物具有高度多样性3, 19, 20；然而，由于在原生生物栖息地的全范围内缺乏分离株，这些物种在食物网中的功能角色在很大程度上仍不清楚。在本研究中，我们描述了一种方法，用于从一个采样较少的环境——常年冰封的南极湖泊——富集具有代谢多功能性的微生物真核生物物种。从邦尼湖不同采样深度富集的培养物表现出依赖于培养基的差异性碳固定速率。例如，在F/2培养基中富集的培养物相较于BBM或BG 11培养基表现出较低的碳固定潜力，这可能反映了原生生物多样性和代谢能力的差异。BBM培养基用于选择绿藻类群（或称绿藻门），而我们的培养物似乎为单一绿藻物种的纯培养（图1A, B）。这类生物已知主要依赖光能自养代谢。来自邦尼湖的一个分离株表现出完全的光能自养代谢，严格依赖光作为其唯一的能量来源1。相比之下，F/2培养基旨在富集广泛的海洋原生生物，包括潜在的混合营养型生物12。尽管我们尚未全面探究F/2培养物的多样性，但显微观察清楚显示这些富集培养物包含多种细胞形态的原生生物群落（图1C, D</strong...

<table><tbody><tr><td>BBM</td><td>西格玛-奥德里奇</td><td>B5282</td><td></td></tr><tr><td>BG11</td><td>西格玛-奥德里奇</td><td>C3061</td><td></td></tr><tr><td>F/2</td><td>西格玛-奥德里奇</td><td>G9903</td><td></td></tr><tr><td>GF/F 滤膜，25 mm</td><td>费舍尔科技</td><td>09-874-64</td><td></td></tr><tr><td>GF/F 滤膜，47 mm</td><td>费舍尔科技</td><td>09-874-71</td><td></td></tr><tr><td>聚醚砜滤膜，0.45 &amp;mu;m 孔径，47 mm</td><td>颇尔公司</td><td>61854</td><td></td></tr><tr><td>无菌细胞培养瓶，25 cm&lt;sup&gt;2&lt;/sup&gt;</td><td>康宁</td><td>430639</td><td></td></tr><tr><td>昼夜生长培养箱</td><td>VWR 国际公司</td><td>35960-076</td><td></td></tr><tr><td>氧化锆/二氧化硅珠，0.1 mm 直径</td><td>Biospec 产品公司</td><td>11079101z</td><td></td></tr><tr><td>微型珠磨机</td><td>Biospec 产品公司</td><td>3110BX</td><td></td></tr><tr><td>螺口微量离心管（1.5 &amp;mu;L）</td><td>USA Scientific 公司</td><td>1415-8700</td><td></td></tr><tr><td>NaH&lt;sup&gt;14&lt;/sup&gt;CO&lt;sub&gt;3&lt;/sub&gt;</td><td>ViTrax</td><td>VC 194</td><td>分装为 400 &amp;#x03BC;L 一份，于 -20&amp;#x00B0;C 保存</td></tr><tr><td>RuBP</td><td>西格玛-奥德里奇</td><td>R0878-100mg</td><td>溶于 10 mM Tris-丙酸（pH 6.5）中</td></tr></tbody></table>

从化学分层的南极湖泊中建立真核微生物富集培养物并评估其碳固定潜力

Establishment of Microbial Eukaryotic Enrichment Cultures from a Chemically Stratified Antarctic Lake and Assessment of Carbon Fixation Potential

