Name: 相关显微镜的动力相互作用的三维结构分析 (视频) | JoVE Journal
Uploaded: 2013-06-24T13:00:00.000+00:00
Duration: 13 min 43 s
Description: 学习相关显微镜技术，通过高速三维活细胞荧光成像与冷冻电子断层扫描相结合，研究HIV-1病毒颗粒与HeLa宿主细胞的动态相互作用，为病毒与宿主细胞相互作用提供高分辨率结构信息。

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

作者感谢匹兹堡大学细胞生物学与生理学系的 Travis Wheeler 及其机械加工车间在低温荧光样品台构建方面的帮助，感谢中国科学技术大学的 Changlu Tao 和 Cheng Xu 提供的技术支持，感谢 Teresa Brosenitsch 博士对稿件的审阅。本研究由美国国立卫生研究院（GM082251 和 GM085043）资助。

1. 在碳膜覆盖的金质电镜定位网格上培养 HeLa 细胞
<ol>
	<li>将200目R2/2 Quantifoil金质EM定位网格的碳膜面在25 mA下进行25秒的辉光放电处理。</li>
	<li>通过将EM网格碳膜面朝下漂浮于40 μl浓度为50 μg/ml的纤连蛋白溶液液滴上，使网格包被纤连蛋白，随后在组织培养罩内用紫外光消毒2小时。</li>
	<li>将HeLa细胞以2 × 104 个细胞/ml的密度（共2 ml培养液）接种到网格上，置于玻璃底培养皿中，在37 °C、5% CO2条件下，使用添加了4.5 g/L L-谷氨酰胺和葡萄糖、10%热灭活胎牛血清、100 单位/ml青霉素及100 μg/ml链霉素的DMEM培养基培养约18小时。HeLa细胞在过夜培养后进行感染。</li>
</ol>
2. HIV-1 感染与活细胞成像
<ol>
	<li>向玻璃底培养皿（来自步骤 1.3）中加入荧光细胞示踪剂（Red CMTPX，1 μl/2 ml），在 37 °C 下孵育 10 分钟，使细胞摄取荧光染料。</li>
	<li>用 PBS 洗涤细胞，并加入 50 μl 预热的新鲜培养基。</li>
	<li>将培养皿置于 Swept Field Confocal 扫描显微镜的活细胞成像室中，保持 37 °C。选择多个视野（10–15 个位置），每个视野包含 1–3 个细胞/平方，且细胞处于两次有丝分裂之间、形态最铺展且扁平的阶段（参见 图 2c 和 图 2d），因为冷冻电镜需要样品相对薄的区域。保存这些位置以供后续成像（步骤 2.5）。</li>
	<li>用含有 GFP-Vpr 的 VSV-G 假型 HIV-1 颗粒感染细胞（我们使用含有 40 ng/ml p24 的样品 40 μl）。将病毒颗粒加入培养皿底部时，需小心避免扰动 EM 载网，因为成像位置已预先选定并保存。</li>
	<li>加入病毒颗粒后，立即在先前选定的位置（步骤 2.3）采集 20–40 分钟的高通量时间序列 3D 共聚焦图像。</li>
	<li>共聚焦图像使用 MetaMorph 采集，并通过 Imaris 软件进行自动 3D 粒子追踪分析单个粒子的动力学行为（参见 图 1）。由于我们旨在关联衍射极限下的 HIV-1 颗粒动态行为与细胞超微结构，时间序列活细胞成像和 3D 粒子追踪对结果至关重要。然而，对于大而静止的结构，简单的荧光图像（无需活细胞成像）即可满足关联分析的需求。</li>
</ol>
3. 冷冻水合电镜样品制备
为了尽量缩短采集最后一张共聚焦图像与样品冷冻固定之间的时间间隔，应在采集荧光共聚焦活细胞图像期间启动并准备好FEI Vitrobot（或其他玻璃化冷冻设备）以进行浸入式冷冻。
<ol>
	<li>打开玻璃化装置，将其环境温度设置为 22 °C，目标湿度设置为 100%， blotting 时间设置为 7 秒，等待和排液时间设置为 1 秒。</li>
	<li>将载网储存盒放入冷冻载样杯中，并准备冷的液态乙烷。将冷冻载样杯安装到玻璃化装置上。</li>
	<li>在共聚焦活细胞成像（第 2 节）完成后，立即将培养皿放置在冰冷却的铜块上，并转移至冷冻电镜样品制备室。将电镜载网装入专用镊子中，迅速用滤纸吸去载网上残留的培养基。随后立即在载网上滴加 4 μl 含 15 nm 金颗粒的溶液，并混入 0.2 μm 荧光微球。金颗粒作为标志物，用于辅助断层扫描数据的采集与图像对齐；荧光微球则用于辅助荧光图像与冷冻电镜图像之间的关联（见 图 2c-2f）。</li>
	<li>将镊子装入玻璃化装置，指示装置进行滤纸吸液并迅速浸入液态乙烷中冷冻16。优化后的 blotting 参数为：blot 时间 7 秒，blot 偏移量 0，排液时间 1 秒，温度 22 °C，湿度 100%。</li>
	<li>将冷冻水合状态的载网转移至冷冻电镜样品杆中，用于立即进行冷冻电子断层成像，或转移至液氮储存杯中以备后续使用。</li>
</ol>
4. 冷冻荧光光学显微镜
需要使用自制的低温荧光样品腔和载物台系统（图3）来完成步骤4.1–4.10。该载物台的详细规格和说明可参见 Jun et al.15。
<ol>
