Name: 超声引导下经皮内注射小鼠 (视频) | JoVE Journal
Uploaded: 2014-08-05T15:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 22 s
Description: 学习超声引导下经皮心肌内注射技术，用于小鼠心脏基因治疗研究。该方法通过实时超声成像精确定位针尖，实现安全、微创的药物或细胞递送，提高实验准确性和可重复性。

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TWP 由 爱尔兰心脏学会 Brian McGovern 出国研修奖学金资助。WTP 由 R01 HL095712 及美国心脏协会（AHA）资深研究者奖资助。

所有描述的步骤均在波士顿儿童医院机构动物护理和使用委员会批准的方案下进行。
1. 准备
<ol>
	<li>在开始注射方案之前，应通过超声心动图进行基线心脏解剖结构和功能评估，因为用于心肌内注射的最佳固定探头位置可能无法提供用于清晰显示解剖结构和评估功能的标准切面。</li>
	<li>注射装置设置如图1A-1C所示。将装有套管针头（针尖斜面朝上）的空注射器放入注射器夹具中（见图1C），并将超声探头固定在扫描头夹具中（见图1B）。松开扫描头夹具的球形锁紧关节（图1B），调整探头方向，使其与针头轴线平行，然后拧紧扫描头夹具的球形锁紧关节以固定扫描头位置。 
	注意：在成年小鼠中进行注射时，使用30 G、长度为1 in/2.5 cm的针头最为合适。对于较大体积的注射可使用1 ml注射器，而对于更精确控制较小体积（5–10 µl）的情况，可使用气密性注射器。</li>
	<li>使用刮刀将足量超声耦合剂涂抹于探头尖端，确保完全覆盖探头表面。小心地移除针头套管，利用针头支架控制装置将针头推进至探头正下方，并进入超声耦合剂中以便成像。通过针头支架控制装置进行微调，使针头在超声图像中沿其全长清晰可见。如果在步骤1.4中探头已正确与针头保持平行对齐，则在使用注射控制旋钮推进或回撤针头时，针头应始终位于成像平面内（图1C）。</li>
	<li>在后续操作中，避免沿水平轴移动针头或探头，以免破坏其水平对齐状态。应通过调节针头支架的垂直（y轴）位置以及移动动物平台来定位心脏的特定注射区域。</li>
	<li>使用扫描高度控制装置（图1B）将探头从动物平台上方向上移动，以便随后将麻醉后的小鼠放置于动物平台上。此操作不会影响探头与针头长轴之间的x轴对齐。</li>
	<li>从注射器夹具中取出用于对齐的注射器，并妥善丢弃。将新的针头和注射器装载注射液至目标终体积，注意预留注射器尖端的死腔空间。务必仔细排除气泡。将装有注射液的注射器放入注射器夹具中，过程中不得改变其x轴对齐位置。使用注射控制装置将注射器完全回缩。 
	注意：为便于初期培训，可使用伊文思蓝染料（1%）、台盼蓝染色液（0.4%）或荧光微球悬浮液作为注射物，以帮助操作者确认靶向注射的操作熟练度和成功率。</li>
</ol>
2. 注射
<ol>
	<li>打开加热平台的集成加热器，并将其设定为 37 °C。将动物平台旋转至与常规成像方向相反 180° 的位置，使麻醉管夹和动物头部最靠近操作者。这样可使心脏（位于胸部左侧）与注射器夹和针头处于同侧。注意：可能需要对动物平台进行轻微的顺时针旋转调整，以正确对齐心脏，从而获得用于注射的胸骨旁短轴成像平面（图 2A）。</li>
	<li>按照先前报道的方法9准备小鼠进行超声心动图检查。使用 2% 异氟烷在诱导室中对小鼠进行麻醉。使用脱毛膏去除胸部毛发，并在双眼上涂抹润滑凝胶，以防止巩膜干燥。</li>
