Name: 流式细胞仪分离纯化 S.酵母合子 (视频) | JoVE Journal
Uploaded: 2012-09-21T13:00:00.000+00:00
Duration: 15 min 9 s
Description: 了解如何使用流式细胞仪分离纯化酿酒酵母合子。该方法通过双荧光标记和两步分选技术，可获得纯度约90%的合子群体，适用于酵母遗传学和细胞生物学研究。

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感谢 R. Michael Sramkoski 博士在流式细胞术方面的帮助，Purnima Jaiswal 博士和 Di Wu 博士的早期建议，以及 Ilya Aylyarov 在插图方面的协助。本研究由 NIH 资助项目 R01GM089872 和 凯斯综合癌症中心细胞分析与成像显微技术核心设施（P30 CA43703） 资助支持。

1. 单倍体细胞培养
<ol>
 <li>在标准条件下培养来自 S288C 背景（BY4741）的 S. cerevisiae 细胞10。</li>
 <li>转化单倍体细胞，使其表达两种明显荧光标记物中的任意一种10。所选标记物为在细胞质中表达的可溶性 GFP（pEG220，URA3/YIp，用 BglII 线性化11），以及与 mCherry 融合的单个核糖体蛋白 RPL25（pAJ1661，URA3/CEN，来自 A. Johnston）。我们预计，等效的双色纯化方案也可使用其他由单倍体亲本细胞合成的强荧光蛋白。或者，可用荧光凝集素标记细胞壁。</li>
 <li>在纯化合子的前一天，分别接种 5 ml 的两种细胞类型培养物，并在 23 °C 下振荡培养过夜，使其 A600 不超过 1.0。将 GFP 转化子（ATY4442）培养于含 2% 葡萄糖的完全合成培养基（CSM-葡萄糖）中，RPL25-mCherry 转化子（ATY4552）培养于缺乏尿嘧啶的合成选择性培养基中10。同时在室温下振荡培养每种细胞类型的平行培养物。</li>
</ol>
2. 进行杂交
<ol>
 <li>用新鲜培养基将各样品的光密度（A600）调整至1.0。[1个光密度单位 ~ 3 × 107 个细胞/ml]</li>
 <li>取等体积的两种培养物混合，短暂涡旋振荡3次，随后进行一次较长时间的涡旋振荡，持续10秒。</li>
 <li>制备CSM-葡萄糖平板。这些平板与常规培养所用的平板相同，在琼脂倾注并凝固后已干燥45分钟10。</li>
 <li>将最多二十滴40 µl的混合液滴加到CSM-葡萄糖平板表面边缘1 cm处。液滴接触平板表面时立即启动计时器，记录时间。待液体完全吸收后（约30分钟），盖上平板并在室温下静置，避免扰动。</li>
</ol>
3. 收获准备
<ol>
 <li>在23 °C条件下培养1.75–2.5小时后，用150 ml冷的CSM-葡萄糖培养基反复冲洗平板上的单个干燥液滴以收获样品，操作过程中保持平板置于冰上。使用相同培养基反复冲洗液滴区域10–20次，以最大程度回收细胞。将收集液置于冰上的15 ml Falcon离心管中。</li>
 <li>将样品置于冰上，使用Fisher FB120超声破碎仪（120瓦，120伏，频率20 kHz），在60%振幅下进行10次超声处理。</li>
 <li>在相差显微镜下确认几乎无或无明显聚集体残留。此时预计有15–50%的细胞已形成合子。</li>
 <li>将细胞管垂直静置于冰上10分钟，作为进一步预防措施（以使聚集体充分沉降）。</li>
