Name: 基于细胞治疗心脏衰竭大鼠:双开胸心肌梗死和细胞与生物基质植入心外膜 (视频) | JoVE Journal
Uploaded: 2014-09-22T13:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 11 s
Description: 学习在大鼠模型中通过双开胸手术进行冠状动脉结扎和心外膜细胞与生物基质植入的微创技术。该方法可降低手术风险并优化心脏修复材料的固定效果，为心力衰竭治疗研究提供可靠方案。

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作者感谢 Hendrik Tevaearai 教授及心血管外科为本研究初期提供的资金支持。

注意：Lewis 雄性和雌性大鼠，体重 200–220 g，在标准实验室条件下饲养（12 小时光照/12 小时黑暗循环， 随意 水和食物，IVC笼具）。所有动物的处理均遵循FELASA建议及瑞士动物保护法的要求。
1. 细胞制备：从骨髓中分离间充质干细胞
<ol>
	<li>用 5% 异氟烷和 O₂ 麻醉大鼠2 5 L/min 的流速在诱导室中麻醉 5 分钟。将动物的鼻部放入连接麻醉系统的鼻罩中。通过脚趾或尾部夹捏反应确认麻醉效果。</li>
	<li>用剪刀从踝关节到髋关节处剪开并去除腿部皮肤。去除肌肉组织，切断股动脉以使动物放血。暴露髋关节并脱位股骨头，注意不要损伤股骨头。将骨骼置于含无菌磷酸盐缓冲液（PBS）的50 ml塑料管中。</li>
	<li>去除骨骼上的所有肌肉和韧带，注意不要破坏骨骼。注意：必须保持骨骼完整，以避免灌注液渗漏或被乙醇污染。将剥离干净的骨骼置于70%乙醇中冲洗5分钟。</li>
	<li>在无菌超净工作台内，用剪刀剪去骨骼的两端。从骨骼末端注入无菌 PBS 冲洗骨髓。将骨髓收集至 15 ml 离心管中。300 × g 离心 7 分钟。</li>
	<li>弃去上清液。将沉淀重悬于3 ml红细胞裂解缓冲液中，室温孵育1分钟，然后以300 × g离心7分钟。在150 ml培养瓶中加入无菌细胞培养基（395 ml IMDM培养基、5 ml青霉素/链霉素、100 ml FBS），接种细胞。 </li>
	<li>第二天更换培养基以去除非贴壁细胞。
	<ol>
		<li>每两天更换一次培养基，持续2-3周，直至获得所需细胞数量。</li>
		<li>或者，根据需要并按照其他文献所述方法，将细胞接种到固体基质上以制备生物移植物3.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>心脏植入当天，在心外膜应用前立即准备细胞或收获生物移植物。
	<ol>
		<li>使用Accutase细胞消化液收集细胞。计数细胞。取适量细胞悬液，加入1.5 ml离心管中以获得所需数量的细胞。在300 × g条件下离心7分钟，弃去上清液。</li>