	<li>至少在开始冷冻荧光显微成像前2小时，用液氮填充自加压液氮杜瓦瓶（见图3a）。</li>
	<li>将自制的冷冻荧光样品台15（图3）安装到倒置荧光显微镜上，例如Olympus IX 71。</li>
	<li>将冷冻样品台的液氮入口连接至自加压杜瓦瓶，并将液氮溢流保护出口置于合适的容器中。将干燥氮气管线连接至套在物镜外的套管，以保持镜头温暖并防止结霜。</li>
	<li>将铜块平台（图3b中的黑色箭头）放入冷冻样品台腔体内，用于装载冷冻水合样品载网。通过自加压杜瓦瓶的进液管线向冷冻样品台的铜腔内注入液氮，使其冷却并充满。</li>
	<li>当冷冻样品台达到液氮温度（约4–6分钟）后，将载网储存盒（步骤3.5）转移至冷冻样品台。</li>
	<li>将冷冻水合样品载网放入铜块平台上的电镜样品 cartridge 中，并使用C形环固定载网（若使用Polara显微镜cartridge）；或在上方放置一个预冷的铜环（图3d中的黑色箭头指示），以固定载网并便于在完成冷冻荧光成像后轻松取出载网（适用于非Polara冷冻电镜系统）。</li>
	<li>将步骤4.6中的cartridge放入冷冻样品台的内腔中（图3b中的白色箭头指示）。</li>
	<li>根据活细胞成像数据，搜索并定位相同的病毒颗粒。由于电镜载网具有索引标记，可在活细胞图像和冷冻荧光图像中直接定位同一颗粒。</li>
	<li>在冷冻条件下，使用配备长工作距离（2.7–4 mm）物镜的光学显微镜，在已定位的位置采集冷冻微分干涉差（DIC）和GFP图像。在冷冻荧光成像过程中，需定期检查冷冻样品台中的液氮液位，并根据需要补充，以确保样品台温度始终低于-170 °C。</li>
	<li>完成冷冻荧光成像后，小心地将样品cartridge放回铜块平台，并将其存入液氮杜瓦瓶中，以备后续使用Polara系统进行冷冻电子断层扫描（cryoET）分析。若使用非Polara冷冻电镜系统，则需取下铜环，取出样品载网，将其放入载网储存盒中，并将样品保存于液氮杜瓦瓶中，直至进行cryoET检测。</li>
	<li>进行数据分析时，叠加步骤4.9中获得的冷冻DIC和GFP图像（见图4b），并将冷冻荧光图像中GFP信号的位置与活细胞成像序列中的位置进行关联比对。</li>
</ol>
5. 冷冻电子断层扫描技术
<ol>
	<li>将样品载网插入配备场发射枪的电子显微镜（如 Polara G2 显微镜）的冷冻转移站中。</li>
	<li>在低剂量搜索模式下，以 140 倍放大倍数识别并保存相关网格区域（来自步骤 4.11）至一个载台文件中。</li>
	<li>在低剂量搜索模式下，以 3,500 倍放大倍数插入 100 μm 的物镜光阑，搜索并保存所有与 GFP 信号相关的位置至第二个载台文件中。</li>
	<li>在低剂量曝光模式下，寻找空白区域，通过在含数个金颗粒的非关键碳膜区域烧蚀冰层，利用载台 Y 功能调节电子束强度至 1 或 2 e-/Å2 的剂量，并校准倾斜轴。</li>
	<li>在低剂量对焦模式下，将对焦距离调节至约 3 μm，并调节角度，使对焦方向与倾斜轴平行。</li>
	<li>在低剂量搜索模式下，调用已保存的位置（来自步骤 5.3），调节样品的等中心高度，并检查感兴趣区域的倾斜范围。在曝光模式下，以极低电子剂量（约 1 e-/Å2）和 8 至 10 μm 的离焦量获取投影图像，以确认适用于冷冻电子断层成像的相关病毒颗粒。</li>
	<li>切换至低剂量对焦模式。在透射电镜自动功能菜单中，依次执行自动等中心高度和对焦功能，作用于对焦区域。</li>
	<li>设置获取倾斜系列图像的参数。本论文中的 图 4 采用 ±70° 的倾斜角度范围，在 ±45° 以下和以上分别以 3° 和 2° 的倾斜增量进行采集，离焦量为 6 μm，总剂量约为 70 e-/Å2。</li>
	<li>对所有已保存的位置重复执行步骤 5.7 和 5.8。可使用批量断层成像软件实现多个位置的自动化数据采集，以提高通量。</li>
</ol>
6. 使用 IMOD17 进行三维重建
<ol>
	<li>检查原始倾斜系列图像，调整最小和最大密度值，并判断是否存在因图像位移过大而需要排除的视图。</li>
	<li>启动 eTomo 并使用轴类型、像素大小、标志物直径设置断层图面板， 等等然后创建 com 脚本。</li>
	<li>配置主窗口，以便可同时调整和跟踪断层图计算的多个阶段。修改各处理步骤所需的参数，并执行相应的特定程序（参见 eTomo 教程， <a href="http://bio3d.colorado.edu/imod/doc/etomoTutorial.html" target="_blank">http://bio3d.colorado.edu/imod/doc/etomoTutorial.html</a>).</li>
	<li>在最后阶段，生成一个完全对齐的堆栈（平均残差误差小于0.6），并使用IMOD中的加权反投影算法重构断层图像。</li>
	<li>使用 IMOD 中实现的三维非线性各向异性扩散边缘增强程序，选择适当参数对潜在感兴趣区域进行去噪处理，以增强对比度和清晰度。</li>
</ol>

