Name: 从中枢神经系统转导细胞的慢病毒载体生产 (视频) | JoVE Journal
Uploaded: 2012-05-24T13:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 46 s
Description: 了解慢病毒载体的生产、纯化和滴定方法，用于中枢神经系统细胞的基因递送。本方案通过293T细胞共转染、超速离心纯化和流式细胞术滴定，实现神经元和星形胶质细胞的高效转导，为神经科学研究提供可靠工具。

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本工作由美国国立卫生研究院（NIH）神经科学蓝图核心资助（P30 NS057105，BJS）资助华盛顿大学，项目项目资助NS032636（BJS）以及希望神经疾病中心提供支持。

1. 慢病毒载体的包装
慢病毒载体通过磷酸钙转染法将慢病毒转移载体和其他包装所需的质粒共同转染至293T细胞中进行制备。本实验方案使用10个100毫米的组织培养皿，可根据实际应用需求进行扩增或缩小规模。293T细胞系在含高糖（4500 mg/L）的杜氏改良伊格尔培养基（DMEM）中培养，培养基中添加10%胎牛血清（FBS）、100单位/ml青霉素、100 μg/ml链霉素，并置于37 °C、含5% CO2的培养箱中维持培养。
<ol>
	<li>将293T细胞以30-40%的汇合度接种至10个100-mm组织培养皿中（每皿3 × 106个细胞），加入培养基后放回培养箱中培养。</li>
	<li>培养20-24小时后，检查细胞密度。转染时细胞汇合度应约为80%。</li>
	<li>准备一个50-ml离心管。加入4.4 ml TE79/10缓冲液（1 mM TrisHCl，0.1 mM EDTA，pH 7.9），减去以下质粒DNA的总体积。然后加入100 μg慢病毒转移质粒（图1）、58 μg pMDLg/pRRE、31 μg pCMV-G、25 μg pRSV-Rev和600 μl 2M CaCl2，轻轻混匀。</li>
	<li>另取一个50-ml离心管，加入5 ml 2x HBS缓冲液（0.05 M HEPES，0.28 M NaCl，1.5 mM Na2HPO4，pH 7.12）。</li>
	<li>用10-ml移液器吸取DNA-CaCl2混合液，边涡旋边逐滴加入盛有2x HBS的离心管中。</li>
	<li>室温（RT）静置反应30分钟，使沉淀形成。</li>
	<li>从培养箱中取出培养皿，涡旋充分混匀沉淀反应液，将1 ml混悬液缓慢逐滴加入每个含细胞的100-mm培养皿中，同时轻轻旋转培养皿使培养基混匀。加样完毕后将培养皿放回培养箱继续培养5小时。</li>
	<li>吸除原有培养基，每皿加入6 ml含6 mM丁酸钠的新鲜培养基，放回培养箱继续培养。过夜培养后，若载体中含有荧光报告基因，可在荧光显微镜下观察报告基因的表达情况。通常情况下，若报告基因由广泛性启动子（如CMV启动子）驱动，超过80%的细胞会表达该基因。</li>
	<li>转染后两天（40-44小时），将10个培养皿中的上清液收集至2个50-ml离心管中（每管约30 ml）。可将上清液冻存于-80 °C冰箱，或直接进行下一步操作。</li>
</ol>
2. 载体的浓缩与纯化
<ol>
	<li>将 freshly 收集或解冻的上清液在 900 g（约 2000 rpm）条件下离心 10 分钟，以去除上清液中的细胞碎片。</li>
	<li>将一个 60-ml 注射器连接至 0.2-μm SFCA 注射器滤器。将上清液从 50 ml 管转移至注射器中。用聚丙烯离心管收集滤液。</li>
	<li>用5 ml移液管吸取5 ml 20%蔗糖溶液（用PBS配制）。将移液管插入含有上清液的离心管底部，缓慢将蔗糖溶液加至上清液下方。对另一管中的上清液重复上述步骤。</li>
	<li>将上清液在11000 rpm条件下离心 4 °C 使用Beckman SW28水平转子离心4小时。</li>
	<li>移除上清液。加入 150 μl 向每个离心管中加入4%乳糖（用PBS配制），重悬沉淀。</li>
	<li>将所有离心管中的浓缩病毒载体转移至一个1.5 ml离心管中，冰上放置15分钟。</li>
	<li>用移液器混匀载体悬液。使用微量离心机以最大速度（约16000 g）离心1分钟。</li>
	<li>将上清液转移至新的1.5 ml离心管中。将最终样品分装至 20 μl 分装并储存在 -80 °C 冷冻机</li>
</ol>
3. 载体的滴定
<ol>
	<li>在12孔板中，每孔加入1 ml含10% FBS的DMEM培养基，接种5 × 104个HT1080细胞。</li>
	<li>过夜培养后，计数其中一个孔的细胞，并记录细胞数量。</li>