	<li>使用扫描头高度控制装置抬高换能器（图 1B）。将麻醉后的小鼠仰卧放置在加热的动物平台上，鼻部置于输送 1–3% 异氟烷的鼻罩内（图 2A–2B）。轻柔插入直肠探头，并用胶带将四只脚爪固定在心电图电极上，同时涂抹电极凝胶以确保电接触。 
	注意：必须确保适当的麻醉深度，以人道对待实验动物。在针头穿过胸壁时，心率不应发生变化，且动物无任何反应。应使用动物平台集成的稳态温度控制系统维持正常体温（37 ± 0.5 °C），因为低体温会导致相对性心动过缓、心室扩张以及可能的不适。</li>
	<li>当小鼠在动物平台上固定稳妥后，使用扫描头高度控制装置将换能器缓慢下放至去毛的胸部（图 1B）。注射时最佳的超声设置是采用胸骨旁短轴切面观察心脏，遵循标准超声心动图技术。将动物平台顺时针旋转 20–30°，以在短轴成像平面中获得最佳的声学窗口用于注射（图 2A–2B）。注意：也可通过逆时针旋转动物平台，从胸骨旁长轴切面进行注射（图 2C）。</li>
	<li>使用动物平台调节控制装置调整视野，并定位左心室心肌中任意期望的注射部位。从心尖到心底前后移动扫描视野，以精确定位左心室心肌中的目标注射位置（图 3A–3C）。注意：胸骨旁短轴乳头肌中部切面（图 3A）提供可重复的解剖标志，便于后续对注射部位进行成像追踪。注意：也可使用胸骨旁长轴切面定位预设的注射部位（图 3D）。</li>
	<li>从注射器完全回缩于注射器夹中的状态开始，通过顺时针旋转注射控制旋钮，缓慢将注射器向动物胸部推进（图 4A）。为清晰地在超声图像中同时观察心脏和针尖接近胸部的过程，应在小鼠左侧胸部涂抹充足的超声耦合剂，并通过超声心动图控制设置较宽的视野以优化声学窗口。将焦点/焦区设定在目标注射部位。轻微调节针头支架控制装置，可优化沿针体全长的成像效果。 
	注意：部分超声设备配备针头引导软件功能，可在数字图像中沿针体长轴延伸一条直线至目标心肌区域（图 4B）。此类软件工具虽有帮助，但并非必需。</li>
	<li>在动物处于适当镇静状态（1–3% 异氟烷混合 0.5–0.8 L/min 纯氧）下，将针头穿过小鼠胸壁进入心肌，全程需持续密切观察斜面针尖的位置。当针尖到达目标心肌区域时停止推进（图 4C）。整个斜面针尖应牢固位于心肌内，以避免注射物泄漏至心包腔。</li>
	<li>当针尖到达理想位置后，推动注射器活塞注入试剂。注射过程应缓慢进行，持续 5–30 秒（根据注射体积而定）。单次注射量可达 50 µl，而不会影响心室功能。成功注射后，注射区域心肌可能出现短暂的回声增强现象。偶尔在心肌注射时会出现短暂（数秒）的相对性心动过缓，但可迅速自行恢复。</li>
	<li>完成注射后，立即通过逆时针旋转注射控制旋钮快速撤出针头。小鼠应在麻醉状态下继续接受数分钟的超声心动图观察，以确认心室功能保持正常且无术后并发症。如有需要，可通过调整动物平台改变针头进针角度，依次对心肌多个区域进行注射。心肌内注射完成后，将小鼠单独置于笼中，在观察下恢复麻醉。</li>
	<li>在动物未恢复足够意识以维持胸卧位之前，不得无人看管。接受心肌内注射的动物在完全恢复前不得与其他动物合笼。笼子应放置在温控垫上，并提供充足的饮水和小鼠饲料。预期不会出现术后不适；若干预后短时间内未能恢复正常行为，则提示可能存在并发症（见讨论部分）。</li>
	<li>心肌内注射完成后，应立即妥善丢弃针头，以最大限度降低操作者或旁观者遭受锐器伤害的风险。重复使用针头可能导致针尖钝化，增加穿刺心肌的难度，并提高并发症发生风险。</li>
</ol>