邦尼湖是位于南极洲麦克默多干谷地区的众多常年冰封湖泊之一。常年存在的冰盖使水体形成化学性质分层的水柱，且与其他内陆水体不同，它在很大程度上阻止了来自溪流的碳和营养物质的外部输入。生物群面临多种环境胁迫，包括全年严重的营养缺乏、低温、极度遮荫、高盐度，以及冬季持续24小时的黑暗1。这些极端环境条件使得邦尼湖中的生物群几乎仅限于微生物2。
单细胞微生物真核生物（称为“原生生物”）在全球生物地球化学循环中发挥着重要作用3，并在干谷湖泊碳循环中承担重要的生态功能，在水生食物网中占据初级和三级营养级地位。在干谷湖泊的水生食物网中，能够固定无机碳的原生生物（自养型）是有机碳的主要生产者，为异养生物提供碳源4, 2。能够摄食细菌和更小型原生生物的吞噬型或异养型原生生物则在食物网中充当顶级捕食者5。最后，尚不清楚具体比例的一部分原生生物种群具备混合营养代谢能力6, 7。原生生物的混合营养是指其同时具备光合作用能力和吞噬捕食微生物的能力。这种混合营养形式不同于细菌物种中的混合营养代谢，后者通常涉及吸收溶解态的有机碳分子。目前，从永久冰封的极地湖泊中分离得到的原生生物株系极为稀少，针对这一极端环境中原生生物多样性与生态学的研究仍十分有限8, 4, 9, 10, 5。深入理解干谷湖泊这一简单食物网中原生生物的代谢多样性，将有助于建立模型，阐明原生生物在全球碳循环中的作用。
我们采用富集培养法，从邦尼湖中分离潜在的光能自养和混合营养型原生生物。水体采样深度的选择依据包括初级生产力峰值的位置、原生生物的系统发育多样性4, 11，以及影响原生生物营养模式的主要非生物因子的变化情况：浅层采样深度主要受限于营养盐的缺乏，而深层采样深度则受限于光照的可利用性。此外，湖水样品中添加了多种类型的培养基，以促进多种光能自养生物的生长。
RubisCO 催化卡尔文-本森-巴沙姆（CBB）循环中的限速步骤，该循环是自养生物固定无机碳并为水生和陆地食物网中较高营养级提供有机碳的主要途径12。在本研究中，我们采用了一种经改良的、适用于过滤样品的放射性同位素测定法13，以监测最大羧化酶活性，作为博尼湖富集培养物中碳固定潜力和代谢多样性的替代指标。

微生物真核生物既是南极常年冰封湖泊中光合作用来源碳的重要生产者，也是顶级捕食性物种。本报告描述了一种富集培养方法，用于从南极博尼湖（Lake Bonney）中分离具有多种代谢能力的微生物真核生物，并利用放射性同位素测定核酮糖-1,5-二磷酸羧化酶/加氧酶（RubisCO）活性的方法评估其无机碳固定潜力。

