Name: 蛛网膜下腔出血的小鼠模型 (视频) | JoVE Journal
Uploaded: 2013-11-21T14:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 40 s
Description: 学习使用血管内穿刺法建立小鼠蛛网膜下腔出血模型，通过监测颅内压和脑灌注参数实现标准化操作。该方法支持转基因动物研究，为探索出血后早期脑缺血机制提供可靠工具。

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本研究由 Solorz-Zak 研究基金会资助。

所有手术程序均经过伦理审查，并获得上巴伐利亚政府批准（参考编号：55.2-1-54-2532.3-13-13 和 -2532-136-11）。实验动物为雄性 C57BL/6 小鼠，体重约为 25 g。
1. 动物准备
<ol>
	<li>将小鼠放入麻醉诱导舱中，通入5%异氟烷气体，直至动物失去意识。</li>
	<li>腹腔注射预混麻醉剂：芬太尼（0.05 mg/kg）、咪达唑仑（5 mg/kg）和美托咪啶（0.5 mg/kg）。操作前及操作过程中需定期检查动物反射。为维持麻醉状态，每小时追加初始剂量的三分之一。</li>
	<li>使用由20 G静脉导管制成的导管进行经口气管插管11。插管时将动物固定于倾斜平台（30°），用弯头镊子牵拉舌头，在手术显微镜下观察声门，并在吸气相将导管插入气管。</li>
	<li>将小鼠置于俯卧位，用一小块棉花或微型二氧化碳监测仪确认导管位置是否正确。</li>
	<li>将气管插管连接至呼吸机，以含25%氧气的空气进行通气，通气频率为180–220次/分钟，潮气量为200–250 μl。</li>
	<li>将气管插管连接至微型二氧化碳监测仪，通过调节通气频率，维持呼气末pCO2在30 mmHg。</li>
	<li>插入直肠温度探头，并将动物置于加热垫上，以维持37 °C的核心体温。</li>
	<li>将环形脉搏血氧饱和度传感器固定于右后足。</li>
	<li>用剪刀在颅骨上方剪开皮肤，切口长约0.5 cm，位于耳与眼之间。</li>
	<li>用手术刀从颞骨上分离左侧颞肌。</li>
	<li>将激光多普勒血流仪（LDF）探头粘附于左侧颞骨表面，保持探头位置固定，直至胶水完全固化。</li>
	<li>使用牙科钻在左侧颞骨上钻一个直径约1.5 mm的孔，同时用生理盐水冷却骨骼，防止热损伤。</li>
	<li>将颅内压（ICP）探头插入颅腔，尽可能向背侧推进，以避免脑组织损伤和出血。</li>
	<li>当探头到达正确位置后，用牙科水泥固定并密封探头，静置5分钟使水泥干燥。</li>
	<li>小心将小鼠翻转为仰卧位。</li>
	<li>为实现持续血压监测，对左侧股动脉进行插管。</li>
	<li>将股动脉导管连接至血压监测装置。</li>
</ol>
2. 蛛网膜下腔出血（SAH）诱导
<ol>
	<li>用剪刀从胸骨向头部方向剪开皮肤至下颌（2 cm）。钝性分离结缔组织，并将唾液腺推向一侧。</li>
	<li>暴露左侧颈总动脉（CCA）并进行游离。注意保护迷走神经，该神经与 CCA 位于同一结缔组织鞘内。继续向头侧分离，采用相同技术暴露并游离颈内动脉（ICA）和颈外动脉（ECA）。</li>
	<li>尽可能向头侧高位结扎 ECA。</li>
	<li>在 ECA 上预先设置另外两个用于固定栓线的结扎线。</li>
	<li>使用微夹暂时阻断 CCA 和 ICA。用微夹施夹器放置微夹，并通过轻柔回拉确认夹闭到位。</li>
	<li>使用血管剪在 ECA 上剪开一个小口，用于插入栓线。</li>
	<li>将一根长度为 12 mm 的 Prolene 5-0 栓线插入 ECA。</li>
	<li>用预先设置的一个结扎线封闭插入部位。</li>
	<li>使用微夹施夹器移除 CCA 和 ICA 上的微夹。</li>
	<li>用镊子将栓线沿 ICA 向头侧推进，直至颅内压（ICP）升高。ICP 的突然升高提示出血已诱导成功。</li>
	<li>立即撤回栓线，并通过连续收紧两个预先设置的结扎线来结扎 ECA，以防止插入部位出血。</li>
	<li>缝合皮肤切口。</li>
	<li>继续监测动物的生理参数 20 分钟。</li>
	<li>移除 ICP 和激光多普勒血流（LDF）探头，并缝合皮肤切口。</li>
</ol>
3. 实验结束
<ol>
	<li>经心脏灌注20 ml生理盐水（室温），随后灌注20 ml含4%多聚甲醛的PBS溶液（4 °C）。</li>
	<li>将脑组织从颅骨中分离。沿颅骨中线及眶腔之间剪开颅骨，然后剥离骨组织以暴露脑组织。</li>
	<li>评估蛛网膜下腔中的血液分布情况。</li>
</ol>
4.&#160;生存手术情况下的注意事项（视频中未展示）
<ol>
	<li>麻醉诱导后立即皮下注射卡洛芬（4 mg/kg）以进行术后镇痛。在术后观察期间，每24小时皮下注射一次卡洛芬（4 mg/kg）。</li>
	<li>采用无创血压监测系统，替代有创血压测量。</li>
	<li>为终止麻醉，皮下注射拮抗剂：纳洛酮（1.2 mg/kg）、氟马西尼（0.5 mg/kg）和阿替美唑（2.5 mg/kg）。</li>
	<li>拔除气管插管。</li>
	<li>动物反射恢复后，将其放入预热的保温舱中。保持环境温度约为32 °C，持续24小时。</li>
	<li>术后数小时内应定期检查动物的自主呼吸情况及其总体状况。若脑干受到影响，动物将出现呼吸困难，应实施安乐死。&#160;</li>
	<li>术后每日定期评估动物的总体状况、体重，以及神经功能和感觉功能缺损情况15。</li>
</ol>