<ol><li>Kochanek, K. D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Deaths%3A+final+data+for+2009%5BTitle%5D)+AND+%22Natl+Vital+Stat+Rep%22%5BJournal%5D)">Deaths: final data for 2009.</a> Natl Vital Stat Rep. 60 (3), 1-117 Forthcoming.</li>
<li>Strauer, B. E., Steinhoff, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((10+years+of+intracoronary+and+intramyocardial+bone+marrow+stem+cell+therapy+of+the+heart%3A+from+the+methodological+origin+to+clinical+practice%5BTitle%5D)+AND+%22J+Am+Coll+Cardiol%22%5BJournal%5D)">10 years of intracoronary and intramyocardial bone marrow stem cell therapy of the heart: from the methodological origin to clinical practice.</a> J Am Coll Cardiol. 58, 1095-1104 (2011).</li>
<li>Cheng, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Intramyocardial+autologous+cell+engraftment+in+patients+with+ischaemic+heart+failure%3A+a+meta-analysis+of+randomised+controlled+trials%5BTitle%5D)+AND+%22Heart+Lung+Circ%22%5BJournal%5D)">Intramyocardial autologous cell engraftment in patients with ischaemic heart failure: a meta-analysis of randomised controlled trials.</a> Heart Lung Circ. 22 (11), 887-894 (2013).</li>
<li>Fischer-Rasokat, U., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+pilot+trial+to+assess+potential+effects+of+selective+intracoronary+bone+marrow-derived+progenitor+cell+infusion+in+patients+with+nonischemic+dilated+cardiomyopathy%3A+final+1-year+results+of+the+transplantation+of+progenitor+cells+and+functional+regeneration+enhancement+pilot+trial+in+patients+with+nonischemic+dilated+cardiomyopathy%5BTitle%5D)+AND+%22Circ+Heart+Fail%22%5BJournal%5D)">A pilot trial to assess potential effects of selective intracoronary bone marrow-derived progenitor cell infusion in patients with nonischemic dilated cardiomyopathy: final 1-year results of the transplantation of progenitor cells and functional regeneration enhancement pilot trial in patients with nonischemic dilated cardiomyopathy.</a> Circ Heart Fail. 2, 417-423 (2009).</li>
<li>Seth, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Percutaneous+intracoronary+cellular+cardiomyoplasty+for+nonischemic+cardiomyopathy%3A+clinical+and+histopathological+results%3A+the+first-in-man+ABCD+%28autologous+bone+marrow+cells+in+dilated+cardiomyopathy%29+trial%5BTitle%5D)+AND+%22J+Am+Coll+Cardiol%22%5BJournal%5D)">Percutaneous intracoronary cellular cardiomyoplasty for nonischemic cardiomyopathy: clinical and histopathological results: the first-in-man ABCD (autologous bone marrow cells in dilated cardiomyopathy) trial.</a> J Am Coll Cardiol. 48, 2350-2351 (2006).</li>
<li>Ladage, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Percutaneous+methods+of+vector+delivery+in+preclinical+models%5BTitle%5D)+AND+%22Gene+Ther%22%5BJournal%5D)">Percutaneous methods of vector delivery in preclinical models.</a> Gene Ther. 19, 637-641 (2012).</li>
<li>Zangi, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Modified+mRNA+directs+the+fate+of+heart+progenitor+cells+and+induces+vascular+regeneration+after+myocardial+infarction%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Biotechnol%22%5BJournal%5D)">Modified mRNA directs the fate of heart progenitor cells and induces vascular regeneration after myocardial infarction.</a> Nat Biotechnol. 31, 898-907 (2013).</li>
<li>Laakmann, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Minimally+invasive+closed-chest+ultrasound-guided+substance+delivery+into+the+pericardial+space+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Naunyn+Schmiedebergs+Arch+Pharmacol%22%5BJournal%5D)">Minimally invasive closed-chest ultrasound-guided substance delivery into the pericardial space in mice.</a> Naunyn Schmiedebergs Arch Pharmacol. 386 (3), 227-238 (2013).</li>
<li>Respress, J. L., Wehrens, X. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Transthoracic+echocardiography+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">Transthoracic echocardiography in mice.</a> J Vis Exp. (39), e1738(2010).</li>
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<li>Shimshek, D. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Codon-improved+Cre+recombinase+%28iCre%29+expression+in+the+mouse%5BTitle%5D)+AND+%22Genesis%22%5BJournal%5D)">Codon-improved Cre recombinase (iCre) expression in the mouse.</a> Genesis. 32, 19-26 (2002).</li>
<li>Lichtenauer, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Intravenous+and+intramyocardial+injection+of+apoptotic+white+blood+cell+suspensions+prevents+ventricular+remodelling+by+increasing+elastin+expression+in+cardiac+scar+tissue+after+myocardial+infarction%5BTitle%5D)+AND+%22Basic+Res+Cardiol%22%5BJournal%5D)">Intravenous and intramyocardial injection of apoptotic white blood cell suspensions prevents ventricular remodelling by increasing elastin expression in cardiac scar tissue after myocardial infarction.</a> Basic Res Cardiol. 106 (4), 645-655 (2011).</li>
<li>Herrmann, J. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Postinfarct+intramyocardial+injection+of+mesenchymal+stem+cells+pretreated+with+TGF-alpha+improves+acute+myocardial+function%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Physiol+Regul+Integr+Comp+Physiol%22%5BJournal%5D)">Postinfarct intramyocardial injection of mesenchymal stem cells pretreated with TGF-alpha improves acute myocardial function.</a> Am J Physiol Regul Integr Comp Physiol. 299 (1), 371-378 (2010).</li>
<li>Zhou, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Direct+injection+of+autologous+mesenchymal+stromal+cells+improves+myocardial+function%5BTitle%5D)+AND+%22Biochem+Biophys+Res+Commun%22%5BJournal%5D)">Direct injection of autologous mesenchymal stromal cells improves myocardial function.</a> Biochem Biophys Res Commun. 390 (3), 902-907 (2009).</li>
<li>Campbell, N. G., Suzuki, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cell+delivery+routes+for+stem+cell+therapy+to+the+heart%3A+current+and+future+approaches%5BTitle%5D)+AND+%22J+Cardiovasc+Transl+Res%22%5BJournal%5D)">Cell delivery routes for stem cell therapy to the heart: current and future approaches.</a> J Cardiovasc Transl Res. 5 (5), 713-726 (2012).</li>
<li>Hou, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Radiolabeled+cell+distribution+after+intramyocardial%2C+intracoronary%2C+and+interstitial+retrograde+coronary+venous+delivery%3A+implications+for+current+clinical+trials%5BTitle%5D)+AND+%22Circulation%22%5BJournal%5D)">Radiolabeled cell distribution after intramyocardial, intracoronary, and interstitial retrograde coronary venous delivery: implications for current clinical trials.</a> Circulation. 112, Suppl 9. 150-156 (2005).</li>
<li>Dib, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Recommendations+for+successful+training+on+methods+of+delivery+of+biologics+for+cardiac+regeneration%3A+a+report+of+the+International+Society+for+Cardiovascular+Translational+Research%29%5BTitle%5D)+AND+%22JACC+Cardiovasc+Interv%22%5BJournal%5D)">Recommendations for successful training on methods of delivery of biologics for cardiac regeneration: a report of the International Society for Cardiovascular Translational Research).</a> JACC Cardiovasc Interv. 3 (3), 265-275 (2010).</li>
<li>Dib, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cell+therapy+for+cardiovascular+disease%3A+a+comparison+of+methods+of+delivery%5BTitle%5D)+AND+%22J+Cardiovasc+Transl+Res%22%5BJournal%5D)">Cell therapy for cardiovascular disease: a comparison of methods of delivery.</a> J Cardiovasc Transl Res. 4 (2), 177-181 (2011).</li>
</ol>