邦尼湖是位于南极洲麦克默多干谷地区的众多永久性冰盖湖泊之一。常年存在的冰盖维持了一个……

本实验的总体目标是从南极邦妮湖中制备原生生物富集培养物，并通过测定碳固定来初步评估其代谢多样性。首先采集邦妮湖中已知原生生物和浮游植物丰度峰值对应的水层样本，随后将湖水样品接种至多种培养基中，在配备温度控制器和光源的培养箱内培养四至六周。可根据需要将培养物在 4°C 下运输。下一步是从富集培养物中提取粗细胞裂解液。本实验的最后一步是使用放射性同位素测定法检测裂解液中核酮糖-1,5-二磷酸羧化酶/加氧酶（RubisCO）活性，以评估其碳固定潜力。最终，原绿球藻富集培养物显示出自然原生生物群落中碳固定潜力的差异。该方法有助于我们回答有关湖泊微生物生态学的关键问题，例如，微生物真核生物在南极分层湖泊不同阶段碳循环中的作用。尽管采集水柱样品以进行后续富集培养是常用的技术，但该方法在极端寒冷环境中应用时需进行改进，因为在该环境中可能会出现意想不到的复杂情况。当我思考如何在天然湖水样品中检测Redisco分析法时，首次提出了该方法的设想。由于采样地点所处环境对许多研究人员而言较为陌生，因此该方法的可视化演示至关重要，因为采样步骤难以凭空想象。从邦尼湖采集样品，该湖是位于南极洲麦克默多干谷地区的众多永久冰封湖泊之一。在对水柱进行采样前约一天，选择并准备采样地点，以便在钻孔和冰孔融化造成的扰动后，使水柱的分层结构得以重新形成。通过GPS确定钻孔位置，以进入水柱进行采样。首先，使用连接了四英寸 Jiffy 延长杆和切削钻头的 Jiffy 冰钻在冰层上钻孔，以防止钻头在孔中冻结。钻孔时应避免触及下方液态水体，建议在水柱顶部上方约四至六英寸处停止钻进。为便于采样，需将钻孔直径从六英寸扩大至两英尺。通过使用热海模型孔融器，使加热的聚乙二醇在铜管孔中循环，从而实现融孔。通常在采集水柱样本的前一天进行融孔，耗时最长可达18小时。确保在采样现场备齐所有所需设备和样品储存容器。采样材料包括一个容量为5到10升的NICU采样瓶、一个带有深度校准缆绳的绞车、每个采样深度所需的足够数量的样品瓶、一个触发装置以及用于样品运输的冷藏箱。应在清晨约早上5:00开始采样，因为湖水过滤工作需在采样当天完成。使用连接至校准手摇绞车的采水器进行采样。为本研究采集一至五升目标深度的水样。采样深度分别为从冰孔中PI对称水位以下六米、十五米和十八米处。将湖水样品储存于冷藏箱中，并从采样点运送至野外实验室。使用连接至全地形车的雪橇，样品应在野外实验室进行处理或稳定化。采样后，应立即将样品运送至野外实验室，并开始富集培养物的培养。将0.5至一升湖水浓缩至47毫米、0.45微米孔径的滤膜上。使用温和过滤法的聚醚砜滤膜进行过滤。若需保留自然群落的多样性，将第二个样品过滤至47毫米、0.45微米孔径的滤膜上。聚醚砜滤膜在液氮中快速冷冻。将每张滤膜转移至含有约20毫升过滤湖水的50毫升无菌 Falcon 管中，湖水采集自与滤膜相同的采样深度。将细胞悬液转移至25平方厘米的无菌细胞培养瓶中，用于在不同培养基上进行富集培养。每个采样深度设置多个重复。向每个培养瓶中添加50倍稀释的无菌溶液，培养基包括粗体罗勒培养基、Medium、BG11和F2。若需培养混合的厌氧生物，需准备两个补充培养的 F2 培养容器，并向其中一个培养瓶中加入两到三粒无菌大米，在温度可控的培养箱中于低温和低光照条件下培养至少四周，然后再运往美国实验室。将富集培养物转移至无菌的 50 毫升 Falcon 管中。在运输申请中注明“禁止冷冻，运输过程中保持低温”。到达美国后，将每种富集培养物各 5 毫升转移至 125 毫升容量的适当生长培养基 45 毫升中。无菌的锥形瓶，用无菌海绵封口。将富集培养物作为静置培养物，在4摄氏度、低光照的环境培养箱中维持培养，并每30天将培养物转接到新鲜培养基中。开始细胞裂解液提取操作时，使用温和的真空负压，将5升富集培养液过滤至直径25毫米的沃特曼GFF滤膜上。接着，用无菌钢制剪刀将滤膜剪成四到五段。然后用无菌镊子将各片段转移至一个容量为2毫升的螺口管中，管内已加入约占其体积五分之一的0.1毫米直径的氧化锆二氧化硅珠。向离心管中加入1.25毫升滤液提取缓冲液，然后使用微型珠磨机以48档速度振荡30秒以破碎细胞，随后冰浴1分钟。重复珠磨破碎两次，每次间隔冰浴1分钟，以防止样品在离心前过热。在4°C、3000 × g条件下，将滤液离心2分钟，以形成松散的GFF滤膜纤维和细胞壁碎片沉淀。