 <li>吸取上层90%的液体体积，经尼龙滤网过滤（BD Falcon聚丙烯管配滤帽，货号352235）。在典型实验中，从一个平板回收的107个细胞在此步骤被稀释至4 ml CSM-葡萄糖培养基中。</li>
</ol>
4. 流式细胞术
<ol>
 <li>使用 Sony iCyt Reflection 型号流式细胞仪（高度自动化并行分选）HAPS1 配备 100 微米喷嘴进行细胞分选。GFP 激发采用 488 nm 波长、250 毫瓦的蓝色氩离子激光器；mCherry 激发采用 561 nm 波长、100 毫瓦的激光器。尽管我们未使用过其他仪器，但我们预计配备合适激光器的 Becton Dickinson FACSAria、Becton Dickinson Influx 或 Beckman Coulter MoFlo XDP 同样适用。</li>
 <li>根据前向散射与侧向散射图设定分选参数，以圈选活细胞。建立发射光检测通道：615 ± 30 nm 带通滤光片（mCherry）对 525 ± 25 nm 带通滤光片（GFP），将事件分为四个象限：“Red+ Green-”、“Red+ Green+”、“Red- Green-”和“Red- Green+”（图 S2）。以非荧光细胞作为对照，确定“Red- Green-”象限的位置。</li>
 <li>以 21.5 psi 的鞘液压力、43,400 滴/秒的液滴频率以及 20.5 psi 的样品压力进行细胞分选。</li>
 <li>初次分选（“回收模式”）：将样品收集至预冷的 Eppendorf 管中，管内含 250 µL 冷却的 CSM-葡萄糖培养基。在冷藏微量离心机（Tomy MRX-150，15,000 rpm）中以最高速度离心 10 秒，吸除流式细胞术鞘液（含 1 mM EDTA 的 PBS，BioSure 目录号 1027）。沉淀细胞后，用 500 µL 冷却的 CSM-葡萄糖培养基重悬。</li>
 <li>第二次分选（“纯度模式”）：采用“纯度模式”选项进行分选，操作方式与初次分选相同。离心收集纯化后的细胞，将沉淀重悬于 500 µL 至 1.0 mL 的 CSM-葡萄糖培养基中。在 23 °C 条件下于 24 孔板中振荡孵育 15 分钟，以促进细胞代谢恢复。</li>
</ol>
5. DeltaVision 显微镜
<ol>
 <li>制备琼脂糖垫，步骤如下：将1.5%琼脂糖（UltraPure Agarose，Invitrogen，货号 # 15510-07）的CSM-葡萄糖悬浮液加热至沸腾，短暂涡旋混匀，然后取0.3 ml该琼脂糖溶液滴加到水平放置的标准载玻片表面，并立即用另一张载玻片覆盖（无需施加压力）。</li>
 <li>冷却10分钟后，通过水平滑动小心移除上层载玻片，注意保持表面光滑，避免扰动琼脂糖层。（移除上层载玻片后，应在1–2分钟内将细胞样品加至琼脂糖垫上。若在室温下置于湿润环境中且不移除上层载玻片，琼脂糖垫可在使用前保存长达一天。）</li>
 <li>离心收集样品，并将1 ml沉淀物分装至琼脂糖垫上（避免接触表面）。立即用一块1号盖玻片覆盖样品。用单刃剃刀片切除多余的琼脂糖。使用注射器挤出的凡士林密封样品。</li>
 <li>使用Deltavision（Applied Precision）系统配合100倍油镜物镜（无像素合并）进行成像（Olympus UPlanApo 100x/1.40；∞/0.17/FN26.5）。</li>
 <li>使用 softWoRx 5.0.0 软件（<a href="http://www.api.com/softworx.asp" target="_blank">http://www.api.com/softworx.asp</a>）对z轴层扫图像进行去卷积处理，并进行最小限度的后续处理。连续的z轴平面通常以0.2–0.4微米的间隔采集。</li>