	<li>用培养基对浓缩病毒载体进行5倍梯度稀释（1:5、1:25、1:125和1:625），向各孔分别加入1 μl不同稀释度的病毒液。可设置重复孔以提高实验准确性。</li>
	<li>在每个含病毒液的孔以及一个不含病毒液的对照孔中，加入1 μl 4 mg/ml的Polybrene（Hexadimethrine Bromide）。轻轻摇动培养板混匀，然后放回培养箱继续培养48小时。</li>
	<li>移除细胞培养孔中的培养基，用PBS洗涤每个孔。每孔加入250 μl 1×胰蛋白酶-EDTA溶液。待细胞脱落（3–5分钟）后，加入1 ml培养基，用移液器吹打重悬细胞，将细胞悬液转移至1.5 ml离心管中。</li>
	<li>以900 g离心6分钟。若病毒载体携带荧光报告基因（如GFP），则进入步骤3.7进行FACS分析；若无报告基因，则进入步骤3.8进行实时定量qPCR检测。</li>
	<li>对于携带荧光报告基因的载体，吸除上清液，用300 μl含3.7%甲醛的PBS溶液重悬细胞沉淀。通过FACS分析确定报告基因阳性细胞的比例。病毒滴度以每毫升浓缩病毒液中的转导单位（TU/ml）表示。</li>
</ol>
<img alt="病毒学研究中的滴度计算公式；细胞数量、报告细胞、稀释倍数、载体。" src="/files/ftp_upload/4031/4031eq1.jpg" data-altupdatedat="1787630408000" data-alt="Equation 1">
例如，如果将 1 x 105 个细胞用 1/25 μl（0.04 μl）病毒载体进行转导，且 30% 的细胞为报告基因阳性，则滴度为：
<img alt="细胞浓度计算公式示意图；包含从 µl 到 ml 的单位换算。" src="/files/ftp_upload/4031/4031eq2.jpg" data-altupdatedat="1787630408000" data-alt="Equation 2">
仅使用稀释度在阳性细胞百分比与所加载体数量之间呈线性关系的范围内计算滴度。最终滴度应为至少使用两种不同量的载体进行转导后所得滴度的平均值。
<ol start="8">
	<li>对于不含荧光报告基因的载体，使用 QIAamp DNA Mini Kit (Qiagen) 按照制造商提供的方案从 HT1080 细胞中提取基因组 DNA。使用 ABI Prism 7000 Sequence Detection System (Applied Biosystems)，在基因组 DNA 中扩增载体序列，引物（位于 HIV-1 PBS/psi 区域17）为 5'-CCGTTGTCAGGCAACGTG-3' 和 5'-AGCTGACAGGTGGTGGCAAT-3'，TaqMan 探针为 5'-FAM-AGCTCTCTCGACGCAGGACTCGGC-TAMRA-3'。同时扩增基因组中的单拷贝基因白蛋白基因（2 拷贝/细胞），作为内参对照，所用引物为 5'-TGAAACATACGTTCCCAAAGAGTTT-3' 和 5'-CTCTCCTTCTCAGAAAGTGTGCATAT-3'，探针为 5'-FAM-TGCTGAAACATTCACCTTCCATGCAGA-TAMRA-3'。按照制造商说明，在 96 孔板中进行 PCR 反应，程序如下：50 °C 2 分钟，95 °C 10 分钟，随后进行 35 个循环（95 °C 15 秒，60 °C 2 分钟），以确定载体和白蛋白基因的拷贝数。还应对已知浓度（以拷贝数表示）并含有模板序列的质粒进行 10 倍系列稀释后扩增，以建立标准曲线，用于未知样品的定量分析。滴度将以每毫升浓缩载体中的整合单位（IU/ml）表示。</li>
</ol>
<img alt="利用细胞和白蛋白拷贝数计算病毒载体浓度的病毒学滴度方程。" src="/files/ftp_upload/4031/4031eq3.jpg" data-altupdatedat="1787630408000" data-alt="方程 3">
4. 新皮层培养物的转导
使用先前描述的两步贴壁法18，从小鼠大脑皮层制备包含神经元和胶质细胞的新生皮层培养物。取妊娠14至16天小鼠胚胎的新皮层，接种至已建立的胶质细胞单层上，培养基为添加10%胎牛血清（FBS）、20 mM葡萄糖和2 mM谷氨酰胺的MEM，使用24孔组织培养板进行培养。
<ol>
	<li>5 天后 体外，添加 10 μM 在新生皮层培养物中加入阿糖胞苷（Ara-C）以抑制非神经元细胞的分裂。继续培养细胞2天。</li>
	<li>将培养基预热 37 °C 水浴 5-10 分钟。将含 Ara-C 的培养基更换为新鲜培养基（500 μl/well).</li>