取出200 µL上清液，加入800 µL预冷的90%丙酮中。将剩余的上清液转移至一个1.5毫升的微量离心管中。在分光光度计中于664纳米和647纳米波长处测定可提取的叶绿素A。在4°C、15,000 × g条件下离心两分钟，保留剩余的上清液。将上清液转移至一支洁净的1.5毫升微量离心管中，注意避免转移不溶性细胞膜沉淀及残留的GFF滤膜纤维。此可溶性细胞裂解液可用于后续的RubisCO羧化酶活性测定，接下来将演示该实验步骤。开始该测定前，取125微升每种可溶性裂解液，转移至已预冷在冰上的1.5毫升螺旋盖微量离心管中。对于阴性对照样本，向一个1.5毫升带螺口盖的微量离心管中加入125微升可溶性裂解液，但不添加底物。随后对所有样本和阴性对照均进行重复反应。新鲜配制10毫升测定缓冲液，并置于冰上预冷。将所有样品和阴性对照所需的足够量的检测缓冲液加入一个5毫升离心管中。从这一步开始，所有操作必须在通风橱内进行。向指定的缓冲液中加入C 14标记的碳酸氢钠，并将缓冲液置于冰上保存。取出含有 C 14 的测定缓冲液 10 微升，加入 1 毫升测定缓冲液中并颠倒混匀进行稀释。将 100 微升稀释后的混合液加入含有 3 毫升 Biosafe II 闪烁计数液的闪烁瓶中，颠倒混匀。使用 Beckman LS 6500 液闪仪测定 C 14 放射性计数，在继续进行测定前，每分钟计数应超过 18,000 次。当向测定缓冲液中加入足量的¹⁴C标记的碳酸氢钠后，将反应管转移至预设为25°C的干浴中，孵育3至5分钟。接着，向裂解液中加入100 µL测定缓冲液，并在25°C孵育5分钟。5分钟后，向每个样品中加入核酮糖-1,5-二磷酸，并在25°C继续反应5至10分钟。为终止反应，加入100微升100%的益生菌酸，于2000 × g条件下离心一小时，以去除未掺入的C14。最后，将样品的全部体积转移至含有3毫升生物试剂的闪烁瓶中。加入适量闪烁计数液，测定酸稳定部分的每分钟计数。通过闪烁计数法测定终产物。采用富集培养法从南极邦尼湖三个不同深度分离出新的冷适应性光合及混合营养型原生生物。使用多种培养基类型以筛选更多样化的生物种类，包括 Bold's Basal 培养基（BBM）、BBMF2Si 培养基、海水培养基以及 BG-11 培养基。本表中显示的营养物质浓度和光合有效辐射（PAR）代表了样品采集时的环境条件。通过光学显微镜对富集培养物进行显微观察发现，大多数细胞含有叶绿素色素，表明培养物以光能自养型原生生物为主。此外，培养物中还存在多种细胞形态，具体取决于接种物取样的深度以及培养所用的培养基类型。通过测定富集培养物中rubis酶催化的羧化酶活性最大速率，来间接评估碳固定作用。同时监测潜在的叶绿素a丰度，以估算光合原生生物的生物量，结果如图所示。尽管所有培养物均在相同的温度条件下培养，但不同富集培养物之间的光固定潜力和光合生物量差异显著。在BBM培养基中培养的富集培养物4和6，以及在BG11培养基中培养的富集培养物13和14，其RubisCO最大活性最高。相比之下，在F/2培养基中富集的19、21和23号培养物，其最大羧化酶活性则低了4至34倍。这些差异并非由于F2培养物的生物量水平较低所致，因为羧化酶活性是以叶绿素a为基础表示的。此外，Pearson相关性分析显示，Rubisco活性与叶绿素a浓度之间无相关性。接种了来自6米和15米深度湖水的BBM培养物。富集培养的五号样品中叶绿素A含量最高，而其他所有培养物的叶绿素a含量均相对较低，无论Rubis酶活性如何。一旦掌握，湖泊采样技术约需两小时即可完成。若操作得当，根据采样数量的多少，羧化酶测定同样需要约两小时。按照本实验流程，还可采用其他方法，例如异养酶活性测定，以回答诸如异养微生物出现在哪个深度等进一步的问题。好了，观看本视频后，您应已充分了解如何采集湖泊样品、对其进行富集培养，并测定Rubis羧化酶活性。

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生物学

建立真核微生物的富集培养从化学分层南极湖和固碳潜力评估

来源：Villela, H. D. M.，等．用于共生体研究与保护的生物修复与益生菌开发中的微生物菌株筛选．J. Vis. Exp.

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