		<li>或者，从细胞培养基中收获生物移植物，用无菌 PBS 洗涤，并置于不含血清的新鲜培养基中保存。</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
2. 首次开胸术与左前降支结扎
<ol>
	<li>称重大鼠。将加热垫调至37 °C。在诱导室中使用5%异氟烷和5 L/min的100% O2对大鼠进行麻醉，持续5-7分钟。通过脚趾或尾部夹捏测试确认麻醉状态。将大鼠置于加热垫上。</li>
	<li>使用14 G静脉导管对动物进行气管插管。将插管导管连接至啮齿类动物呼吸机，设定参数为：氧气流量2.5 L/min，异氟烷浓度2.5%，潮气量2 ml，呼吸频率90次/分钟。</li>
	<li>配制剂量为0.1 mg/kg的丁丙诺啡溶液。皮下注射该溶液的三分之一。剃除左侧胸部的毛发，并用1%聚维酮碘溶液消毒。</li>
	<li>在第四肋间空间，垂直于胸骨切开皮肤。分离三层胸壁肌肉（胸大肌、上行胸肌和腹外斜肌）。打开第四肋间空间（第4与第5肋骨之间）。</li>
	<li>使用小型牵开器撑开肋骨以暴露心脏。小心打开心包膜。定位左前降支冠状动脉（LAD），并在距心房下方4 mm处用7.0缝线结扎。</li>
	<li>使用3.0缝线以两针缝合关闭肋间空间。将两针分别置于胸骨的近端和远端。首先收紧远端缝线。夹闭呼吸机排气管2秒，以使胸腔充气并避免发生气胸。随后收紧第二根缝线。将肌肉层复位（无需缝合）。使用5.0缝线缝合皮肤。</li>
	<li>用1%聚维酮碘溶液对缝合部位进行消毒。皮下注射剩余的丁丙诺啡溶液。关闭麻醉系统，拔除气管插管。</li>
	<li>将大鼠置于笼内，在保温灯下保持1-2小时。在笼内放置温度计，并调节保温灯与笼子之间的距离，以防过热。之后将大鼠送回IVC系统。术后每6-12小时皮下注射丁丙诺啡0.05-0.1 mg/kg，持续48小时。</li>
</ol>
3. 通过第二次开胸手术经心外膜给予治疗 via
<ol>
	<li>重复步骤 2.1–2.3。</li>
	<li>在第五肋间间隙处，垂直于胸骨切开皮肤。分离三层胸壁肌肉（胸大肌、上胸部肌和腹外斜肌）。打开第五肋间间隙（第5与第6肋骨之间）。</li>
	<li>使用小型牵开器撑开肋骨以暴露心脏。若存在粘连，用精细镊子小心去除。</li>
	<li>定位结扎线下方呈现苍白区域的心肌梗死区。注意：必要时，可在心尖处插入一段10 cm长的缝线（7.0），轻轻牵拉由止血钳松散固定的缝线，以更好地显露左心室。</li>
	<li>应用以下任一种处理方式：
	<ol>
		<li>将生物移植物置于心脏表面。使用已在室温预热10分钟的预充式纤维蛋白封闭剂注射器，通过25 G鲁尔针头在生物移植物下方滴加一滴（50–100 μl）纤维蛋白封闭剂。确认生物移植物已完全密封。</li>
		<li>或者，用移液器吸头将收集的细胞沉淀直接施加于心脏表面结扎线下方的苍白区域，并在细胞沉淀上滴加一滴（50–100 μl）纤维蛋白封闭剂。</li>
	</ol>
	</li>
	<li>从心尖处移除缝线段。</li>
	<li>重复步骤 2.6–2.8。</li>
</ol>