<ol><li>Cahill, J., Zhang, J. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Subarachnoid+hemorrhage%3A+is+it+time+for+a+new+direction%5BTitle%5D)+AND+%22Stroke%22%5BJournal%5D)">Subarachnoid hemorrhage: is it time for a new direction.</a> Stroke. 40, 86-87 (2009).</li>
<li>van Gijn, J., Kerr, R. S., Rinkel, G. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Subarachnoid+haemorrhage%5BTitle%5D)+AND+%22Lancet%22%5BJournal%5D)">Subarachnoid haemorrhage.</a> Lancet. 369, 306-318 (2007).</li>
<li>Lin, C. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+murine+model+of+subarachnoid+hemorrhage-induced+cerebral+vasospasm%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurosci.+Methods%22%5BJournal%5D)">A murine model of subarachnoid hemorrhage-induced cerebral vasospasm.</a> J. Neurosci. Methods. 123, 89-97 (2003).</li>
<li>Altay, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+novel+method+for+subarachnoid+hemorrhage+to+induce+vasospasm+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurosci.+Methods%22%5BJournal%5D)">A novel method for subarachnoid hemorrhage to induce vasospasm in mice.</a> J. Neurosci. Methods. 183, 136-140 (2009).</li>
<li>Feiler, S., Friedrich, B., Scholler, K., Thal, S. C., Plesnila, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Standardized+induction+of+subarachnoid+hemorrhage+in+mice+by+intracranial+pressure+monitoring%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurosci.+Methods%22%5BJournal%5D)">Standardized induction of subarachnoid hemorrhage in mice by intracranial pressure monitoring.</a> J. Neurosci. Methods. 190, 164-170 (2010).</li>
<li>Bederson, J. B., Germano, I. M., Guarino, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cortical+blood+flow+and+cerebral+perfusion+pressure+in+a+new+noncraniotomy+model+of+subarachnoid+hemorrhage+in+the+rat%5BTitle%5D)+AND+%22Stroke%22%5BJournal%5D)">Cortical blood flow and cerebral perfusion pressure in a new noncraniotomy model of subarachnoid hemorrhage in the rat.</a> Stroke. 26, 1086-1091 (1995).</li>
<li>Veelken, J. A., Laing, R. J., Jakubowski, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+Sheffield+model+of+subarachnoid+hemorrhage+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Stroke%22%5BJournal%5D)">The Sheffield model of subarachnoid hemorrhage in rats.</a> Stroke. 26, 1279-1283 (1995).</li>
<li>Kamii, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Amelioration+of+vasospasm+after+subarachnoid+hemorrhage+in+transgenic+mice+overexpressing+CuZn-superoxide+dismutase%5BTitle%5D)+AND+%22Stroke%22%5BJournal%5D)">Amelioration of vasospasm after subarachnoid hemorrhage in transgenic mice overexpressing CuZn-superoxide dismutase.</a> Stroke. 30, 867-871 (1999).</li>