</ol>
6. 代表性结果
转化单倍体细胞中的荧光强度水平： 单倍体细胞中的荧光水平如图S1所示。在杂交前，落射荧光显微镜检测表明，几乎所有GFP转化子均呈绿色，而所有mCherry转化子（尽管荧光信号通常较弱）均呈红色。为确保用于杂交的所有细胞均具有荧光，我们选用了荧光信号最强的亚群。
产量： 初始分选后，Red+ Green+ 样本（图S2）通常包含输入细胞总数的8-20%，且含有过量的单倍体细胞，这可能是由于细胞间黏附持续存在所致。由于单次分选无法实现高度富集，应对部分纯化的样本在60%振幅下进行两次探头超声处理，随后重新分选。（回收分选通常持续1-2小时，而第二次分选仅需15分钟。）在经历第二次分选的细胞中，Red+ Green+ 样本包含了输入细胞的23-52%。
相差显微镜检查：通过相差显微镜观察显示，在21次制备样本中，最终合子制备物的纯度平均约为90%（范围为86%至91%）。污染物为绿色或红色的单倍体，或相互接触成对存在的单倍体。图3列出了无芽细胞、具有中位芽（Med）、侧位芽（Lat）或末端芽（Term）的合子所占百分比，以及同色成对单倍体（“2Same”）或异色成对单倍体（“2Hap”）的数量，还有单独存在的单倍体（Hap）数量。细胞在培养1.75小时后收获时，超过50%的细胞无芽，其余亚类（具有中位、侧位或末端芽）的比例大致相等。培养2.5小时后，四类合子（无芽、中位芽、侧位芽或末端芽）的数量大致相同。
显微镜观察（图4）：
在纯化过程中，合子的结构似乎保持不变。根据杂交时间的长短，合子群体中未出芽和已出芽的合子比例有所不同，如上所述。由于绿色和红色单倍体的荧光信号强度均存在较大差异，因此一些合子主要呈红色，而另一些则主要呈绿色，这一点通过比较图4中的单色图像与合并图像可以观察到。还需注意，GFP（分子量26 kDa）能够进入细胞核，即使在细胞核尚未融合的情况下也能在核内观察到。液泡则表现为黑色的非荧光球体。
纯化最终产物包含处于不同发育阶段的多种细胞群体。标记为A的合子尚未发生融合。B型合子无芽。C型具有一个小芽。D型具有较大的芽，而E型合子即将进行胞质分裂。还需注意，许多早期合子仍表现出一条非荧光的中部分隔线（*），且液泡“遗传结构”（I）12 常可见从合子延伸至芽体中。在某些情况下，绿色信号向伴侣细胞的再分布程度远大于红色信号，这反映了多聚核糖体转移过程中特有的延迟现象（Tartakoff，正在准备中）。
从一对5 ml的单倍体细胞对数期培养物开始，我们可获得约1-2 × 106个合子，足以进行多次采用化学发光检测方法的免疫印迹实验。采用酚-氯仿抽提法，从这些数量的细胞中可提取约1.5 mg的RNA。
由于纯化的受精卵已经冷却，在进一步分析之前，我们建议在23 °C的生长培养基中进行孵育。
<img alt="酵母细胞生命周期示意图；交配、细胞融合、二倍体芽体形成；生物学过程。" src="/files/ftp_upload/4197/4197fig1.jpg" data-altupdatedat="1787630408000" data-alt="图1"> 
图1. 合子形成的时序过程。 合子作为单倍体与二倍体之间的中间阶段。该示意图展示了单倍体的经典激活（形成“shmoo”形态）、细胞融合以及初始芽体的形成过程。芽体的位置可以是中位（M）、侧位（L）或端位（T）。
<img alt="单倍体合子形成过程示意图；孵育、交配型分选、合子纯化。" src="/files/ftp_upload/4197/4197fig2.jpg" data-altupdatedat="1787630408000" data-alt="Figure 1"> 