	<li>按所需的感染复数（MOI；即病毒载体颗粒数与靶细胞数的比值）将载体加入培养物中，继续培养24小时。在原代皮层培养中，我们使用的MOI为1–10（通常为5）。</li>
	<li>更换为新鲜培养基，继续培养。如果载体构建中含有报告基因，在转导后2天于荧光显微镜下观察细胞。报告基因的表达在转导后2至7天可在神经元中观察到，具体时间取决于载体设计和使用的剂量。</li>
</ol>
5. 典型结果
该方案产生的慢病毒载体滴度范围为108-1010 IU/ml，适用于转导中枢神经系统多种细胞类型 体外 和 体内. 表1 和 图2 展示使用本方案所构建载体进行转导的代表性结果。我们进行了转导 使用慢病毒载体转导表达绿色荧光蛋白（GFP）的小鼠新皮层培养物，该载体由突触素（SYN）启动子或胶质纤维酸性蛋白（GFAP）启动子调控。转导后七天，我们分别使用抗NeuN和抗GFAP抗体进行免疫染色，以标记神经元和星形胶质细胞。如图所示 表1 和 图 2A，经携带突触素启动子的载体转导后，超过90%的神经元（NeuN+ 细胞）表达 GFP，且无星形胶质细胞（GFAP+ 细胞）表达该报告基因。当在载体构建中使用GFAP启动子时（图 2B），约80%的星形胶质细胞（GFAP+ 细胞）表达GFP；所有GFP+ 细胞为星形胶质细胞，经与GFAP共定位及NeuN标记细胞中无GFP表达证实。这些结果表明，慢病毒载体可高效将转基因递送至中枢神经系统细胞，且当使用适当启动子时可实现细胞特异性基因表达。
<img alt="HIV-1 前病毒和慢病毒载体示意图，显示遗传元件和转移组分。" src="/files/ftp_upload/4031/4031fig1.jpg" data-altupdatedat="1787630408000" data-alt="图 1"> 
图 1. 基于 HIV 的慢病毒载体及其包装质粒的示意图。 顶部显示的是 HIV-1 前病毒。用于载体生产的元件被分到四个不同的质粒中。慢病毒转移质粒包含一个杂合的 5' LTR，其中 U3 区被巨细胞病毒（CMV）启动子取代，还包含包装信号（ψ）、RRE 序列、中心多聚嘌呤 tract（cPPT）、一个目的基因（例如荧光报告基因）以及一个选定的启动子，以及 3' LTR，其中 U3 区的 cis 调控序列被完全删除。pMDLg/pRRE 包含在 CMV 启动子控制下的 HIV-1 的 gag 和 pol 基因以及 RRE 序列。pRSV-Rev 包含由 RSV 启动子驱动的 Rev 编码序列。pCMV-G 包含在 CMV 启动子控制下的 VSV-G 蛋白基因。PA 表示来自人 β-珠蛋白基因的多聚腺苷酸化信号。
<img alt="免疫荧光显微镜，神经元-胶质细胞GFP表达，慢病毒载体，双色合并图像。" src="/files/ftp_upload/4031/4031fig2.jpg" data-altupdatedat="1787630408000" data-alt="图 2"> 
图 2. 携带细胞类型特异性启动子的慢病毒载体转导小鼠新皮层混合培养物后报告基因的表达。培养物以 MOI 为 5 的条件转导 LV-SYN-GFP（A）或 LV-GFAP-GFP 载体。转导后 7 天，使用抗 NeuN 或抗 GFAP 抗体对细胞进行免疫染色。上排图显示 GFP 荧光信号，中排图为免疫染色结果，下排图为合并图像（GFP：绿色；NeuN 或 GFAP：红色）。
<table border="1">
	<tbody>
		<tr>
			<td>载体</td>
			<td>神经元中的GFP+细胞</td>
			<td>星形胶质细胞中的GFP+</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>LV-SYN-GFP</td>
			<td>92.2±7.3</td>
			<td>0</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>LV-GFAP-GFP</td>
			<td>0</td>
			<td>78.3±11.5</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>
表1. 携带不同启动子的慢病毒载体转导小鼠新皮质培养物后GFP表达的比较a。 
a将小鼠新皮质培养物（每孔5 × 105个细胞，接种于24孔板）以MOI为5的条件转导LV-SYN-GFP或LV-GFAP-GFP。转导7天后，固定培养物并进行NeuN或GFAP免疫染色。每种实验条件下，从10个视野的图像中计数表达GFP以及NeuN/GFAP的细胞数量。数值表示同时表达GFP报告基因的神经元（NeuN+细胞）或星形胶质细胞（GFAP+细胞）所占的百分比。所示数值为三次独立实验的均值 ± 标准差。

