用于大鼠心力衰竭的细胞治疗：心肌梗死双侧开胸术及细胞与生物基质的心外膜植入

本操作的目的是在大鼠身上实施双侧开胸术，以进行冠状动脉结扎和心外膜给药。首先在第四肋间进行开胸术，随后结扎左前降支冠状动脉（LAD）。

两周后，在第五肋间再次进行开胸手术。最后，将细胞与基质应用于梗死区域跳动心脏的表面。最终通过超声心动图评估心脏功能，并通过测量梗死面积进行组织学分析。

与现有方法（如胸骨切开术）相比，该技术的主要优势在于其微创性，表明该操作具有微创特点，将由我们实验室的合作者伊内·洛佩斯（Ine Lopez）进行演示。所有动物实验均遵循F-E-L-A-S-A的建议以及瑞士动物保护法。按照文本方案，将大鼠放血后，分离并清洗股骨，然后使用剪刀剪去骨的两端。

然后用无菌 PBS 冲洗骨髓，将 PBS 注入骨组织内部，并将冲洗出的骨髓收集至 15 毫升离心管中。以 300 × g 离心 7 分钟。吸除上清，加入 3 毫升红细胞裂解液重悬沉淀，在室温下孵育 1 分钟，然后再次以 300 × g 离心 7 分钟。

将沉淀重悬于无菌培养基中。在150毫升培养瓶中加入额外的细胞培养基，并在培养的第二天接种细胞。更换培养基以去除未贴壁的细胞，之后每两天更换一次培养基，持续两到三周，直至达到所需的细胞密度。

进行首次T形开胸术时，首先称量大鼠体重，并据此设置呼吸机参数。呼吸机的呼气流量将自动确定。随后剃除胸部左侧的毛发，打开加热垫并将其温度设置为37摄氏度。

按照文本方案将大鼠麻醉后，在将大鼠仰卧位放置于加热垫上之前，进行足趾或尾部夹捏测试。使用14号静脉导管对动物进行插管，然后将插管导管连接至啮齿类动物呼吸机，设置参数为：氧气流速2.5升/分钟，异氟烷浓度2.5%，潮气量2毫升，呼吸频率90次/分钟。准备含有皮下注射剂量为0.1毫克/千克的丁丙诺啡的注射器后，先注射三分之一的溶液，然后使用1%聚维酮碘溶液对操作区域进行消毒。

接着，在第四肋间隙处垂直于胸骨切开皮肤，并分离三层胸壁肌肉。然后打开第四与第五肋骨之间的第四肋间隙。使用小型牵开器撑开肋骨，暴露心脏。

然后小心打开心包膜，找到左前降支冠状动脉（LAD），使用7.0缝线在距心房下方四毫米处结扎。接着在靠近胸骨约三零号缝线位置及其远端，通过缝合控制缺血区域的颜色变化。缝合两针，用于关闭肋间间隙。

收紧远端缝线。夹闭呼吸机排气管路两秒钟，以使胸腔膨胀并避免气胸。随后收紧第二道缝线。

将肌肉层复位。然后使用5-0缝线，以1%聚维酮碘溶液闭合皮肤切口。对缝合部位进行消毒，并注射剩余的丁丙诺啡溶液。

关闭麻醉系统并拔出插管导管。将大鼠置于装有保温灯的笼子中，保持1至2小时，然后送回IVC系统。首次开胸术后两周，切口已完全愈合，疤痕几乎不可见。

按照本视频前面所述的手术准备步骤，将大鼠皮肤在第五肋间间隙处垂直于胸骨切开。分离三层肌肉，并打开第五和第六根肋骨之间的第五肋间间隙。使用小型牵开器撑开肋骨，暴露心脏。

若有粘连，使用精细镊子小心分离。接着，找到结扎下方呈现苍白区域的梗死区域。如有必要，可在心尖处插入一段10厘米长的7-0缝线，轻轻牵拉以更清楚地观察左心室。

然后将细胞和基质应用于心脏缺血区域的表面。离心收集细胞后，按照文本方案中所述，取4 × 10⁶个细胞，将其沉积到心脏表面，再使用纤维蛋白封闭剂覆盖。胶层可将细胞固定在心脏表面。

在移除心尖部位的缝线后，将肌肉层缝合复位，并对动物进行消毒。如本视频前面部分所示。手术干预后，动物体重有所下降，但随后迅速恢复，并开始独立增重，与所施加的治疗方式无关。如本生存曲线图所示，首次胸廓切开术后动物的存活率较高，而接受纤维蛋白和/或细胞治疗的动物组别其存活率低于其他组别，如本图所示。

然而，第二次手术后的总体生存率仍然保持较高水平。通过超声心动图评估开胸术后心脏功能。这些代表性的M型图像显示了健康动物与心肌梗死动物的情况，表明在左前降支冠状动脉（LAD）结扎两周后，左心室壁收缩功能已完全丧失。在总共104只动物中，记录了LAD结扎两周后的左心室缩短分数。

频率分布显示该方法具有合理的可重复性，变异系数为17%。该图通过测量左前降支结扎术后2周和6周的射血分数，以图形方式展示心脏功能。在此期间，心脏功能持续下降。心脏重构也发生于该阶段，表现为左心室在收缩期和舒张期的容积均增加。最后，心脏切片的金染结果显示，纤维化组织最终形成透壁性瘢痕，至左前降支结扎术后6周时已充分发展。一旦掌握该技术，若操作得当，可在30至40分钟内完成。

观看本视频后，您应能充分了解如何进行微创双侧开胸手术。