作者无任何利益冲突需要披露。

生物制剂可通过直接心肌内注射、心包内注射或经由血液系统的间接给药方式递送至心肌。近期在心肌梗死模型中开展的基于细胞的治疗试验已描述了通过开胸手术途径进行注射给药的方法12-14。心肌治疗干预成功的关键因素之一在于给药途径的选择。通过心肌内递送可实现最高的局部药物浓度15,16。在直视下进行心肌内注射是最直接的方法，可实现对心肌内部的靶向给药17。然而，该方法也是侵入性最强的，因其需要打开胸腔和心包以暴露目标心肌区域18。心脏的部分区域（如背侧表面）使用该方法难以清晰观察和准确注射。该操作的侵入性也限制了潜在的治疗性给药方案。本文中，我们介绍一种技术上简便、可靠且可重复的方法，可在超声引导下通过经皮心肌内注射安全地递送生物制剂或药物，无需承受外科开胸暴露所带来的并发症和限制。截至目前，在超过150只小鼠的注射操作中，一旦操作者掌握了技术要领，在单次操作中靶向少于四个心肌位点时，围手术期死亡率低于5%。小鼠心脏对高达200 µl的总注射体积表现出出乎意料的良好耐受性。前壁心肌是理想的注射靶区，因为该区域心肌走向与注射针长轴平行，有助于针头更稳固地停留在心...