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<li>Lizee, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Real-time+quantitative+reverse+transcriptase-polymerase+chain+reaction+as+a+method+for+determining+lentiviral+vector+titers+and+measuring+transgene+expression%5BTitle%5D)+AND+%22Hum.+Gene+Ther%22%5BJournal%5D)">Real-time quantitative reverse transcriptase-polymerase chain reaction as a method for determining lentiviral vector titers and measuring transgene expression.</a> Hum. Gene Ther. 14, 497-507 (2003).</li>
<li>Lee, J. K., Chung, J., McAlpine, F. E., Tansey, M. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Regulator+of+G-Protein+Signaling-10+Negatively+Regulates+NF-%7Bkappa%7DB+in+Microglia+and+Neuroprotects+Dopaminergic+Neurons+in+Hemiparkinsonian+Rats%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Regulator of G-Protein Signaling-10 Negatively Regulates NF-{kappa}B in Microglia and Neuroprotects Dopaminergic Neurons in Hemiparkinsonian Rats.</a> J. Neurosci. 31, 11879-11888 (2011).</li>
<li>Shevtsova, Z., Malik, J. M., Michel, U., Bahr, M., Kugler, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Promoters+and+serotypes%3A+targeting+of+adeno-associated+virus+vectors+for+gene+transfer+in+the+rat+central+nervous+system+in+vitro+and+in+vivo%5BTitle%5D)+AND+%22Exp.+Physiol%22%5BJournal%5D)">Promoters and serotypes: targeting of adeno-associated virus vectors for gene transfer in the rat central nervous system in vitro and in vivo.</a> Exp. Physiol. 90, 53-59 (2005).</li>
</ol>