图2. 合子纯化流程示意图。 在含葡萄糖的完全培养基琼脂平板表面孵育后，通过洗涤回收细胞混合物，随后在“恢复模式”下进行初次分选，接着在“纯度模式”下进行第二次分选。黄色表示在合子中可同时观察到mCherry和GFP信号。
<img alt="早期和晚期合子阶段；柱状图；单倍体和无芽细胞频率分析。" src="/files/ftp_upload/4197/4197fig3.jpg" data-altupdatedat="1787630408000" data-alt="图 3"> 
图 3. 纯化组分中合子的多种形态。 在交配混合物培养 1.75 小时或 2.5 小时后进行收集，以分别富集相对早期与相对更成熟的合子。每个时间点均进行了八次独立实验，以不同颜色表示。图中显示了具有空间上不同出芽模式的合子的相对数量。由于孵育时间较短（室温下不足 2.5 小时），所观察到的所有芽均为合子的初次出芽事件。
<img alt="荧光显微镜图像；酵母细胞、标记蛋白、荧光定位、细胞研究。" src="/files/ftp_upload/4197/4197fig4.jpg" data-altupdatedat="1787630408000" data-alt="Figure 4"> 
图4. 富集组分的DeltaVision检测。 使用Deltavision显微镜检查了一个典型视野。图中显示了红色和绿色双色或单色图像。红色代表多聚核糖体标记（Rpl25p-mCherry），绿色代表胞质GFP。请注意合子的高度富集，以及指定的亚细胞结构：液泡(v)、出芽(b)、细胞核(n)、液泡“遗传结构”(i)，以及分隔较早期合子中亲本区域的分界线(*)。其变化的总体颜色反映了融合单倍体相对荧光强度的差异。当两个亲本区域保持明显不同的颜色时，表明标记物（胞质GFP、mCherry标记的多聚核糖体）尚未达到平衡。正在进行的时间序列研究表明，可溶性GFP的重新分布早于多聚核糖体。<a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/4197/4197fig4large.jpg" target="_blank"> 点击此处查看大图</a>。
补充图注
<img alt="流式细胞术直方图；GFP、mCherry 单倍体与阴性对照荧光的比较。" src="/files/ftp_upload/4197/4197figS1.jpg" data-altupdatedat="1787630408000" data-alt="Figure S1"> 
图 S1. 单倍体细胞的荧光。 最左侧：检测表达 mCherry 标记多聚核糖体的细胞中的绿色信号。矩形窗口的设定旨在排除阴性细胞。中间图：分析表达细胞质 GFP 的细胞，显示明显明亮的阳性细胞主群。最右侧：分析表达 mCherry 标记多聚核糖体的细胞。该矩形（与最左侧相同）包含最亮的细胞，并可完全排除所有阴性细胞。“R2”表示位于指定矩形范围内的细胞所占百分比。
<img alt="流式细胞术散点图；回收率与纯度模式分析；细胞分选方法；荧光数据。" src="/files/ftp_upload/4197/4197figS2.jpg" data-altupdatedat="1787630408000" data-alt="图 S2"> 
图 S2. 首次与第二次分选中的细胞分布。 这些双色散点图显示了右上象限（R5）中 Green+ Red+ 细胞的比例。该比例在第二次分选后上升至 52%。横轴：绿色信号。纵轴：红色信号。