心脏病是美国男性和女性死亡的首要原因，每年导致约60万人死亡1。心血管疾病的小鼠模型对于研究其病理生理机制以及探索潜在治疗方法至关重要。将基因治疗载体、干细胞、修饰RNA及其他治疗剂递送至心肌，有助于评估这些物质在心脏病治疗中的潜力2-7。目前，在小鼠模型中心肌递送治疗剂的选择仍十分有限6。在直视下进行心肌内注射是常用方法，但需要进行胸骨切开术或开胸术，且仅能作用于心脏暴露区域。尽管在进行其他实验操作（如左前降支结扎）的同时实施该方法较为方便，但因心肌内递送需侵入性手术，限制了实验设计的灵活性，并可能引入额外的手术相关效应（例如，由开胸术引起的纤维化）。已有报道采用经皮心包递送病毒载体的方法，但治疗剂的注射部位和分布不均，难以控制8。经皮冠状动脉注射可实现更均匀的物质分布，但在小鼠模型中实现高效且可重复的冠状动脉递送仍具挑战性。
本文介绍一种经胸壁心肌内注射技术，可在超声引导下实现治疗剂的微创、由操作者可控的靶向递送。该技术易于掌握，无需开胸或胸骨切开术，避免了相关实验并发症，同时在心肌内注射的时间点和注射位点选择上具有更高的灵活性。因此，超声心动图辅助的心肌内注射是一种在小鼠实验模型中对心肌进行干预的技术上简便且高效的方法。

<table><tbody><tr><td>Vevo 2100 超声成像系统&amp;nbsp;</td><td>Visualsonics</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Vevo 集成导轨系统 III</td><td>Visualsonics</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Microscan MS400 探头</td><td>Visualsonics</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Microscan MS550D 探头</td><td>Visualsonics</td><td></td><td></td></tr><tr><td>PrecisionGlide 注射针</td><td>BD</td><td>305128</td><td>30 G x 1 in/2.5 cm</td></tr><tr><td>1 cc 滑动接头注射器</td><td>Exel International&amp;nbsp;</td><td>26048</td><td>或同类产品</td></tr><tr><td>Gastight 50 &amp;#956;l 玻璃注射器</td><td>Hamilton</td><td>1705</td><td></td></tr><tr><td>台盼蓝染液 (0.4%)</td><td>Gibco&amp;nbsp;</td><td>15250</td><td>或同类产品</td></tr><tr><td>异氟烷</td><td>Baxter</td><td>AHN3640</td><td>或同类产品</td></tr><tr><td>Aquasonic 100 超声耦合剂</td><td>Parker Laboratories</td><td>(01-08)</td><td>或同类产品</td></tr><tr><td>聚苯乙烯微球（红色荧光）</td><td>Life Technologies</td><td>F-8842</td><td>或同类产品</td></tr></tbody></table>

超声引导下经胸心肌内注射小鼠技术

Ultrasound-guided Transthoracic Intramyocardial Injection in Mice

心血管疾病的小鼠模型对于研究病理生理机制和探索潜在的再生治疗方法具有重要意义。目前，心肌注射实验通常通过开胸手术直接进行。尽管在进行冠状动脉结扎等其他实验操作时该方法较为方便，但侵入性手术限制了心肌内给药的实验设计可能性。随着超声分辨率的不断提高以及先进的无创成像技术的发展，常规开展超声引导下经皮心肌注射已成为可行。该技术能够高效且可靠地将试剂递送至心肌的靶向区域。此方法的优势包括避免手术带来的并发症、可在超声引导下选择性地靶向特定心肌区域，以及能够在多个预设的时间点向心肌递送注射物。在熟练掌握操作技术后，心肌注射相关的并发症极为罕见，小鼠在麻醉恢复后可迅速恢复正常活动。按照本方案所述步骤操作，具备基本超声心动图经验的操作者可快速掌握这一多功能且微创的技术。