无利益冲突声明。

在本实验方案中，我们展示了慢病毒载体的制备及其在新皮层培养物中的应用。我们证实了通过这些方法制备的载体可实现高效且细胞类型特异性的转导。当使用突触素（synapsin）启动子时，GFP 的表达严格局限于神经元。当使用胶质纤维酸性蛋白（GFAP）启动子时，GFP 的表达则仅存在于星形胶质细胞中。如果无需细胞类型特异性表达，可使用泛表达启动子。我们发现，泛素（ubiquitin）和磷酸甘油酸激酶（PGK）启动子均能在新皮层培养物中驱动高水平的基因表达6。通过选择不同的启动子（如泛表达型或细胞类型特异性启动子），或使用不同的包膜蛋白或载体假型以靶向特定组织或应用，可对慢病毒载体驱动的基因表达进行定制化调控。例如，采用狂犬病病毒G蛋白（rabies G protein）或VSV-G与狂犬病病毒蛋白的融合蛋白进行假型化，可支持轴突的逆向运输19,20。该瞬时转染方案允许使用不同包膜蛋白进行载体包装。
慢病毒载体通常通过超速离心进行浓缩，而不经过纯化步骤。这类未经纯化的病毒载体适用于多种细胞类型。然而，原代神经元培养物对生产细胞来源的污染物较为敏感，...

<table><tbody><tr><td>DMEM</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>D5796</td><td></td></tr><tr><td>MEM</td><td>Invitrogen</td><td>11090-081</td><td></td></tr><tr><td>胎牛血清</td><td>Hyclone</td><td>SV3001403</td><td></td></tr><tr><td>PBS</td><td>美迪特科技公司</td><td>21-040-CM</td><td></td></tr><tr><td>胰蛋白酶-EDTA</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>T3924</td><td></td></tr><tr><td>丁酸钠</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>B5887</td><td></td></tr><tr><td>六亚甲基溴化物（Polybrene）</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>H9268</td><td></td></tr><tr><td>293T细胞</td><td>ATCC</td><td>CRL-11268</td><td></td></tr><tr><td>HT1080 细胞</td><td>ATCC</td><td>CCL-121</td><td></td></tr><tr><td>Falcon 100 x 20 mm 组织培养皿</td><td>BD 生物科学</td><td>353003</td><td></td></tr><tr><td>1 × 3 &amp;frac12; 在多向异体中&amp;#8211;r 离心管</td><td>贝克曼库尔特公司</td><td>326823</td><td></td></tr><tr><td>0.2 微米注射器滤器</td><td>康宁</td><td>431219</td><td></td></tr><tr><td>QIAamp DNA Mini Kit</td><td>Qiagen</td><td>51304</td><td></td></tr></tbody></table>

用于转导中枢神经系统细胞的慢病毒载体的制备

Production of Lentiviral Vectors for Transducing Cells from the Central Nervous System