<li>Parra, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mouse+model+of+subarachnoid+hemorrhage+associated+cerebral+vasospasm%3A+methodological+analysis%5BTitle%5D)+AND+%22Neurol.+Res%22%5BJournal%5D)">Mouse model of subarachnoid hemorrhage associated cerebral vasospasm: methodological analysis.</a> Neurol. Res. 24, 510-516 (2002).</li>
<li>Broderick, J. P., Brott, T. G., Duldner, J. E., Tomsick, T., Leach, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Initial+and+recurrent+bleeding+are+the+major+causes+of+death+following+subarachnoid+hemorrhage%5BTitle%5D)+AND+%22Stroke%22%5BJournal%5D)">Initial and recurrent bleeding are the major causes of death following subarachnoid hemorrhage.</a> Stroke. 25, 1342-1347 (1994).</li>
<li>Thal, S. C., Plesnila, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Non-invasive+intraoperative+monitoring+of+blood+pressure+and+arterial+pCO2+during+surgical+anesthesia+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurosci.+Methods%22%5BJournal%5D)">Non-invasive intraoperative monitoring of blood pressure and arterial pCO2 during surgical anesthesia in mice.</a> J. Neurosci. Methods. 159, 261-267 (2007).</li>
<li>Hockel, K., Trabold, R., Scholler, K., Torok, E., Plesnila, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Impact+of+anesthesia+on+pathophysiology+and+mortality+following+subarachnoid+hemorrhage+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Exp.+Transl.+Stroke+Med%22%5BJournal%5D)">Impact of anesthesia on pathophysiology and mortality following subarachnoid hemorrhage in rats.</a> Exp. Transl. Stroke Med. 4, 5(2012).</li>
<li>Wang, Z., Schuler, B., Vogel, O., Arras, M., Vogel, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((What+is+the+optimal+anesthetic+protocol+for+measurements+of+cerebral+autoregulation+in+spontaneously+breathing+mice%3F%5BTitle%5D)+AND+%22Exp.+Brain+Res%22%5BJournal%5D)">What is the optimal anesthetic protocol for measurements of cerebral autoregulation in spontaneously breathing mice?</a> Exp. Brain Res. 207, 249-258 (2010).</li>
<li>Schwartz, A. Y., Masago, A., Sehba, F. A., Bederson, J. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Experimental+models+of+subarachnoid+hemorrhage+in+the+rat%3A+a+refinement+of+the+endovascular+filament+model%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurosci.+Methods%22%5BJournal%5D)">Experimental models of subarachnoid hemorrhage in the rat: a refinement of the endovascular filament model.</a> J. Neurosci. Methods. 96, 161-167 (2000).</li>
<li>Feiler, S., Plesnila, N., Thal, S. C., Zausinger, S., Scholler, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Contribution+of+matrix+metalloproteinase-9+to+cerebral+edema+and+functional+outcome+following+experimental+subarachnoid+hemorrhage%5BTitle%5D)+AND+%22Cerebrovasc.+Dis%22%5BJournal%5D)">Contribution of matrix metalloproteinase-9 to cerebral edema and functional outcome following experimental subarachnoid hemorrhage.</a> Cerebrovasc. Dis. 32, 289-295 (2011).</li>
</ol>