<ol><li>Herskowitz, I., Oshima, Y. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aHerskowitz%2C+I+%22Control+of+cell+type+in+Saccharomyces+cerevisiae%3A+Mating+type+and+mating-type+interconversion%22">Control of cell type in Saccharomyces cerevisiae: Mating type and mating-type interconversion</a>. , Cold Spring Harbor Press. 181-210 (1981).</li>
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<li>Weisman, L. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Organelles+on+the+move%3A+insights+from+yeast+vacuole+inheritance%5BTitle%5D)+AND+%22Nat.+Rev.+Mol.+Cell+Biol%22%5BJournal%5D)">Organelles on the move: insights from yeast vacuole inheritance.</a> Nat. Rev. Mol. Cell Biol. 7, 243-252 (2006).</li>
</ol>

无利益冲突声明。

纯化合子的获得将有助于开展包括转录组学、蛋白质组学和脂质组学在内的生化研究，以及合子细胞周期重启、细胞壁重塑、出芽和遗传特性等机制的探究。此外，也可利用在单个或双亲中携带特征性突变的菌株来生成合子。同时，与单倍体或二倍体细胞类似，纯化的合子可在含15%甘油的培养基中冷冻保存，并在后续解冻以观察其重复出芽等特性。
使用其他适用于显微镜观察的荧光标记物进行的初步实验（例如 标记的组蛋白或线粒体蛋白）无法可靠地回收合子；然而，有可能通过将单倍体细胞的细胞壁偶联红色或绿色荧光染料来实现类似的纯化。我们已避免采用此类方法，因为它们可能施加额外的应激并影响合子形成的早期阶段。

<table><tbody><tr><td>pEG220，URA3/YIp，编码细胞质GFP &lt;sup&gt;11&lt;/sup&gt;)</td><td>E. Grote</td><td></td><td></td></tr><tr><td>pAJ1661，URA3/CEN，编码与mCherry融合的RPL25</td><td>A. Johnston</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Fisher FB120超声波破碎仪</td><td>Fisher Scientific</td><td></td><td></td></tr><tr><td>带滤帽的聚丙烯管</td><td>BD Falcon</td><td>货号 352235</td><td></td></tr><tr><td>制冷型微量离心机</td><td>Tomy</td><td>MRX-150</td><td></td></tr><tr><td>流式细胞术鞘液</td><td>Biosure</td><td>1027</td><td></td></tr><tr><td>iCyt Reflection型流式细胞仪</td><td>Sony</td><td></td><td></td></tr><tr><td>DeltaVision去卷积显微镜</td><td>Applied Precision</td><td></td><td></td></tr><tr><td>正置落射荧光显微镜</td><td>Leica</td><td></td><td></td></tr><tr><td>UltraPure琼脂糖</td><td>Invitrogen</td><td>15510-07</td><td></td></tr><tr><td>CSM葡萄糖培养基&lt;br/&gt; 注：对于琼脂平板，只需添加2%琼脂（Difco）</td><td>10</td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

基于流式细胞术的酿酒酵母（s. cerevisiae）合子纯化

Flow Cytometry-based Purification of S. cerevisiae Zygotes

合子是许多生物生命周期中单倍体与二倍体状态之间的重要中间阶段，包括酵母（图1）1。S. cerevisiae 的合子由不同交配型（MATa、MATα）的单倍体细胞融合形成，并通过其显著不对称的有丝分裂，产生相应的稳定二倍体，继而可连续生成多达20个二倍体后代2。合子的形成由一系列复杂事件协调完成：在此过程中，可溶性交配因子与相应的受体结合，触发受体介导的信号级联反应，从而导致细胞周期中断，并最终实现细胞-细胞融合。合子可作为前体细胞或干细胞功能的模型。
尽管关于合子形成的研究已取得诸多进展，并且合子已被用于探讨具有普遍意义的细胞与分子生物学问题，但几乎所有的研究都使用了合子与大量单倍体细胞混合的交配体系3-8。因此，合子形成及其后续生命过程中的许多生化特性仍尚未得到深入研究。
已有文献报道基于酵母合子沉降特性的纯化方法9；然而，我们在实验中采用该基于沉降的方案未能获得接近90%的纯度。此外，该方法存在细胞暴露于高渗山梨醇环境的缺点。因此，我们开发了一种通用的纯化流程。具体而言，将表达红色或绿色荧光蛋白的单倍体细胞配对共孵育，以诱导合子形成，在不同时间点收集细胞，并利用基于流式细胞术的分选方案对所获得的合子进行纯化。该技术可直观地评估合子纯度及成熟程度，所得组分的平均纯度约为90%。根据收获时间的不同，可获得不同成熟阶段的合子。纯化后的样品可作为开展“组学”研究、获取初始子代细胞以及系统分析此类前体细胞的理想起始材料。

为了纯化酿酒酵母（S. cerevisiae）的合子，将具有相反交配型的单倍体细胞分别改造为表达红色或绿色荧光蛋白，共孵育以促进合子形成，随后采用基于流式细胞术的分选方案进行分离。所得高度富集的合子组分可用于后续的“组学”研究、初始子代的回收，以及合子形态发生的系统性分析。

基于流式细胞术的酿酒酵母（S. cerevisiae）合子纯化

合子是包括酵母在内的许多生物生命周期中单倍体与二倍体状态之间的重要中间阶段（图1）1。S. cerevisiae ...