<ol><li>Gjesdal, O., Bluemke, D. A., Lima, J. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cardiac+remodeling+at+the+population+level--risk+factors%2C+screening%2C+and+outcomes%5BTitle%5D)+AND+%22Nat.+Rev.+Cardiol%22%5BJournal%5D)">Cardiac remodeling at the population level--risk factors, screening, and outcomes.</a> Nat. Rev. Cardiol. 8, 673-685 (2011).</li>
<li>Alcon, A., Cagavi Bozkulak, E., Qyang, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Regenerating+functional+heart+tissue+for+myocardial+repair%5BTitle%5D)+AND+%22Cell+Mol.+Life+Sci%22%5BJournal%5D)">Regenerating functional heart tissue for myocardial repair.</a> Cell Mol. Life Sci. 69, 2635-2656 (2012).</li>
<li>Guex, A. G., Fortunato, G., Hegemann, D., Tevaearai, H. T., Giraud, M. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((General+Protocol+for+the+Culture+of+Cells+on+Plasma-Coated+Electrospun+Scaffolds%5BTitle%5D)+AND+%22Methods+Mol.+Biol%22%5BJournal%5D)">General Protocol for the Culture of Cells on Plasma-Coated Electrospun Scaffolds.</a> Methods Mol. Biol. 1058, 119-131 (2013).</li>
<li>Selye, H., Bajusz, E., Grasso, S., Mendell, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Simple+techniques+for+the+surgical+occlusion+of+coronary+vessels+in+the+rat%5BTitle%5D)+AND+%22Angiology%22%5BJournal%5D)">Simple techniques for the surgical occlusion of coronary vessels in the rat.</a> Angiology. 11, 398-407 (1960).</li>
<li>Gomes, A. C., Falcao-Pires, I., Pires, A. L., Bras-Silva, C., Leite-Moreira, A. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Rodent+models+of+heart+failure%3A+an+updated+review%5BTitle%5D)+AND+%22Heart+Fail.+Rev%22%5BJournal%5D)">Rodent models of heart failure: an updated review.</a> Heart Fail. Rev. 18, 219-249 (2013).</li>
<li>Horstick, G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Surgical+procedure+affects+physiological+parameters+in+rat+myocardial+ischemia%3A+need+for+mechanical+ventilation%5BTitle%5D)+AND+%22Am.+J.+Physiol%22%5BJournal%5D)">Surgical procedure affects physiological parameters in rat myocardial ischemia: need for mechanical ventilation.</a> Am. J. Physiol. 276, 472-479 (1999).</li>
<li>Duchatelle, J. P., Vivet, P., Cortes, M., Groussard, O., Pocidalo, J. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Respiratory+and+Hemodynamic-Effects+of+Lateral+Thoracotomy+or+Sternotomy+in+Mechanically+Ventilated+Rats%5BTitle%5D)+AND+%22Eur.+Surg.+Res%22%5BJournal%5D)">Respiratory and Hemodynamic-Effects of Lateral Thoracotomy or Sternotomy in Mechanically Ventilated Rats.</a> Eur. Surg. Res. 17, 10-16 (1985).</li>
<li>Giraud, M. N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Hydrogel-based+engineered+skeletal+muscle+grafts+normalize+heart+function+early+after+myocardial+infarction%5BTitle%5D)+AND+%22Artif.+Organs%22%5BJournal%5D)">Hydrogel-based engineered skeletal muscle grafts normalize heart function early after myocardial infarction.</a> Artif. Organs. 32, 692-700 (2008).</li>
<li>Siepe, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Myoblast-seeded+biodegradable+scaffolds+to+prevent+post-myocardial+infarction+evolution+toward+heart+failure%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Thorac.+Cardiov.+Sur%22%5BJournal%5D)">Myoblast-seeded biodegradable scaffolds to prevent post-myocardial infarction evolution toward heart failure.</a> J. Thorac. Cardiov. Sur. 132, 124-131 (2006).</li>
<li>Guex, A. G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Plasma-functionalized+electrospun+matrix+for+biograft+development+and+cardiac+function+stabilization%5BTitle%5D)+AND+%22Acta+Biomater%22%5BJournal%5D)">Plasma-functionalized electrospun matrix for biograft development and cardiac function stabilization.</a> Acta Biomater. 10, (2014).</li>
<li>Terrovitis, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Noninvasive+Quantification+and+Optimization+of+Acute+Cell+Retention+by+In+Vivo+Positron+Emission+Tomography+After+Intramyocardial+Cardiac-Derived+Stem+Cell+Delivery%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Am.+Coll.+Cardiol%22%5BJournal%5D)">Noninvasive Quantification and Optimization of Acute Cell Retention by In Vivo Positron Emission Tomography After Intramyocardial Cardiac-Derived Stem Cell Delivery.</a> J. Am. Coll. Cardiol. 54, 1619-1626 (2009).</li>
<li>Guo, H. D., Wang, H. J., Tan, Y. Z., Wu, J. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Transplantation+of+marrow-derived+cardiac+stem+cells+carried+in+fibrin+improves+cardiac+function+after+myocardial+infarction%5BTitle%5D)+AND+%22Tissue+Eng.+Part+A%22%5BJournal%5D)">Transplantation of marrow-derived cardiac stem cells carried in fibrin improves cardiac function after myocardial infarction.</a> Tissue Eng. Part A. 17, 45-58 (2011).</li>
<li>Qiao, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Death+and+Proliferation+Time+Course+of+Stem+Cells+Transplanted+in+the+Myocardium%5BTitle%5D)+AND+%22Mol.+Imaging+Biol%22%5BJournal%5D)">Death and Proliferation Time Course of Stem Cells Transplanted in the Myocardium.</a> Mol. Imaging Biol. 11, 408-414 (2009).</li>
<li>Conradi, L., Pahrmann, C., Schmidt, S., Deuse, T., Hansen, A., Eder, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Bioluminescence+Imaging+for+Assessment+of+Immune+Responses+Following+Implantation+of+Engineered+Heart+Tissue+%28EHT%29%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Vis.+Exp%22%5BJournal%5D)">Bioluminescence Imaging for Assessment of Immune Responses Following Implantation of Engineered Heart Tissue (EHT).</a> J. Vis. Exp. 52 (e2605), (2011).</li>
</ol>