作者无任何利益冲突需要披露。

蛛网膜下腔出血（SAH）后的治疗选择有限，且大多疗效不佳。因此，需进一步理解出血后脑损伤的病理生理机制，以识别新的治疗靶点并开发新型治疗策略。在基因修饰动物中建立标准化且可重复性良好的动物模型， 即 小鼠对于此类研究至关重要。由于脑池注血（CWp）模型在病理生理学上与人类蛛网膜下腔出血（SAH）高度相似，已成为SAH研究中广泛使用的模型；然而，该模型在小鼠中的应用受限于较低的可重复性以及较高的个体间变异。模型的变异主要源于不同的麻醉方案，这些方案会改变动物的生理状态。此外，由于血管反应性、血压及凝血功能的个体差异，动物间的出血量也存在差异。12因此，在整个实验过程中监测生理状况，并建立可降低该模型变异性的手术和监测方案至关重要。
蛛网膜下腔出血（SAH）后血液在不同物种间的分布可能存在差异。在大鼠模型中，血液似乎在两侧大脑半球中均匀分布6。由于人类大脑具有沟回状结构，血液更可能主要沿脑沟分布，而非主要沿血管走行。另一方面，供应大脑的动脉通常走行于这些脑沟内，例如大脑中动脉（MCA）位于外侧裂中。因此，啮...

蛛网膜下腔出血（SAH）是患者预后最差的卒中亚型：40%的患者在出血后一个月内死亡1，而幸存者中很少有人获得临床意义上的良好预后。
绝大多数自发性蛛网膜下腔出血（SAH）（80%）由颅内动脉瘤破裂引起，这些动脉瘤大多位于前交通动脉、后交通动脉、基底动脉以及大脑中动脉（MCA）2。
此类动脉瘤在动物体内难以建模，因此蛛网膜下腔出血（SAH）的动物模型通常通过将血液注入蛛网膜下腔或脑室，或通过血管内穿刺破坏蛛网膜下腔血管来建立。
将自体血注入小脑延髓池操作简便且可重复，因为血容量可直接控制3。然而，该方法无法模拟蛛网膜下腔出血（SAH）病理生理学的某些方面，例如血管损伤。另一种诱导SAH的技术方法是开放颅内静脉4。
然而，大脑中动脉（MCA）分支处的管内穿孔法似乎是目前最接近人类病理生理过程的建模方法5。该方法最初由Bederson及其同事以及Veelken及其同事分别在大鼠中建立并首次描述6,7。随后，管内穿孔模型被应用于小鼠8,9。实验中将一根细丝经由颈外动脉（ECA）插入，并通过颈内动脉（ICA）推进至颅底。在MCA的分叉处，细丝穿破血管壁，导致血液进入颅底的蛛网膜下腔。随后，血液沿脑裂和血管扩散至其余蛛网膜下腔区域。穿孔部位的血凝块形成可自行止血，但亦可能发生再出血，而再出血在患者中常具有严重的不良影响10。因此，近年来血管内细丝模型已成为广泛应用的蛛网膜下腔出血（SAH）模型。该穿孔模型最常被提及的缺点是出血量无法直接控制，因而可能存在较大变异性。通过严格调控动物的生理状态以及出血后的颅内压（ICP），可显著降低这种变异性。
小鼠的一大优势在于可获得大量基因修饰品系。然而，由于其体型较小，手术操作通常比在较大物种中更为复杂。 例如 大鼠或家兔。因此，将为大鼠开发的技术缩小规模用于小鼠时，往往无法达到预期结果， 例如 由于小鼠的体重和血容量非常有限，应尽可能采用无创技术进行血压和血气分析，以及血红蛋白饱和度和心率监测。因此，本论文的目的是介绍用于小鼠蛛网膜下腔出血（SAH）的丝线穿孔模型，并演示如何以标准化且高度可重复的方式实施该模型。