以下实验的总体目标是获得纯化的酵母合子群体。首先在交配类型相反的单倍体细胞中表达细胞质GFP或M cherry标记的多聚区，将细胞培养至对数生长期，然后混合并共同孵育，以促进合子的形成。随后收获交配混合物，并以恢复模式通过流式细胞术分选，以分离出红色和绿色双阳性细胞。该亚群包含受精前和受精后的实体。为进一步纯化样品，将红色和绿色双阳性群体进行第二轮流式分选。采用纯度模式。通过荧光显微镜对细胞进行可视化观察和定量分析，该方法获得的受精卵平均纯度为90%。与现有方法（如基于沉降的纯化）相比，该技术具有以下优势。首先，该技术可对合子的纯度和成熟度进行便捷的可视化评估。其次，据我们实验结果显示，合子组分的平均纯度约为90%，远高于现有方法。我们的纯化方法有助于在分子水平上回答有关真核细胞中单倍体向二倍体转变的关键生物学问题，因为在低等与高等真核生物之间存在较高的保守性。因此，研究酵母合子有助于全面理解合子生物学。可以说，合子也可作为祖细胞或干细胞功能的模型。培养酿酒酵母（S. cerevisiae）菌株 BY4741（MATa 和 MATα）。通过将冻存的酵母菌株划线接种于固体琼脂培养基上，于室温或30°C培养至前一日形成菌落，以备合子纯化。标记两个50毫升锥形管，用于培养转化后的酵母细胞，分别对应表达可溶性GFP和RPL25-MCherry的菌株。其中一个培养物接种表达细胞质可溶性GFP的转化酵母细胞，另一个接种表达单一核糖体蛋白RPL25-MCherry的转化酵母细胞。RPL 25 与 mCherry 融合。在 23 摄氏度下振荡培养过夜，使菌液 A 600 值达到不超过 1.0。接下来进行杂交实验时，首先用新鲜培养基将每个样品的光密度调整至 1.0，浓度约为每毫升 3 × 10⁷ 个细胞。接下来，将两种培养物等体积混合于新鲜培养基中，置于50毫升锥形管内。短暂涡旋振荡三次，然后持续涡旋振荡10秒。使用移液器吸头时，应将其置于距离室温环境液面1厘米上方的位置。温度CSM葡萄糖平板。启动一个计时器，从30分钟开始倒计时，并立即在平板边缘沿圆周均匀分配40微升的混合培养物液滴。将平板开盖放置在实验台面上，静置干燥约30分钟。液体吸收后，盖上培养皿，并在室温下静置 1.75 至 2.5 小时。极性生长过程会形成特征性的 schmo 样形态。在 schmo 期，两个 haid 细胞持续相互生长，直至实现细胞间接触。随后的细胞融合形成合子。新生的合子重新进入有丝分裂细胞周期，产生其第一个二倍体芽体。孵育后，将培养板置于冰上，用150微升冷的CSM葡萄糖溶液对各个干燥液滴区域冲洗10至20次，收集样品。将洗涤液收集到预冷的15毫升锥形管中，并置于冰上。接下来，保持样品在冰上，对每根管进行探头超声处理，60%的振幅下超声10次。超声后，在相差显微镜下确认仅存少量或无细胞聚集体

flow-cytometry-based-purification-of-s-cerevisiae-zygotes

Research

科研

JoVE Journal

Biology

生物学

流式细胞仪分离纯化<em&gt; S.酵母</em&gt;合子

本文介绍了一种从小鼠睾丸中高效获取高纯度且具有活性的减数分裂细胞组分的方法，该方法结合了优化的细胞解离方案与荧光激活细胞分选技术（FACS）。此方法利用了不同减数分裂阶段细胞在DNA含量和细胞核密度上的差异。...