<ol><li>Leis, A., Rockel, B., Andrees, L., Baumeister, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Visualizing+cells+at+the+nanoscale%5BTitle%5D)+AND+%22Trends+in+Biochemical+Sciences%22%5BJournal%5D)">Visualizing cells at the nanoscale.</a> Trends in Biochemical Sciences. 34, 60-70 (2009).</li>
<li>Maurer, U. E., Sodeik, B., Grunewald, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Native+3D+intermediates+of+membrane+fusion+in+herpes+simplex+virus+1+entry%5BTitle%5D)+AND+%22Proceedings+of+the+National+Academy+of+Sciences+of+the+United+States+of+America%22%5BJournal%5D)">Native 3D intermediates of membrane fusion in herpes simplex virus 1 entry.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 105, 10559-10564 (2008).</li>
<li>McDonald, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Visualization+of+the+intracellular+behavior+of+HIV+in+living+cells%5BTitle%5D)+AND+%22The+Journal+of+Cell+Biology%22%5BJournal%5D)">Visualization of the intracellular behavior of HIV in living cells.</a> The Journal of Cell Biology. 159, 441-452 (2002).</li>
<li>Arhel, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Quantitative+four-dimensional+tracking+of+cytoplasmic+and+nuclear+HIV-1+complexes%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Methods%22%5BJournal%5D)">Quantitative four-dimensional tracking of cytoplasmic and nuclear HIV-1 complexes.</a> Nature Methods. 3, 817-824 (2006).</li>
<li>Gousset, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Real-time+visualization+of+HIV-1+GAG+trafficking+in+infected+macrophages%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+Pathogens%22%5BJournal%5D)">Real-time visualization of HIV-1 GAG trafficking in infected macrophages.</a> PLoS Pathogens. 4, e1000015(2008).</li>
<li>Jouvenet, N., Bieniasz, P. D., Simon, S. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Imaging+the+biogenesis+of+individual+HIV-1+virions+in+live+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Imaging the biogenesis of individual HIV-1 virions in live cells.</a> Nature. 454, 236-240 (2008).</li>
<li>Koch, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Visualizing+fusion+of+pseudotyped+HIV-1+particles+in+real+time+by+live+cell+microscopy%5BTitle%5D)+AND+%22Retrovirology%22%5BJournal%5D)">Visualizing fusion of pseudotyped HIV-1 particles in real time by live cell microscopy.</a> Retrovirology. 6, 84(2009).</li>
<li>Zhang, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Direct+visualization+of+receptor+arrays+in+frozen-hydrated+sections+and+plunge-frozen+specimens+of+E.+coli+engineered+to+overproduce+the+chemotaxis+receptor+Tsr%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Microscopy%22%5BJournal%5D)">Direct visualization of receptor arrays in frozen-hydrated sections and plunge-frozen specimens of E. coli engineered to overproduce the chemotaxis receptor Tsr.</a> Journal of Microscopy. 216, 76-83 (2004).</li>
<li>Wang, K., Strunk, K., Zhao, G., Gray, J. L., Zhang, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((3D+structure+determination+of+native+mammalian+cells+using+cryo-FIB+and+cryo-electron+tomography%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Structural+Biology%22%5BJournal%5D)">3D structure determination of native mammalian cells using cryo-FIB and cryo-electron tomography.</a> Journal of Structural Biology. 180, 318-326 (2012).</li>
<li>Sartori, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Correlative+microscopy%3A+bridging+the+gap+between+fluorescence+light+microscopy+and+cryo-electron+tomography%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Structural+Biology%22%5BJournal%5D)">Correlative microscopy: bridging the gap between fluorescence light microscopy and cryo-electron tomography.</a> Journal of Structural Biology. 160, 135-145 (2007).</li>