小鼠心肌内注射蓝色染料或荧光微球
注射伊文思蓝染料可用于培训目的。注射后不久，处死小鼠并取出心脏，以观察注射的蓝色染料所在位置。图5显示了一次成功注射的示例，蓝色染料渗透至乳头肌中部水平的心肌区域（图5A，虚线包围区域）。伊文思蓝染料将在数小时内从组织中洗脱。如需对注射部位进行更持久的标记，可使用荧光微球，其可长期保留在注射部位。图5C-5F展示了左心室前壁和后壁的多个注射靶点。
腺病毒心肌注射
为了通过超声引导注射可视化腺病毒向心肌的递送，我们注射了一种腺病毒，该病毒携带心肌细胞特异性的大鼠肌钙蛋白T启动子10，驱动哺乳动物密码子优化的Cre蛋白11表达。通过Rosa26mTmG小鼠确定Cre介导的重组区域，在该小鼠中，Cre重组可关闭红色荧光蛋白（RFP）并激活绿色荧光蛋白（GFP）。单次注射50 µl病毒（2.8...

超声心动图引导下的经皮心肌内注射是一种高效、可靠且可靶向的小鼠心脏基因转导剂或细胞递送方法。按照本方案所述步骤操作，实验人员可迅速掌握这种用途广泛且微创的技术。

心血管疾病的小鼠模型对于研究病理生理机制以及探索潜在的再生治疗方法具有重要意义。

本操作的总体目标是在超声引导下，将一定剂量的注射物安全、准确地递送至心肌的特定区域。首先调整探头方向，使其与递送针的轴线平行；随后将处于仰卧位且已麻醉的小鼠恰当地放置在动物承载平台上，以利于实施靶向注射。然后通过微调动物平台并显示宽广的视野，确定最佳声学窗口，以准确定位注射八的递送位置。最后，在超声引导下，小心地将针尖推进至胸壁和心肌内并进行注射。最终安全有效地完成八的递送。对镜像心肌进行横截面显微观察，用于显示组织标记物已成功递送至目标心肌区域。该方法的可视化演示至关重要。由于集成导轨系统、动物平台、注射器控制装置和换能器夹具必须在空间上精确对齐，才能准确完成八次注射的递送。该方法有助于回答再生生物学领域的一些关键问题，例如探索恢复心肌功能的治疗策略。对于刚接触该方法的研究人员而言，最关键的是掌握靶向操作的熟练程度。在设置针头定位和优化超声参数时，需仔细关注细节，以确保实验成功。我们在尝试为成年口腔心脏中通量基因的起源设计某种方法时，首次提出了该方法的想法。在进行超声心动图检查以评估基础心脏解剖结构后，将带有斜面向上的套管针的空注射器置于注射器夹具中，并将超声探头固定在扫描头夹具内。松开扫描头夹具的球形锁紧关节，调整探头方向，使其与针轴平行。通过拧紧扫描头夹具的球形锁紧关节，固定扫描头的位置。接下来，在探头表面大量涂抹超声耦合剂。小心地将针头取下，并使用针座控制装置将针头推进至探头正下方并浸入超声耦合剂中，以实现清晰成像。使用针头支架控制装置进行微调，使针头在超声图像上沿其全长清晰可见。然后使用扫描高度控制装置将换能器从动物平台向上移动，以便将麻醉后的小鼠放置到动物平台上，从注射器夹中取出用于校准的注射器并小心丢弃。将新的针头和注射器装入，吸入注射液至最终目标体积，注意预留死腔体积。将注射器插入注射器尖端时，将其放入注射器夹具中，无需调整其x轴对齐，并使用注射控制装置完全回缩注射器。打开加热平台集成的加热装置，并将其设定为37摄氏度。将动物平台旋转至与常规成像方向相反180度的位置，使麻醉管夹和动物头部最靠近操作者，从而使心脏位于注射器夹具和针头同侧。在准备小鼠进行超声心动图检查时，先将小鼠置于含2%异氟烷的诱导室中麻醉，然后使用脱毛膏去除胸部毛发，并在眼睛上涂抹润滑凝胶。将麻醉后的小鼠仰卧放置在加热的动物平台上，连接鼻罩以持续输送1%至3%的异氟烷。轻柔插入直肠探头，并在四只脚掌涂抹电极凝胶，然后将其固定于心电图电极上。将小鼠固定在动物平台上后，将换能器下放至裸露的胸部，以获得注射的最佳声学窗口。在短轴成像平面中，将动物平台顺时针旋转20至30度，以便在针尖接近胸部时清晰显示心脏和针尖的超声图像。在胸部左侧涂抹充足的超声耦合剂，并通过超声心动图控制装置优化声学窗口。为获得较宽的视野，使用动物平台调节控制装置来回平移，从心尖移动到心脏基底部。为定位左心室心