<table><tbody><tr><td colspan="4">&lt;强&gt;仪器设备&lt;/strong&gt;</td></tr><tr><td>手术显微镜</td><td>Leica</td><td>KL2500</td><td></td></tr><tr><td>异氟烷蒸发器</td><td>哈佛仪器</td><td>连续流动汽化器</td><td></td></tr><tr><td>呼吸器</td><td>Hugo Sachs</td><td>Minivent 845</td><td></td></tr><tr><td>微型二氧化碳监测仪</td><td>雨果·萨克斯</td><td>340型</td><td></td></tr><tr><td>温度控制器</td><td>FHC</td><td>直流温度控制器</td><td></td></tr><tr><td>牙科钻头</td><td>Paggen</td><td>Labset- N</td><td></td></tr><tr><td>颅内压监测仪</td><td>Codman</td><td>ICP监测仪</td><td></td></tr><tr><td>血压监测仪</td><td>AD Instruments</td><td>Bridge Amp FE221</td><td></td></tr><tr><td>注射泵</td><td>World Precision Instruments</td><td>SP101IZ</td><td></td></tr><tr><td>脉搏血氧仪</td><td>Kent Scientific</td><td>MouseSTAT</td><td></td></tr><tr><td>LDF</td><td>Perimed</td><td>Periflux 5000</td><td></td></tr><tr><td>模拟数据监测器</td><td>AD Instruments</td><td>Power Lab 16/35</td><td></td></tr><tr><td colspan="4">&lt;强&gt;材料&lt;/strong&gt;</td></tr><tr><td>用于ICP探头固定的水泥</td><td>Speiko</td><td>羧酸盐水泥</td><td></td></tr><tr><td>用于LDF探头固定的胶水</td><td>Bob Smith Industries</td><td>氰基丙烯酸酯胶水（Maxi Cure 和 Insta Set）</td><td></td></tr><tr><td>静脉导管</td><td>强生</td><td>Jelco 翼状静脉留置针；货号 4076</td><td>改良型气管插管导管</td></tr><tr><td>股动脉导管用导管</td><td>Smiths Medical</td><td>细孔聚乙烯导管；内径 0.28 mm，外径 0.61 mm；货号 800/100/100</td><td>剪切成30 cm长度</td></tr><tr><td>用于血管穿孔的导丝</td><td>Ethicon</td><td>Prolene 5-0</td><td>切成12 mm长度</td></tr><tr><td>外科手术器械</td><td>精细科学仪器</td><td>医用镊子 #5，8 cm 血管剪，4 mm 咬合面微型夹</td><td></td></tr></tbody></table>

一种蛛网膜下腔出血的小鼠模型

A Murine Model of Subarachnoid Hemorrhage

本视频出版物介绍了一种标准化的小鼠蛛网膜下腔出血（SAH）模型。通过血管内Willis环穿孔（CWp）诱导出血，并通过颅内压（ICP）监测确认出血成功。该方法可实现动脉循环周围蛛网膜下腔及小脑裂隙中血液分布均匀。动物生理状态通过气管插管、机械通气以及对多种生理和心血管参数的连续在线监测加以维持：包括体温、系统血压、心率和血红蛋白饱和度。由此可严密监控脑灌注压，从而减少外渗血量的变异性。这有助于提高小鼠血管内丝线穿孔模型的标准化程度，使整个模型具有高度可重复性。因此，该模型可广泛应用于野生型及基因修饰小鼠的药理学和病理生理学研究。

死亡率
一旦掌握手术技术，该操作不会引起任何术中死亡。此外，几乎在所有动物中均可成功实现放血。术后死亡率为30-40%，其中大多数动物在术后第1天死亡（图5）。
蛛网膜下腔出血后颅内压数值
出血前的颅内压（ICP）约为 4 mmHg。出血导致颅内压急剧升高，可达 120 mmHg。随后，颅内压在 5 分钟内稳定在约 30 mmHg（图 1）。出血后 24 小时，颅内压仍轻度升高至 10 mmHg5。
蛛网膜下腔出血后血压
诱导出血后血压立即升高（图2）。这是由于颅内压升高引发的库欣反射所致。
蛛网膜下腔出血后脑灌注
诱导出血后，可监测到脑灌注显著下降。损...

本文描述了一种通过 Willis 环内腔穿孔建立标准化小鼠蛛网膜下腔出血模型的方法。通过颅内压监测来观察血管穿孔和蛛网膜下腔出血情况，同时记录并控制多种生命体征参数，以维持生理状态的稳定。