流式细胞术纯化小鼠减数分裂细胞

我们报道了一种用于研究细胞和胚胎的装置及新方法。单个细胞被精确地排列在微腔阵列中。这种三维限制更接近生理条件下的三维环境，有助于细胞器的定向排列。通过控制细胞形态，该装置可最大限度地减少标准检测中常见的变异性。...

在三维限域中排列单细胞与单胚胎：一种用于高内涵筛选的新装置

我们描述了一种利用流式细胞术对小鼠精子细胞进行分选的策略。精子细胞被分为四个高纯度的群体，包括圆形精子细胞（精子形成阶段1-9）、早期伸长精子细胞（精子形成阶段10-12）、晚期伸长精子细胞（精子形成阶段13-14）以及伸长型精子细胞（精子形成阶段15-16）。分选依据包括DNA染色、细胞大小和颗粒度。...

通过流式细胞术对小鼠精子细胞进行分步分选

本方案描述了一种从斑马鱼胚胎中分离单个细胞、富集目标细胞、在基于微流控的单细胞多重系统中捕获斑马鱼细胞，以及检测单个细胞基因表达的方法。...

斑马鱼胚胎单细胞的分离与表征

尽管浸润性巨噬细胞持续从循环前体细胞招募至成体组织，但组织驻留巨噬细胞在发育过程中定植于组织，并在无前体细胞进一步输入的情况下长期维持。近期，组织驻留巨噬细胞的前体细胞已被鉴定。本文介绍了对组织驻留巨噬细胞前体细胞进行遗传谱系示踪的方法。...

通过流式细胞术鉴定小鼠胚胎中的红髓系祖细胞及其子代

本研究描述了一种从不同哺乳动物物种的睾丸组织中获取纯化生殖细胞群体的方法的标准化流程。该方法是一种简便的实验方案，结合了睾丸组织的机械解离、Hoechst-33342和碘化丙啶染色以及荧光激活细胞分选（FACS），在雄性生殖生物学的比较研究中具有广泛的应用价值。...

通过机械组织解离与流式细胞术对多种哺乳动物雄性生殖细胞进行标准化纯化的方法

本文介绍了一种基于FRET的流式细胞术方案，用于定量分析酿酒酵母（S.

通过流式细胞术在体内检测和表征蛋白质自组装

该实验是一种用于定量分析发育中斑马鱼胚胎中造血细胞的简单方法。将解离的斑马鱼血细胞进行流式细胞术分析，从而可在突变体动物及经遗传修饰的个体中检测血液系统缺陷。...

利用流式细胞术检测和定量发育期斑马鱼中异常的血液形成

本文介绍了一种小规模的质膜分离方案，用于表征在酿酒酵母（Saccharomyces cerevisiae）中过表达的白色念珠菌（Candida...

用于分析的小规模质膜制备 白色念珠菌 Cdr1-mGFPHis

本文介绍一种新型的流式细胞术方法，可直接从新鲜的小鼠骨髓和脾脏中前瞻性分离早期红系爆式集落形成单位（BFU-e）和红系集落形成单位（CFU-e）前体细胞。该实验方案基于单细胞转录组数据开发，是首个能够以高纯度分离出全部组织中红系前体细胞的方法。...

通过流式细胞术从小鼠组织中鉴定与分离红系爆式形成单位和集落形成单位祖细胞

了解如何使用流式细胞仪分离纯化酿酒酵母合子。该方法通过双荧光标记和两步分选技术，可获得纯度约90%的合子群体，适用于酵母遗传学和细胞生物学研究。

基于流式细胞术的酿酒酵母（S. cerevisiae）合子纯化

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