<li>Schwartz, C. L., Sarbash, V. I., Ataullakhanov, F. I., McIntosh, J. R., Nicastro, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cryo-fluorescence+microscopy+facilitates+correlations+between+light+and+cryo-electron+microscopy+and+reduces+the+rate+of+photobleaching%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Microscopy%22%5BJournal%5D)">Cryo-fluorescence microscopy facilitates correlations between light and cryo-electron microscopy and reduces the rate of photobleaching.</a> Journal of Microscopy. 227, 98-109 (2007).</li>
<li>van Driel, L. F., Valentijn, J. A., Valentijn, K. M., Koning, R. I., Koster, A. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Tools+for+correlative+cryo-fluorescence+microscopy+and+cryo-electron+tomography+applied+to+whole+mitochondria+in+human+endothelial+cells%5BTitle%5D)+AND+%22European+Journal+of+Cell+Biology%22%5BJournal%5D)">Tools for correlative cryo-fluorescence microscopy and cryo-electron tomography applied to whole mitochondria in human endothelial cells.</a> European Journal of Cell Biology. 88, 669-684 (2009).</li>
<li>Rigort, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Micromachining+tools+and+correlative+approaches+for+cellular+cryo-electron+tomography%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Structural+Biology%22%5BJournal%5D)">Micromachining tools and correlative approaches for cellular cryo-electron tomography.</a> Journal of Structural Biology. 172, 169-179 (2010).</li>
<li>Gruska, M., Medalia, O., Baumeister, W., Leis, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Electron+tomography+of+vitreous+sections+from+cultured+mammalian+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Structural+Biology%22%5BJournal%5D)">Electron tomography of vitreous sections from cultured mammalian cells.</a> Journal of Structural Biology. 161, 384-392 (2008).</li>
<li>Jun, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Direct+visualization+of+HIV-1+with+correlative+live-cell+microscopy+and+cryo-electron+tomography%5BTitle%5D)+AND+%22Structure%22%5BJournal%5D)">Direct visualization of HIV-1 with correlative live-cell microscopy and cryo-electron tomography.</a> Structure. 19, 1573-1581 (2011).</li>
<li>Dubochet, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cryo-electron+microscopy+of+vitrified+specimens%5BTitle%5D)+AND+%22Quarterly+Reviews+of+Biophysics%22%5BJournal%5D)">Cryo-electron microscopy of vitrified specimens.</a> Quarterly Reviews of Biophysics. 21, 129-228 (1988).</li>
<li>Kremer, J. R., Mastronarde, D. N., McIntosh, J. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Computer+visualization+of+three-dimensional+image+data+using+IMOD%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Structural+Biology%22%5BJournal%5D)">Computer visualization of three-dimensional image data using IMOD.</a> Journal of Structural Biology. 116, 71-76 (1996).</li>
<li>Whitfield, M. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Identification+of+genes+periodically+expressed+in+the+human+cell+cycle+and+their+expression+in+tumors%5BTitle%5D)+AND+%22Molecular+Biology+of+the+Cell%22%5BJournal%5D)">Identification of genes periodically expressed in the human cell cycle and their expression in tumors.</a> Molecular Biology of the Cell. 13, 1977-2000 (2002).</li>
<li>Agronskaia, A. V., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Integrated+fluorescence+and+transmission+electron+microscopy%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Structural+Biology%22%5BJournal%5D)">Integrated fluorescence and transmission electron microscopy.</a> Journal of Structural Biology. 164, 183-189 (2008).</li>
<li>Marko, M., Hsieh, C., Schalek, R., Frank, J., Mannella, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Focused-ion-beam+thinning+of+frozen-hydrated+biological+specimens+for+cryo-electron+microscopy%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Methods%22%5BJournal%5D)">Focused-ion-beam thinning of frozen-hydrated biological specimens for cryo-electron microscopy.</a> Nature Methods. 4, 215-217 (2007).</li>
</ol>