在中枢神经系统（CNS）中实现高效的基因递送，对于研究基因功能、建立神经疾病模型以及开发治疗策略具有重要意义。慢病毒载体因其能够转导分裂和非分裂细胞、支持外源基因的长期表达、具有相对较大的包装容量以及较低的毒性，成为转导CNS中神经元及其他细胞类型的理想工具1-3。慢病毒载体已成功应用于多种神经细胞类型体外in vitro4-6以及动物体内的转导7-10。
为提高慢病毒载体在基因递送中的生物安全性和效率，已进行了大量研究。目前第三代复制缺陷型且自失活（SIN）的慢病毒载体如图1所示。载体包装所需元件被分配至四个质粒中。在慢病毒转移质粒中，5'长末端重复序列（LTR）的U3区被来自其他病毒的强启动子取代。这一修饰使得载体序列的转录不再依赖于HIV-1 Tat蛋白——该蛋白通常为HIV基因表达所必需11。包装信号（Ψ）对基因组RNA的包裹至关重要，而Rev反应元件（RRE）则对产生高滴度载体必不可少。中心多聚嘌呤片段（cPPT）有助于载体DNA的核输入，这是转导非分裂细胞所需的重要特性12。在3' LTR中，U3区的顺式调控序列被完全删除。该缺失在逆转录后会复制到5' LTR，导致两个LTR均发生转录失活。质粒pMDLg/pRRE包含HIV-1的gag/pol基因，可表达结构蛋白和逆转录酶。pRSV-Rev编码Rev蛋白，该蛋白可结合RRE以促进RNA从细胞核高效输出。pCMV-G编码水疱性口炎病毒糖蛋白（VSV-G），用于替代HIV-1的Env蛋白。VSV-G可拓宽载体的宿主趋向性，并允许通过超速离心进行浓缩13。所有编码辅助蛋白（包括Vif、Vpr、Vpu和Nef）的基因均未包含在包装系统中。慢病毒载体的制备与操作应遵循美国国立卫生研究院（NIH）关于重组DNA研究的指南（<a href="http://oba.od.nih.gov/oba/rac/Guidelines/NIH_Guidelines.pdf" target="_blank">http://oba.od.nih.gov/oba/rac/Guidelines/NIH_Guidelines.pdf</a>）。在使用慢病毒载体前，可能需要获得各机构生物与化学安全委员会的批准。慢病毒载体通常通过将慢病毒转移质粒与编码包装所需蛋白的辅助质粒共同转染293T细胞来生产。许多慢病毒转移质粒和辅助质粒可从Addgene（一家非营利性质粒库）获取（<a href="http://www.addgene.org/" target="_blank">http://www.addgene.org/</a>）。尽管已开发出一些稳定的包装细胞系，但这些系统灵活性较低，且其包装效率通常随时间推移而下降14,15。市售转染试剂盒可能实现高转染效率16，但大规模制备载体时成本较高。磷酸钙沉淀法可实现293T细胞的高效转染，因此为慢病毒载体的生产提供了一种可靠且经济有效的方法。
在本实验方案中，我们采用基于磷酸钙沉淀原理的四质粒共转染293T细胞的方法制备慢病毒载体，随后通过20%蔗糖垫超速离心进行纯化和浓缩。病毒滴度通过荧光激活细胞分选（FACS）分析或实时定量qPCR测定。本方案可在9天内完成慢病毒载体的制备与滴定。我们以将这些载体转导至包含神经元和星形胶质细胞的小鼠新皮层原代培养物为例进行说明。结果表明，慢病毒载体可在中枢神经系统来源的原代培养细胞中实现高效的转导及细胞类型特异性的基因表达。

在此方案中，我们描述了慢病毒载体的制备、纯化及滴定方法。我们以原代培养的神经元和星形胶质细胞中慢病毒载体介导的基因递送为例进行了说明。本方法也可适用于其他细胞类型 体外 和 体内.