作者无任何利益冲突披露。

永久性结扎左前降支（LAD）会导致不可逆的心肌损伤。首个动物模型于1960年被报道4。自那时起，该模型一直被视为慢性心肌梗死（MI）的标准且合适的模型。其稳定性和可重复性使得能够对心肌梗死的治疗方法进行实验性评估5。在初始描述之后改进的操作方法报道的手术死亡率降至35-13%6。
正如预期，LAD结扎在2周内即引起心功能受损。在长达6周的观察期内，心功能进一步下降，并伴有透壁性纤维化瘢痕。此外，结扎术后6周可明显观察到包括左心室扩张在内的左心室重构。
首次与第二次手术之间选择了2周的间隔。在此条件下，由于粘连较少，便于进行第二次开胸手术；而术后1周时粘连过于明显，难以在理想条件下实施二次手术。此外，2周的时间窗口有利于治疗的实施，既可避开缺血所诱发炎症反应的早期高峰，又能在致密纤维化组织形成及心室扩张进展之前进行干预治疗。
尽管&#160;目前，侧开胸术是小型动物LAD结扎的标准手术方法，而细胞治疗应用通常...

自20世纪90年代末以来th 21世纪以来，心血管疾病始终是工业化国家的头号杀手。其中，冠状动脉疾病为主要病因。其急性期导致心肌梗死（MI），随后发生不良性心室重构，逐步进展至慢性阶段并发展为严重心力衰竭。尽管近年来在技术和治疗方面取得了显著进展，但因心力衰竭持续进展所致的发病率和死亡率仍在上升1在此背景下，细胞治疗作为一种新的治疗选择，日益受到关注，旨在阻止疾病向心力衰竭进展，并促进心肌最近被发现的再生能力。实验和临床研究已提供了有力证据，表明多种细胞类型经心脏移植后可产生有益效果。主要结果包括心肌收缩功能改善、左心室重构减轻、梗死面积缩小以及梗死区域血管密度增加。然而，细胞注射后细胞留存数量较低仍是主要缺陷。将细胞与生物基质联合使用以提高细胞递送效率2 最近激发了研究人员和临床医生的兴趣。
结扎左前降支冠状动脉（LAD）是小动物模型中诱导心肌梗死（MI）的参考方法，可导致透壁性梗死并形成成熟瘢痕。在MI慢性期实施细胞治疗需要进行第二次手术干预。通常采用胸骨正中切开术，以便将细胞直接注射至心肌内或在心外膜植入生物移植物。此类侵入性外科操作会增加死亡率、术后恢复时间、疼痛程度以及感染风险。本文介绍的微创方法不仅可避免上述偏倚，还能为心脏治疗提供最佳可及性。该技术可在心脏跳动状态下完成心肌梗死造模及细胞与凝胶型生物基质复合物的心外膜植入。 通过 左肋间开胸术

<table><tbody><tr><td>Polysorb 3-0 缝合线</td><td>Covidien</td><td>UL 204</td><td></td></tr><tr><td>Polysorb 5-0 缝合线</td><td>Covidien</td><td>UL 202</td><td></td></tr><tr><td>Surgipro II 7-0 缝合线</td><td>Covidien</td><td>VP904X</td><td></td></tr><tr><td>Catheter Insyte 14 G 导管</td><td>BD</td><td>381267</td><td></td></tr><tr><td>Inspira Advanced Volume Controlled Ventilator 呼吸机</td><td>Harvard Apparatus</td><td>557058</td><td></td></tr><tr><td>Dumont #7 镊子</td><td>FST Germany</td><td>11274-20</td><td></td></tr><tr><td>纤维蛋白封闭剂</td><td>Baxter</td><td>1501441</td><td>TISSEEL 胶，冷冻保存于 -20 &amp;deg;C</td></tr><tr><td>Castroviejo 眼科开睑器</td><td>Harvard Apparatus</td><td>72-8925</td><td>用作肋骨牵开器</td></tr><tr><td>IMDM GlutaMAX 培养基</td><td>Gibco</td><td>31980</td><td></td></tr><tr><td>青霉素/链霉素</td><td>Gibco</td><td>15140</td><td></td></tr><tr><td>FBS</td><td>PAA Clone</td><td>&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp; A15-101</td><td></td></tr><tr><td>骨剪</td><td>Fine Science Tools</td><td>16044-10</td><td></td></tr><tr><td>红细胞裂解液</td><td>Gentra Systems</td><td>D-50k1</td><td></td></tr><tr><td>Accutase 细胞解离液</td><td>Stem Cell Technology</td><td>7920</td><td></td></tr></tbody></table>