作者声明不存在竞争性财务利益。

我们提出了一套简明的实验方案，用于建立一种先进的关联分析方法，以通过共聚焦延时成像、活细胞荧光成像结合冷冻电子断层扫描（cryoET）来分析动态的细胞事件。我们将三维活细胞成像与高分辨率 cryoET 相关联的方法学发展，对于研究诸多具有挑战性的生物学问题至关重要，例如可视化稀有的、动态的（而非先前报道的静态的）、受衍射极限限制的病毒颗粒及其与宿主细胞的相互作用。通过活细胞分析，可表征特定颗粒在活细胞内的时空行为，并进一步探究在特定感染阶段病毒与细胞相互作用的结构细节。本研究采用自制的冷冻光学显微镜载台，以实现活细胞荧光光学图像与冷冻电镜（cryoEM）所获取图像之间的直接关联。
为了获得最佳的数据采集与分析效果，需要注意以下几个关键点。首先，在为共聚焦活细胞延时成像选择多个位置时，所选位置应位于EM载网中心0.5 mm范围内，因为载网边缘会影响冷冻电子断层扫描（cryoET）中倾转系列图像的视野。此外，用于分析的细胞应处于两次有丝分裂之间的间期阶段，此时细胞铺展最充分且形态扁平，因而适合cryoET分析的细胞薄区也处于最大程度伸展的状态。为了使培养中的大多数细胞处于相同的间期阶...

冷冻电子断层扫描技术（cryoET）是一种强大的成像技术，能够在接近生理状态下以分子分辨率实现对细胞和组织的三维（3D）可视化，从而揭示天然细胞器和细胞结构的组织特征1。然而，未染色的玻璃态水合样品本身对比度低，且对电子束敏感，这使得在细胞内定位感兴趣区域变得困难，并且在不损伤目标区域的前提下成功完成倾转系列成像也具有挑战性。为克服这些问题，必须采用一种结合光学显微镜与电子显微镜的关联成像方法。通过荧光标记突出显示的特定结构，首先由荧光光学显微镜识别并定位，随后将其坐标转移至电子显微镜，以获取高分辨率的三维结构数据。这种关联成像方法有助于准确定位待研究的目标区域。由于冷冻电镜（cryoEM）对样品厚度有限制（&lt;300 nm），目前仅适用于细胞周边区域的三维结构分析。若进一步通过玻璃态切片技术8或冷冻聚焦离子束（FIB）铣削技术9降低玻璃态水合样品的厚度，将有望拓展关联成像的应用范围。
此前，相关性方法主要用于促进针对大而静态结构的冷冻电子断层扫描（cryoET）数据采集10-13。在这些研究中，已开发出可容纳冷冻电镜载网并适配正置显微镜或倒置显微镜的冷冻载台10,11,14。尽管在其设计中更换载网看似相对简便，但电镜载网仍需额外的转移步骤，增加了载网发生形变、损伤或污染的风险。我们近期展示了一项相关显微技术的进展，使我们能够直接观察那些本质上难以捕捉的动态事件，例如HIV-1与宿主细胞在感染早期的相互作用15。为此，我们设计并实现了一种采用卡匣系统的冷冻光学显微镜样品载台，以最大限度减少因载网操作导致的样品损伤，从而促进相关性分析。我们的设计包含集成的样品卡匣 holder，可在同一样品 holder 上依次进行冷冻光学显微镜和冷冻电子显微镜观察，无需样品转移，从而简化了相关性流程。此外，我们还利用荧光乳胶珠作为定位标记，建立了一套准确且可靠的相关性分析流程。