在本视频出版物中，介绍了一种标准化的蛛网膜下腔出血（SAH）小鼠模型。出血通过 Willis 环血管内穿刺诱导……

本实验的总体目标是在小鼠中诱导出标准化的蛛网膜下腔出血。首先，将麻醉后的小鼠连接至监测设备，以在手术过程中监控其生理状态；第二步是安装用于监测脑灌注和颅内压的关键传感器，这些参数对出血诱导至关重要。接下来，通过血管内细丝穿孔法诱导蛛网膜下腔出血。最后一步是灌注动物并分离脑组织，以观察外渗血液的分布情况。与使用Rex动物相比，该技术在小鼠中进行的主要优势在于我们可以利用转基因动物。通常，初次接触该方法的研究人员会面临困难，因为在小鼠中进行插管、多模态生理监测以及血管准备等操作均具有较高难度。该方法的可视化演示至关重要，因为手术步骤较难掌握。本次操作演示将由我实验室的博士研究生 Catherine Shula 完成。她拥有超过两年进行该SAH模型操作的经验。开始时，将麻醉后的动物置于倾斜平台，在显微镜下操作，使用弯头镊子牵拉舌头以暴露声门。一旦看清，在吸气相用由20号静脉导管制成的导管进行气管插管。接下来，将小鼠置于俯卧位，并用一小块棉花或微型二氧化碳监测仪检查气管插管位置是否正确。将插管连接至呼吸机，使用室内空气并补充25%氧气对小鼠进行通气。将插管连接至微型二氧化碳监测仪。通过调节通气频率，维持呼气末二氧化碳分压在30毫米汞柱。插入直肠温度探头后，将动物置于加热垫上以维持体温在37摄氏度，并将环形脉搏血氧饱和度传感器放置于右后爪。接着，从眼睛到耳朵做一切口。牵开皮肤，并将左侧颞肌从颞骨上分离。暴露后，将激光多普勒血流仪探头粘附在左侧颞骨上。将探针固定在位置上，直至胶水硬化。钻孔时，在左侧颞骨上钻一个直径约1.5毫米的孔，并用生理盐水冷却骨骼。为防止热损伤，将颅内压探头插入颅腔，并尽可能向背侧推进，以避免组织损伤和出血。探头正确放置后，用牙科水泥固定并密封，静置干燥五分钟。水泥干燥后，小心将小鼠转为仰卧位。采用标准技术，对左侧股动脉进行插管以实现连续血压监测。插管到位后，将股动脉导管连接至血压监测装置。首先，使用剪刀从胸骨至钝性下颌处切开皮肤。切开结缔组织，将唾液腺推开，以暴露左侧颈总动脉。从周围组织中分离颈总动脉，注意不要损伤位于同一结缔组织鞘内的迷走神经。接着，仔细暴露并分离颈内动脉和颈外动脉。分离后，尽可能向头侧结扎颈外动脉（ECA），预先用施夹器在ECA上放置另外两个结扎线以备后续使用，同时用微型夹暂时阻断颈总动脉（CCA）和颈内动脉（ICA）。轻轻回拉夹子，确保其正确夹闭。为诱导出血，我们使用一根12毫米长的Proline 5-0缝合丝线。使用血管剪在颈外动脉上剪开一个小孔，插入线栓。线栓就位后，使用预先准备好的结扎线封闭插入部位。接着，用微夹钳移除微夹，以诱导出血。将细丝推进至颈内动脉（ICA），直至颅内压（ICP）升高。一旦ICP突然升高，提示出血已诱导成功，应立即撤出细丝，并通过连续结扎预先设置的两处结扎线来闭合颈外动脉（ECA），以防止插入部位出血。缝合皮肤切口，并继续监测动物生理参数20分钟。此阶段结束后，在经心灌注后移除颅内压（ICP）和激光多普勒血流（LDF）探头。取出脑组织，评估蛛网膜下腔的血液分布情况；出血前颅内压约为4毫米。汞灌注导致颅内压急剧升高，可达120毫米。随后，汞测得的颅内压在约五分钟内稳定在30毫米汞柱左右。此外，出血后血压立即升高。出血诱导后，具有代表性的激光多普勒血流仪数值显示脑灌注显著下降，随后在损伤发生后五分钟内出现个体差异性的再灌注。在此示例中，可观察到沿脑供血动脉及小脑裂隙的血液分布情况。出血后三小时，红线指示沿脑供血动脉的血液分布。与对侧半球相比，出血同侧区域覆盖的血液更多。此处显示的是49只雄性C57BL/6小鼠在蛛网膜下腔出血（SAH）后的生存曲线。在进行该操作时，重要的是监测生理状况，以确保出血量具有可重复性。该技术为视网膜下出血领域的研究人员探索脑缺血损伤早期的病理机制奠定了基础。