中枢神经系统（CNS）中高效的基因递送对于研究基因功能、建立神经疾病模型以及开发治疗策略具有重要意义。

本实验的总体目标是制备慢病毒载体，用于将外源基因递送至中枢神经系统来源的细胞。该目标首先通过磷酸钙共沉淀法，将慢病毒转移质粒与辅助质粒共转染至293T细胞中实现。实验的第二步是通过超速离心法，在20%蔗糖垫层上对病毒上清液进行纯化和浓缩。第三步是通过 Fax 分析或实时定量 PCR 确定载体的滴度。该操作流程的最后一步是将载体转导至靶细胞中。最终，可通过对表达外源基因的靶细胞进行免疫染色，以显示细胞类型特异性中的转导效率。与使用商业试剂盒等其他现有方法相比，本技术的主要优势在于其为慢病毒载体的制备提供了一种成本较低、高效且可靠的策略。因此，该方法可为将外源基因递送至中枢神经系统细胞提供重要见解。此外，该方法亦可应用于体内及体外其他类型细胞的研究。慢病毒载体通过将质粒共转染至293T细胞中进行生产。本实验中，293T细胞系应维持在改良的DMEM培养基中。将293T细胞以30%至40%的密度接种于十个100毫米的培养皿中。培养20至24小时后，细胞应达到约80%的融合度，此时可进行转染。转染时，将所有所需的质粒加入一个50毫升离心管中，并用TE 7 9 10将体积补至4.4毫升。然后加入0.6毫升2摩尔/升的氯化钙，轻轻混匀。另取一个50毫升离心管，加入5毫升2×HBS。在涡旋振荡的同时，将质粒与氯化钙的混合物逐滴加入HBS中。接下来30分钟内，室温下静置以形成沉淀。从培养箱中取出培养皿，待沉淀形成并悬浮后，使用涡旋振荡器将一毫升悬浮液逐滴加入每块培养皿中。轻轻晃动培养皿中的培养基。在将悬液转移至下一个培养皿前，短暂振荡试管。将加样后的培养板放回培养箱。让质粒转染细胞五小时。五小时后，更换为六毫升含有六毫摩尔丁酸钠的培养基。第二天将培养物放回培养箱。如果使用了普遍表达的荧光报告基因，应在荧光显微镜下检测其表达情况。通常超过80%的细胞会表达该报告基因。转染后两天，将培养皿中的SANE收集到两个50毫升离心管中，每管约30毫升。此时，上清液可在继续操作前于-80摄氏度保存。首先离心转染板中收集的上清液，以去除任何细胞碎片。同时，将一个60毫升注射器连接到0.2微米SFCA注射器滤器上。接着，将上清液倾入该注射器中。然后推动活塞，将上清液过滤至一个可适配摆动转子的38毫升聚合物离心管中。现在用5毫升PBS中含20%蔗糖的溶液装填一支5毫升移液器。将移液器插入含有上清液的离心管底部，缓慢将蔗糖溶液加至上清液下方。随后立即将SNAT在Beckman SW 28离心机中离心4小时。离心结束后立即倾去上清液，弃去上清，将含有病毒载体的沉淀用150微升PBS中含4%乳糖的溶液重悬。将所有重悬液收集至一个1.5毫升离心管中，并在冰上静置冷却15分钟。接下来，用移液器吹打混匀悬浮液，然后在微量离心机中以最大速度离心一分钟。将上清液转移至新的1.5毫升离心管中，并将浓缩的载体分成每份20微升的等分试样，于-80摄氏度保存。为滴定载体，首先将HT 1080细胞接种于12孔板中，每孔加入1毫升含补充物的DMEM培养基。过夜培养后，计数其中一个孔的细胞，并记录细胞数量。现在，将浓缩的载体用培养基进行五倍倍比连续稀释。然后向每个独立的孔中加入一微升稀释后的载体；样品可设复孔，但至少保留一个不加载体的孔作为阴性对照。接着，向每孔加入一微升聚脑（poly brain），并通过轻微振荡混匀培养板。将培养板放回培养箱中孵育48小时。两天后，吸出每孔中的培养基，并用PBS洗涤细胞。随后用胰蛋白酶消化细胞，通过移液将细胞重悬于1毫升培养基中，转移细胞悬液至1.5毫升离心管，离心以收集细胞沉淀。如果载体含有荧光报告基因，则将沉淀重悬于300微升含3.7%多聚甲醛的PBS溶液中，随后通过流式细胞术分析阳性细胞百分比并计算滴度。若未使用荧光报告基因，则使用 commercially available kit（商品化试剂盒）从细胞中提取基因组DNA，然后采用实时PCR扩增载体序列。通过在十倍梯度稀释系列中扩增已知拷贝数质粒中的模板序列，建立标准曲线，然后计算每毫升的整合单位滴度。采用先前描述的两步法，从鼠脑皮层制备含有神经元和胶质细胞的新皮层培养物，并在补充MEM培养基中置于24孔组织培养板中培养五天。体外实验中，加入10 µM的RSC以抑制非神经元细胞的分裂。随后继续培养两天，在换液过程中注意防止细胞干燥。两天后，将含RC的培养基更换为0.5 mL温热的新鲜培养基。然后将载体以所需的 MOI 加入培养物中，并继续培养细胞 24 小时。24 小时后更换培养基，48 小时后，如果带有报告基因，则在荧光显微镜下观察细胞，转染后 2 至 7 天应在神经元中观察到报告基因的表达。根据载体设计的不同，采用本方案制备的慢病毒载体滴度范围为 10⁸ 至 10¹⁰。每毫升的整合单位数，适用于多种中枢神经系统细胞的体外或体内转导。因此，使用携带由突触素启动子或A-G-F-A-P启动子驱动GFP表达的慢病毒载体对小鼠新皮层培养物进行转导。转导7天后，对携带突触素启动子的病毒载体进行免疫组织化学检测。超过90%被鉴定为新生成的NeuN阳性神经元表达GFP，而被鉴定为GFAP阳性星形胶质细胞则无一表达。使用含A-G-F-A-P启动子的载体转导的细胞中，报告基因得到表达。约80%的星形胶质细胞表达GFP，但所有新生成并标记的神经元均不表达GFP。这些结果表明，慢病毒载体在将外源基因递送至中枢神经系统（CNS）细胞方面具有很高的效率。此外，当使用适当的启动子时，可实现细胞特异性的基因表达。慢病毒载体已广泛应用于中枢神经系统中目的基因的过表达和基因沉默研究。本方案对于希望在其实验室中采用这些方法的其他研究人员应具有参考价值。