<table><tbody><tr><td colspan="4">&lt;strong&gt;试剂&lt;/strong&gt;</td></tr><tr><td>DMEM 4.5 g/L 葡萄糖，含 L-谷氨酰胺</td><td>Atlanta Biologicals, Inc. Lawrenceville, GA</td><td>12-604F</td><td></td></tr><tr><td>纤连蛋白</td><td>Sigma, St. Louis, MO</td><td>F1141-1MG</td><td>用于 EM 载网上培养 HeLa 细胞</td></tr><tr><td>细胞示踪剂</td><td>Invitrogen Corporation, Carlsbad, CA</td><td>C34552</td><td>红色 CMTPX</td></tr><tr><td>蛋白 A 金标偶联物</td><td>Ted Pella, Inc., Redding, CA</td><td>15822-1</td><td>直径 15 nm</td></tr><tr><td>0.2 &amp;mu;m 荧光微球</td><td>Invitrogen Corporation, Carlsbad, CA</td><td>F8811</td><td>黄绿色荧光</td></tr><tr><td>热灭活胎牛血清</td><td>Invitrogen Corporation, Carlsbad, CA</td><td>10082-139</td><td></td></tr><tr><td>青霉素-链霉素</td><td>Invitrogen Corporation, Carlsbad, CA</td><td>15140-122</td><td></td></tr><tr><td>玻璃底培养皿</td><td>MatTek Corporation</td><td>P35G-1.5-14-C</td><td></td></tr><tr><td>金质 Quantifoil 定位 EM 载网</td><td>Quantifoil Micro Tools, Jena, Germany</td><td>R2/2 Au NH2 200 mesh</td><td></td></tr><tr><td>PBS</td><td>Invitrogen Corporation, Carlsbad, CA</td><td>70011-044</td><td></td></tr><tr><td colspan="4">&lt;strong&gt;设备&lt;/strong&gt;</td></tr><tr><td>辉光放电仪 100X</td><td>EMS, Hatfield, PA</td><td></td><td></td></tr><tr><td>配备场发射枪的 Tecnai Polara G2 透射电子显微镜</td><td>FEI, Hillsboro, OR</td><td></td><td>300 keV</td></tr><tr><td>Vitrobot Mark III</td><td>FEI, Hillsboro, OR</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Olympus IX 71 显微镜</td><td>Olympus America Inc., Center Valley, PA</td><td></td><td>LUCPlanFLN 40X/0.6 NA（工作距离 2.7–4 mm）物镜</td></tr><tr><td>Nikon TiE 显微镜</td><td>Nikon Instruments, Melville, NY</td><td></td><td>使用 60X/1.35 NA 油浸物镜</td></tr><tr><td>扫描场共聚焦显微镜</td><td>Prairie Technologies, Middleton, WI</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Tokai Hit 活细胞培养腔</td><td>Tokyo, Japan</td><td></td><td></td></tr><tr><td>冷冻荧光样品台</td><td>自制</td><td></td><td>由机加工车间自制，设计参见参考文献15。</td></tr></tbody></table>

动态相互作用三维结构分析的关联显微技术

Correlative Microscopy for 3D Structural Analysis of Dynamic Interactions

冷冻电子断层扫描技术（cryoET）能够在接近生理状态的条件下，以分子分辨率对细胞结构进行三维可视化1。然而，由于病毒感染过程具有稀有性和动态性，尤其是在HIV-1感染的情况下，利用cryoET直接观察宿主细胞环境中单个病毒复合物仍具挑战性2。尽管延时活细胞成像已为HIV-1生命周期的多个方面提供了大量信息3-7，但活细胞显微镜的分辨率有限（约200 nm）。我们的研究旨在开发一种联合分析方法，通过结合活细胞荧光光学显微镜、冷冻荧光显微镜和cryoET，实现对HIV-1感染早期事件的直接可视化。通过该方法，可利用活细胞和冷冻荧光信号精确引导cryoET中的采样区域。此外，cryoET获得的结构信息还可与荧光标记靶标的活细胞成像所获取的动态功能数据相互补充。
在本视频文章中，我们提供了利用三维关联高速活细胞成像与高分辨率冷冻电子断层扫描（cryoET）结构分析技术，对 HIV-1 与宿主细胞相互作用进行结构研究的详细方法与实验方案。首先通过共聚焦活细胞显微镜对感染了 HIV-1 病毒颗粒的 HeLa 细胞进行表征，随后对包含同一病毒颗粒的区域进行冷冻电子断层扫描，以获取其三维结构细节。光学成像与电子成像两组数据之间的关联，是通过自行搭建的低温荧光显微镜载物台实现的。本文详述的方法不仅对病毒与宿主细胞相互作用的研究具有重要价值，也适用于细胞生物学中更广泛的领域，例如细胞信号传导、膜受体运输以及其他多种动态细胞过程。

为了表征病毒颗粒的动态行为，采用高速共聚焦活细胞显微镜对感染了 HIV-1 的 HeLa 细胞进行成像，并通过自动化的三维颗粒追踪技术分析颗粒的运动（图 1）。为了避免在采集最后一张共聚焦活细胞图像与投入冷冻之间可能发生的数分钟时间延迟（该延迟可能导致相关 HIV-1 颗粒的丢失），设计并构建了一种用于冷冻荧光光学显微镜的样品台（图 3），以便在光学显微镜下对保存于冷冻电镜样品盒中的玻璃态水合样品进行成像15。此外，添加了铜块平台（图 3b，黑色箭头）和铜环（图 3d，箭头所示），以适配非 Polara 型电子显微镜的使用。共聚焦活细胞成像、冷冻荧光光学显微镜与冷冻电子断层扫描之间的关联，通过索引金标 Quantifoil 载网和 0.2 μm 荧光乳胶微球实现（图 2）。综上所述，图 4 展示了结合先进的相关联活细胞显微技术与冷冻电子断层扫描技术，用于可视化荧光标记的 HIV-1 颗粒与宿主 HeLa 细胞相互作...