用于大鼠心力衰竭的细胞治疗：心肌梗死双侧开胸术及细胞与生物基质的心外膜植入

Cell-based Therapy for Heart Failure in Rat: Double Thoracotomy for Myocardial Infarction and Epicardial Implantation of Cells and Biomatrix

心脏细胞治疗日益受到关注，而与细胞联合使用的生物材料植入已成为优化心肌细胞递送的关键问题。冠状动脉左前降支（LAD）结扎所致的心肌梗死（MI）啮齿类动物模型已被广泛采用。 通过 开胸手术；二次心脏开胸手术 通过 传统上，心包膜治疗的实施需进行胸骨切开术。自左前降支（LAD）结扎模型描述以来，术后死亡率已从35%降至13%，但二次手术仍具有较高风险。为改善术后恢复，减轻疼痛并降低感染风险，现提出微创外科手术方法。&#160;进行了两次开胸手术，第一次用于左前降支结扎，第二次用于心外膜给药治疗。将细胞与固态或凝胶型基质组成的生物移植物施用于梗死区域。&#160;LAD 结扎导致心脏功能丧失，经术后 2 周和 6 周的超声心动图检查证实。对心脏切片进行 Goldner 三色染色证实了透壁瘢痕的形成。第一次和第二次手术的死亡率均低于 10%&#160;术后死亡率&#160;

所有动物在开胸术后1小时内均恢复。伤口愈合迅速，未观察到感染或水肿现象。
双侧左胸切开术可为心脏提供最佳入路（图1）。疼痛和术后死亡率均较低。动物术后恢复迅速，并逐渐增重（图2。首次开胸术的Kaplan-Meier生存率为96%。在104只大鼠中，有4只在治疗实施后24小时内死亡 通过 第二次开胸术。动物接受第二次开胸术但未接受治疗（假手术）时，Kaplan-Meier生存率分别为100%，使用MSC与纤维蛋白胶组为96%，而直接将MSC注射至心肌内的动物生存率为86%图3).
在LAD结扎术后2周进行M型超声心动图评估，显示左心室缩短分数（FS）从44 ±3%下降至22 ±4%。在104只动物中，LAD结扎术后2周记录的FS频率分布结果证明了该方法的可重复性（图4），其变异系数（CV）为17%。此外，在LAD结扎术后2周和6周进行的超声心动图检查显示，射血分数（EF）降低，...

在啮齿类动物模型中，通过结扎左前降支（LAD）诱导心肌梗死后，传统上需要两次开胸手术来植入生物移植物。为了降低死亡率，并为与细胞相关的固体和明胶状生物材料的固定提供最佳条件，目前已开发出微创手术方法。