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Research

科研

JoVE Journal

Neuroscience

神经科学

从中枢神经系统转导细胞的慢病毒载体生产

制备慢病毒时，将DNA载体转染至人293细胞中。收集并浓缩上清液后，通过流式细胞仪检测荧光表达来测定病毒滴度。...

慢病毒生产

慢病毒表达载体是稳定表达各种效应分子或报告基因构建体的最有效工具，适用于分裂和非分裂的哺乳动物细胞以及完整生物体。本文提供了一种将慢病毒表达构建体包装成假病毒颗粒，并利用这些假病毒颗粒转导靶细胞的实验方案。...

包装基于HIV或FIV的慢病毒载体表达构建体及VSV-G假型病毒颗粒的转导

本实验利用逆转录病毒转导和串联转染技术，构建一种可在无四环素条件下表达慢病毒载体（LV）各组分的细胞系。该慢病毒载体编码绿色荧光蛋白（GFP），并假型化携带一种糖蛋白SVGmu，后者特异性识别树突状细胞表面的受体。...

一种受四环素调控的细胞系可产生高滴度慢病毒载体，特异性靶向树突状细胞

本文介绍了一套灵活且具有策略性的实验方案，可通过病毒载体操控少突胶质前体细胞，使其过表达目标蛋白，从而特异性地探究这些蛋白在少突胶质细胞中的功能 体外...

慢病毒的制备与应用：选择性转导原代少突胶质前体细胞 体外 髓鞘化检测

本文介绍了一种通过在十天内过表达 Tfap2c、Gata3、Eomes 和...

小鼠胚胎成纤维细胞直接转化为滋养层干细胞的实验方案

本方案描述了一种通过转录调控实现目的基因在人类基因组中稳定整合的方法 睡美人 系统。缺陷型慢病毒载体整合的制备 体外...

一种高效的方法 体外 通过转录调控的睡美人系统介导的转座方法——该系统被包装至整合缺陷型慢病毒载体中

本文介绍一种通过将慢病毒载体直接注射到受精卵的卵周隙中，以高效促进外源基因整合并制备首建者转基因小鼠的实验方案。...

慢病毒介导的转基因小鼠制备：一种用于直接研究 Founder 小鼠的简单高效方法

靶向DNA表观基因组编辑是一种强大的治疗策略。本方案描述了用于人诱导性多能干细胞（hiPSC）来源神经元表观基因组编辑的、携带CRISPR-dCas9-DNMT3A转基因的一体化慢病毒载体的制备、纯化与浓缩过程。...

用于高效递送表观基因组编辑工具至人诱导性多能干细胞衍生疾病模型的慢病毒载体平台

利用低成本的阳离子聚合物聚乙烯亚胺（PEI），我们高效地制备了用于在H9人胚胎干细胞（hESCs）中稳定表达shRNA的慢病毒颗粒，并实现了对H9来源的神经前体细胞（NPCs）的高效瞬时转导。...

利用低成本阳离子聚合物聚乙烯亚胺（PEI）通过慢病毒介导将shRNA递送至人胚胎干细胞和神经前体细胞

我们展示了一种逐步研究腹膜组织驻留巨噬细胞中基因功能的实验方案 体内，使用慢病毒载体。...

用于高效调控腹腔组织基因与微小RNA的慢病毒载体制备&#45;组织驻留巨噬细胞 体内 在小鼠中

了解慢病毒载体的生产、纯化和滴定方法，用于中枢神经系统细胞的基因递送。本方案通过293T细胞共转染、超速离心纯化和流式细胞术滴定，实现神经元和星形胶质细胞的高效转导，为神经科学研究提供可靠工具。

用于转导中枢神经系统细胞的慢病毒载体的制备

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