我们介绍了一种关联显微技术，该技术结合了高速三维活细胞荧光光学显微镜与高分辨率冷冻电子断层扫描技术。通过成像动态的小型HIV-1颗粒与宿主HeLa细胞的相互作用，我们展示了该关联方法的能力。

冷冻电子断层扫描技术（cryoET）能够在接近生理状态下以分子分辨率实现对细胞结构的三维可视化1。然而，……

本实验的总体目标是通过成像动态的小型HIV-1颗粒与宿主HeLa细胞的相互作用，展示相关荧光光镜与冷冻电子显微镜技术的应用。该过程首先在玻璃底培养皿中的金标记电子显微镜载网上接种并培养HeLa细胞，并用GFP标记的HIV-1颗粒感染HeLa细胞。第二步是采集HIV-1感染细胞的时间序列高速三维活细胞共聚焦图像，并在玻璃化处理后通过自动化的三维颗粒追踪技术对图像进行分析，以研究单颗粒的动力学行为。在冷冻荧光图像中定位来自活细胞成像数据的相同病毒颗粒，以进一步进行高分辨率三维冷冻电子断层扫描分析。最后一步是针对所有含有HIV-1病毒颗粒的已识别位置，采集倾斜系列的冷冻电镜投影图像，并使用imod软件通过加权反投影算法重建三维断层图像。最终，结合先进的三维关联活细胞荧光显微镜与高分辨率冷冻电子断层扫描技术，可直接观察动态的、衍射受限的病毒颗粒及其与宿主细胞的相互作用。我们的研究旨在开发一种关联成像方法，以实现仅对单次 HIV 感染事件进行直接可视化。通过将活细胞荧光显微成像、冷冻荧光显微成像与冷冻电子断层扫描技术相结合，可利用活细胞和冷冻荧光信号显著指导冷冻电子断层扫描中的样本筛选。此外，冷冻电子断层扫描所获得的结构信息可与通过活细胞成像获取的荧光标记靶标的动态功能数据相互补充。该技术相较于现有方法的主要优势在于，将先进的关联性高速三维活细胞成像与高分辨率三维冷冻电子断层扫描技术相结合，用于研究那些本质上难以捕捉的动态过程，例如 HIV-1 与宿主细胞在感染早期的相互作用。将200目R型二比二方华膜金质EM寻格的碳面朝下，在25毫安条件下进行25秒的电晕放电处理，以制备用于细胞培养的载网。将EM载网碳面朝下漂浮于40微升、浓度为50微克/毫升的纤维连接蛋白溶液液滴上，使其包被纤维连接蛋白。随后将其置于超净台紫外灯下照射2小时以消毒。将HeLa细胞以每毫升2×10⁴个细胞的密度接种于载网上，并置于玻璃底培养皿中培养。在含有适当补充物的DMEM中，于37摄氏度、5%二氧化碳条件下孵育细胞约18小时，于HIV-1感染前，向玻璃底培养皿中的HeLa细胞加入荧光细胞示踪剂，并在37摄氏度下孵育10分钟，以使细胞摄取荧光染料，随后用PBS洗涤细胞，并加入50 µL预热的新鲜培养基。将培养皿置于扫场共聚焦显微镜的活细胞培养室中，保持37摄氏度。由于冷冻电镜需要样品相对较薄的区域。选择多个视野区域，每个区域包含一个到三个细胞，且细胞处于两次有丝分裂之间、形态最铺展且扁平的阶段，使用 NIS 元素软件记录这些位置，以供后续成像使用。接着，用含有 G-F-P-V-P-R 的 VSVG 假型 HIV-1 颗粒感染细胞，并将病毒颗粒加入培养皿的底部小室中，注意不要扰动电镜网格。由于成像位置已预先选定并保存，因此在加入病毒后应立即在先前选定的位置采集 20 至 40 分钟的时间序列高速三维共聚焦图像。共聚焦活细胞成像后，立即将培养皿放置于冰冷却的铜块上，并转移至冷冻电镜样品制备室。将电镜载网装入专用镊子中，用滤纸迅速吸去残留的培养基，立即在载网上滴加数微升含有15纳米金颗粒和0.2微米荧光微球的混合溶液。其中荧光微球用于辅助荧光成像与冷冻电镜之间的关联定位。将镊子装载到玻璃化冷冻装置上，用于浸入式冷冻，并优化吸水参数以获得最佳结果。开始进行冷冻荧光显微成像实验时，将干燥的氮气管路连接至套在物镜镜头上的套筒，以保持镜头温暖并防止结霜；将自制的冷冻荧光样品台安装到倒置荧光显微镜上。