心脏细胞治疗日益受到关注，与细胞联合使用的生物材料植入已成为优化心肌修复的关键问题……

本操作的目的是在大鼠身上实施双侧开胸术，以进行冠状动脉结扎和心外膜给药。首先在第四肋间进行开胸术，随后结扎左前降支冠状动脉（LAD）。两周后，在第五肋间再次进行开胸手术。最后，将细胞与基质应用于梗死区域跳动心脏的表面。最终通过超声心动图评估心脏功能，并通过测量梗死面积进行组织学分析。与现有方法（如胸骨切开术）相比，该技术的主要优势在于其微创性，表明该操作具有微创特点，将由我们实验室的合作者伊内·洛佩斯（Ine Lopez）进行演示。所有动物实验均遵循F-E-L-A-S-A的建议以及瑞士动物保护法。按照文本方案，将大鼠放血后，分离并清洗股骨，然后使用剪刀剪去骨的两端。然后用无菌 PBS 冲洗骨髓，将 PBS 注入骨组织内部，并将冲洗出的骨髓收集至 15 毫升离心管中。以 300 × g 离心 7 分钟。吸除上清，加入 3 毫升红细胞裂解液重悬沉淀，在室温下孵育 1 分钟，然后再次以 300 × g 离心 7 分钟。将沉淀重悬于无菌培养基中。在150毫升培养瓶中加入额外的细胞培养基，并在培养的第二天接种细胞。更换培养基以去除未贴壁的细胞，之后每两天更换一次培养基，持续两到三周，直至达到所需的细胞密度。进行首次T形开胸术时，首先称量大鼠体重，并据此设置呼吸机参数。呼吸机的呼气流量将自动确定。随后剃除胸部左侧的毛发，打开加热垫并将其温度设置为37摄氏度。按照文本方案将大鼠麻醉后，在将大鼠仰卧位放置于加热垫上之前，进行足趾或尾部夹捏测试。使用14号静脉导管对动物进行插管，然后将插管导管连接至啮齿类动物呼吸机，设置参数为：氧气流速2.5升/分钟，异氟烷浓度2.5%，潮气量2毫升，呼吸频率90次/分钟。准备含有皮下注射剂量为0.1毫克/千克的丁丙诺啡的注射器后，先注射三分之一的溶液，然后使用1%聚维酮碘溶液对操作区域进行消毒。接着，在第四肋间隙处垂直于胸骨切开皮肤，并分离三层胸壁肌肉。然后打开第四与第五肋骨之间的第四肋间隙。使用小型牵开器撑开肋骨，暴露心脏。然后小心打开心包膜，找到左前降支冠状动脉（LAD），使用7.0缝线在距心房下方四毫米处结扎。接着在靠近胸骨约三零号缝线位置及其远端，通过缝合控制缺血区域的颜色变化。缝合两针，用于关闭肋间间隙。收紧远端缝线。夹闭呼吸机排气管路两秒钟，以使胸腔膨胀并避免气胸。随后收紧第二道缝线。将肌肉层复位。然后使用5-0缝线，以1%聚维酮碘溶液闭合皮肤切口。对缝合部位进行消毒，并注射剩余的丁丙诺啡溶液。关闭麻醉系统并拔出插管导管。将大鼠置于装有保温灯的笼子中，保持1至2小时，然后送回IVC系统。首次开胸术后两周，切口已完全愈合，疤痕几乎不可见。按照本视频前面所述的手术准备步骤，将大鼠皮肤在第五肋间间隙处垂直于胸骨切开。分离三层肌肉，并打开第五和第六根肋骨之间的第五肋间间隙。使用小型牵开器撑开肋骨，暴露心脏。若有粘连，使用精细镊子小心分离。接着，找到结扎下方呈现苍白区域的梗死区域。如有必要，可在心尖处插入一段10厘米长的7-0缝线，轻轻牵拉以更清楚地观察左心室。然后将细胞和基质应用于心脏缺血区域的表面。离心收集细胞后，按照文本方案中所述，取4 × 10⁶个细胞，将其沉积到心脏表面，再使用纤维蛋白封闭剂覆盖。胶层可将细胞固定在心脏表面。在移除心尖部位的缝线后，将肌肉层缝合复位，并对动物进行消毒。如本视频前面部分所示。手术干预后，动物体重有所下降，但随后迅速恢复，并开始独立增重，与所施加的治疗方式无关。如本生存曲线图所示，首次胸廓切开术后动物的存活率较高，而接受纤维蛋白和/或细胞治疗的动物组别其存活率低于其他组别，如本图所示。然而，第二次手术后的总体生存率仍然保持较高水平。通过超声心动图评估开胸术后心脏功能。这些代表性的M型图像显示了健康动物与心肌梗死动物的情况，表明在左前降支冠状动脉（LAD）结扎两周后，左心室壁收缩功能已完全丧失。在总共104只动物中，记录了LAD结扎两周后的左心室缩短分数。频率分布显示该方法具有合理的可重复性，变异系数为17%。该图通过测量左前降支结扎术后2周和6周的射血分数，以图形方式展示心脏功能。在此期间，心脏功能持续下降。心脏重构也发生于该阶段，表现为左心室在收缩期和舒张期的容积均增加。最后，心脏切片的金染结果显示，纤维化组织最终形成透壁性瘢痕，至左前降支结扎术后6周时已充分发展。一旦掌握该技术，若操作得当，可在30至40分钟内完成。观看本视频后，您应能充分了解如何进行微创双侧开胸手术。