ultrasound-guided-transthoracic-intramyocardial-injection-in-mice

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科研

JoVE Journal

Medicine

医学

超声引导下经皮内注射小鼠

在小鼠急性缺血/再灌注损伤和慢性重塑的研究中，涉及多种基因操作和/或心肌内注射基因、蛋白质、细胞和/或生物材料，这些操作随时间维度叠加进行。本视频展示了缺血/再灌注、永久性冠状动脉结扎以及心肌内注射研究的显微外科操作步骤。...

冠状动脉结扎与心肌内注射在小鼠心肌梗死模型中的应用

在心血管疾病（如高血压或心肌梗死）的鼠类模型中，心肌内细胞移植被广泛用于评估不同细胞类型在再生研究中的治疗潜力。因此，对该手术操作进行详细描述并提供清晰的可视化展示，将有助于明确在小型啮齿类动物中开展心血管细胞治疗分析的局限性与优势。...

心肌内细胞递送：小鼠心脏中的观察

采用超声成像引导下将MDA-MB231/Br-GFP细胞经心内注射，建立乳腺癌脑转移小鼠模型。通过高分辨率9.4...

超声成像引导下心内注射建立小鼠乳腺癌脑转移模型及后续纵向磁共振成像

在结肠炎症模型中进行的小鼠研究表明，静脉注射或腹腔注射的间充质干细胞（MSC）仅有小部分（1 -...

超声引导下向心脏注射人源间充质干细胞以增强其向肠道归巢：在小鼠实验性炎症性肠病模型中的应用

在考虑将新型治疗策略应用于人体之前，心脏再生医学领域需要在大型临床前动物模型中进行广泛而详细的研究。本文中，我们演示了一种在兔模型中通过经皮对比超声心动图引导下进行心肌内注射的技术，该技术对于验证此类新型疗法的有效性具有重要的假说检验价值。...

经皮对比超声心动图引导下心肌内注射及细胞递送在大型临床前模型中的应用

本文介绍了一种在小鼠中实现心脏特异性基因操作的实验方案。在麻醉条件下，通过第四肋间切口将小鼠心脏暴露于体外，随后使用注射器将编码特定基因的腺病毒注入心肌组织，接着通过蛋白质表达检测方法进行分析。 体内...

一种简单高效的方法 体内 小鼠心肌内注射实现心脏特异性基因操作

在小鼠心肌梗死部位周围进行超声引导下的细胞递送是一种安全、有效且便捷的细胞移植方法。...

超声引导下诱导多能干细胞来源的心肌细胞在心肌梗死小鼠中的移植

本方案描述了一种建立用于小鼠胸腺内注射的介入放射学操作方法，旨在避免开放性手术的风险，并提高盲穿经皮注射的准确性。...

一种用于小鼠胸腺内注射的微创、准确且高效的技术

本文详细介绍了一种采用29 G x 88...

超声心动图引导下靶向且可靠的干细胞心肌内注射在心肌梗死大鼠模型中的应用

经胸超声心动图提供了一种无创评估小鼠心脏功能的方法。结合超声成像和多普勒成像技术，可获取心脏的结构尺寸和心内血流信息，从而综合评价心脏的收缩和舒张功能。...

小鼠经胸超声心动图检查

学习超声引导下经皮心肌内注射技术，用于小鼠心脏基因治疗研究。该方法通过实时超声成像精确定位针尖，实现安全、微创的药物或细胞递送，提高实验准确性和可重复性。

超声引导下经胸心肌内注射小鼠技术

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