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科研

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医学

蛛网膜下腔出血的小鼠模型

动脉瘤性蛛网膜下腔出血（SAH）是指动脉瘤破裂后血液流入蛛网膜下腔所引起的出血。尽管由于治疗手段的不断改进，该疾病的发病率和死亡率已呈下降趋势，但蛛网膜下腔出血后脑血管痉挛的风险仍与数年前持平。自1979年Barry et al. 首次在实验性脑血管痉挛模型中使用大鼠以来，建立一种全面且可重复的动物模型以识别脑血管痉挛的启动事件，一直是研究的重点。早期在大鼠中的研究表明，向小脑延髓池单次注射自体血可导致急性（数分钟内发生）但不会引起迟发性脑血管痉挛3, 6,...

一种低死亡率的大鼠模型用于评估实验性蛛网膜下腔出血后迟发性脑血管痉挛

本视频展示了通过血管内穿刺法在小鼠模型中诱导蛛网膜下腔出血的操作过程。对麻醉后的小鼠颈部区域进行切口，以暴露颈总动脉及其分叉部位。将一根细丝经动脉插入，穿刺颅内动脉分支，从而诱导蛛网膜下腔出血。...

通过血管内穿刺法在小鼠模型中诱导蛛网膜下腔出血

本视频演示了建立蛛网膜下腔出血大鼠模型的操作步骤。对麻醉后的大鼠植入探针，用于测量颅内压和脑血流量。确定目标位置后，将针头插入视交叉前位置。随后将自体血注入蛛网膜下腔，导致颅内压升高、脑血流量下降，从而成功建立模型。...

建立自体血注射诱导的蛛网膜下腔出血大鼠模型

兔实验性颅内压控制的血液分流蛛网膜下腔出血（SAH）模型结合了标准操作步骤——锁骨下动脉插管和经皮小脑延髓池穿刺，可高度模拟人类SAH后的病理生理状态。本文提供了详细的分步操作说明，并讨论了成功建立实验性SAH模型的关键手术要点。...

用于研究蛛网膜下腔出血急性期与远期后遗症的兔血液分流模型：技术要点

本文旨在介绍一种方法，该方法可在小鼠微计算机断层扫描后实现脑血管树的三维重建，并测定整个血管节段的体积，可用于量化蛛网膜下腔出血小鼠模型中的脑血管痉挛。...

一种用于量化蛛网膜下腔出血小鼠模型中脑血管痉挛的容积法

本方案中，我们描述了一种通过向小脑延髓池两次注射自体全血来建立标准化的蛛网膜下腔出血（SAH）小鼠模型的方法。这种双次注射操作具有高度的标准化，属于一种中度至急性SAH模型，且在死亡率方面相对安全。...

经大池双次直接注射血液作为蛛网膜下腔出血模型

蛛网膜下腔出血在人类中仍具有较高的死亡率和致残率。为了促进对该疾病及其病理生理机制的进一步研究，本文介绍了一种视交叉前单次注射模型。...

在大鼠模型中通过视交叉前单次注射自体血诱导实验性蛛网膜下腔出血

本文介绍了一种标准化的蛛网膜下腔出血（SAH）小鼠模型，通过血管内细丝穿刺法诱导，并在术后24小时结合磁共振成像（MRI）以确认出血部位准确，并排除其他相关的颅内病理改变。...

蛛网膜下腔出血的血管内穿孔模型结合磁共振成像（MRI）

一种可用于在生理和病理生理条件下评估治疗化合物的皮肤伤口愈合小鼠模型。...

小鼠伤口愈合模型

动脉瘤腔内移植物隔绝术后组织学和生物化学的改变仍不明确。我们描述了一种在小鼠动脉瘤模型上进行腔内移植物植入的新方法。通过分析血栓形成情况（包括存在或不存在持续血液循环界面的情况）以及评估新型血管内生物材料，该模型将有助于更深入地理解血管内动脉瘤隔绝术的病理生物学机制。...

一种新的小鼠血管内腹主动脉瘤修复模型

学习使用血管内穿刺法建立小鼠蛛网膜下腔出血模型，通过监测颅内压和脑灌注参数实现标准化操作。该方法支持转基因动物研究，为探索出血后早期脑缺血机制提供可靠工具。

一种蛛网膜下腔出血的小鼠模型

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