将冷冻样品台的液氮进液口连接至自加压杜瓦瓶，并将液氮溢流保护出口置于合适的容器中。将冷冻水合样品载网放入铜块上的电镜样品盒中，并在上方放置预冷的C型夹环以固定载网。将样品盒置于冷冻载物台的内腔中，搜索并定位活细胞成像数据中的相同病毒颗粒。由于电镜载网具有索引标记，因此可在活细胞图像和冷冻荧光图像中直接定位网格上的同一颗粒。在低温条件下，使用配备长工作距离物镜的光学显微镜，在已确定的位置获取低温微分干涉（DIC）图像和荧光图像。在进行低温荧光成像时，需定期检查低温载物台中的液氮液位，并根据需要使用自加压液氮罐补充液氮，以确保样品载物台温度始终低于零下170摄氏度，满足低温电子断层扫描的要求。将样品载网装载至配备场发射枪的电子显微镜的低温转移站中，在低剂量搜索模式下以140倍放大倍率进行观察。确定已获取冷冻荧光图像的区域或网格方格。在低剂量搜索模式下，以 3,500 倍放大倍率记录相关区域的低倍冷冻透射电镜图像，并将位置信息保存至一个载物台文件中。插入 100 微米的物镜光阑进行搜索，并将所有与 GFP 信号相关联的位置保存至第二个载物台文件中。设置用于采集倾转系列图像的断层扫描参数，包括倾转角度范围、电子剂量、离焦值和倾转方案。对所有已保存的位置采集倾转系列图像以启动此流程。配置主窗口，以便可同时调整或监控Tomo Graham计算的多个阶段，修改必要的参数，并执行各处理步骤所需的具体程序。在最后阶段，创建一个主残差误差小于0.6的完全对齐的图像堆栈，并使用加权反投影算法重建断层图像（Toms），以表征病毒颗粒的动态行为。通过高速共聚焦活细胞显微镜对感染了HIV-1的HeLa细胞进行成像，并利用自动化的三维颗粒追踪技术分析颗粒的运动。在此代表性图示中，通过三维共聚焦图像序列追踪了由黄色箭头指示的单个绿色荧光病毒颗粒，帧间时间间隔为三分钟，以避免在采集最后一张共聚焦活细胞图像与快速冷冻之间出现数分钟的时间延迟。设计并构建了一种用于冷冻荧光光学显微镜的成像平台，用于在冷冻电镜样品盒内对冷冻水合样品进行成像。图A显示了光学显微镜下的一个自加压杜瓦瓶，其中装有液氮，用于冷却铜制冷冻样品台。图B显示了冷冻样品台内部的顶部视图，白色箭头指示内腔位置。样品载网放置在透射电子显微镜（TEM）样品盒上，该样品盒位于铜块平台的中心，黑色箭头所指即为此铜块平台。该平台专为与非偏振电子显微镜配合使用而设计。将载有样品的载网装入后， cartridges 转移至内腔进行冷冻荧光显微成像。显微镜面板 C 和 D 分别显示了在使用非偏振冷冻电子显微镜时，为固定载网而放置铜环之前和之后的样品 cartridge。通过直接观察荧光标记的HIV V一型颗粒与宿主HeLa细胞的相互作用，展示了该方法在高级相关性活细胞显微镜和冷冻电子断层扫描中的应用价值。图A所示为使用冷冻光学显微镜载物台记录的DIC图像，与图B中显示的GFP标记颗粒的冷冻荧光图像叠加。标记颗粒以彩色显示。图C、D和E（红色边框）分别为包含图B和图C中圈出的荧光颗粒区域的低剂量冷冻透射电镜图像，放大倍数分别为140 × 3、5,500 × 和27,500 ×。图E插图是在获取断层倾斜系列图像后记录的放大视图，图FG和H展示了在Z方向上相距21纳米的三个厚度为四纳米的断层切片。粒子与helo细胞膜之间的连接在插图的投影图像以及图E和断层切片中均以箭头标示。在图F和g中。我们介绍了一套简明的实验方案，用于建立一种先进的关联分析方法，通过时间序列共聚焦脂质细胞荧光成像结合冷冻电子断层扫描技术，研究病毒与无菌环境之间的动态相互作用。在实施该实验流程时，需特别注意荧光图像与电子显微镜图像之间精确且可靠的关联，这对成功获取冷冻电子断层图像至关重要。本方法所获得的数据将广泛适用于细胞生物学中涉及动态细胞过程的多种研究，例如细胞信号转导及表面受体内化等。

动态相互作用三维结构分析的关联显微技术

探索更多视频