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生物工程

基于细胞治疗心脏衰竭大鼠：双开胸心肌梗死和细胞与生物基质植入心外膜

本视频演示了如何使用一种快速且可靠的模型来研究心肌缺血的病理生物学和病理生理学过程。...

LAD结扎：一种小鼠心肌梗死模型

从脱细胞组织制备可注射基质凝胶并将其注射入大鼠心肌的方法 体内...

用于心肌组织工程的生物来源可注射材料的制备

在小鼠急性缺血/再灌注损伤和慢性重塑的研究中，涉及多种基因操作和/或心肌内注射基因、蛋白质、细胞和/或生物材料，这些操作随时间维度叠加进行。本视频展示了缺血/再灌注、永久性冠状动脉结扎以及心肌内注射研究的显微外科操作步骤。...

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为了构建高度有序的复杂组织结构，必须将多种材料和细胞类型组装成一个整体复合物。这种组合设计结合了器官特异性的分层细胞片，以及两种不同的生物来源材料，后者包含强韧的纤维基质基础和内皮细胞，以促进新生血管的形成。...

组织工程：构建用于递送分层细胞片的多细胞三维支架

在心血管疾病（如高血压或心肌梗死）的鼠类模型中，心肌内细胞移植被广泛用于评估不同细胞类型在再生研究中的治疗潜力。因此，对该手术操作进行详细描述并提供清晰的可视化展示，将有助于明确在小型啮齿类动物中开展心血管细胞治疗分析的局限性与优势。...

心肌内细胞递送：小鼠心脏中的观察

我们提出了三种新颖且更高效的方案，用于将人诱导性多能干细胞分化为心肌细胞、内皮细胞和平滑肌细胞，并提供了一种递送方法，通过结合细胞注射与补片介导的细胞因子递送，提高移植细胞的定植效率。...

多能干细胞来源的心脏细胞用于心肌修复

在考虑将新型治疗策略应用于人体之前，心脏再生医学领域需要在大型临床前动物模型中进行广泛而详细的研究。本文中，我们演示了一种在兔模型中通过经皮对比超声心动图引导下进行心肌内注射的技术，该技术对于验证此类新型疗法的有效性具有重要的假说检验价值。...

经皮对比超声心动图引导下心肌内注射及细胞递送在大型临床前模型中的应用

本文介绍了一种在豚鼠模型中诱导左心室冷冻损伤，随后植入来源于人诱导多能干细胞心肌细胞的心肌补片的实验方案。...

在豚鼠模型心肌损伤后植入人诱导多能干细胞来源的心肌补片

我们旨在建立一种通过左回旋支动脉阻塞和快速起搏诱导心力衰竭的猪模型，以评估干细胞心肌内移植在细胞治疗中的效果和安全性。...

建立用于干细胞治疗的猪心肌梗死后心力衰竭模型

干细胞作为心肌损伤患者的潜在治疗方法正不断被研究，然而，其在受损组织中的存活率和滞留率降低可能影响其长期疗效。在本研究中，我们描述了一种在小鼠缺血再灌注损伤模型中递送干细胞的替代方法。...

小鼠模型中缺血再灌注损伤后延迟的心肌内干细胞递送

在小鼠心肌梗死部位周围进行超声引导下的细胞递送是一种安全、有效且便捷的细胞移植方法。...

超声引导下诱导多能干细胞来源的心肌细胞在心肌梗死小鼠中的移植

学习在大鼠模型中通过双开胸手术进行冠状动脉结扎和心外膜细胞与生物基质植入的微创技术。该方法可降低手术风险并优化心脏修复材料的固定效果，为心力衰竭治疗研究提供可靠方案。

用于大鼠心力衰竭的细胞治疗：心肌梗死双侧开胸术及细胞与生物基质的心外膜植入

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