Name: 颈动脉和颈静脉导管在有意识大鼠模型进行血流动力学措施，输液和血液采样 (视频) | JoVE Journal
Uploaded: 2015-01-30T13:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 5 s
Description: 学习在大鼠颈动脉和颈静脉植入导管的技术，用于血流动力学测量、输液和血液采样。该方法允许大鼠自由活动，为神经科学和心血管研究提供可靠的血管通路。

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本模型的开发得到了美国国立卫生研究院（NIH）院内项目的支持。哈佛仪器公司和ADInstruments公司提供了出版支持。作者的工作是作为美国政府资助的研究的一部分完成的；但文中表达的观点不一定代表美国国立卫生研究院的观点。

以下所述操作步骤是根据美国国立卫生研究院临床中心动物护理与使用委员会批准的方案进行的。
1. 手术准备
<ol>
	<li>对导管和器械进行气体灭菌。</li>
</ol>
2. 准备导管
<ol>
	<li>用肝素化甘油（每1 ml甘油含250 IU肝素）冲洗导管，以确保导管通畅并防止泄漏。使用金属堵头（20号，15 mm）封住导管末端，以保留肝素化甘油。</li>
</ol>
3. 准备无菌工作台
<ol>
	<li>使用70%酒精喷洒工作台和器械托盘。用无菌巾覆盖手术台和器械托盘，并将器械放置于托盘上。</li>
</ol>
4. 准备大鼠以进行手术
<ol>
	<li>将大鼠单独放入亚克力实验箱中，用异氟烷（3-5%）与氧气混合气体麻醉，直至失去意识。将大鼠从实验箱中取出，剃除颈部前侧和后侧的毛发，并在眼睛上涂抹润滑眼膏。</li>
</ol>
5. 导管植入
<ol>
	<li>将麻醉后的实验大鼠（通过夹趾反射确认）置于俯卧位的加热手术台上；将大鼠鼻部放入鼻罩中，以维持吸入麻醉（异氟烷，3.5%），并保持自主呼吸。使用聚维酮碘（Betadine）和70%酒精交替对术区进行三次轻柔擦拭消毒。使用手术剪在肩胛骨之间的中线位置做一道长约0.5 cm的皮肤切口。</li>
	<li>将大鼠重新置于仰卧位；使用橡皮筋将四肢轻柔固定于手术台两侧；持续维持麻醉状态。在颈部下方放置两块卷起的无菌4×4纱布，使颈部轻微后仰伸展，以获得更好的术野暴露。使用手术刀在锁骨水平处，沿颈部中线右侧做一道长约2 cm的腹侧颈前皮肤切口。</li>
</ol>
6. 右颈静脉插管
<ol>
	<li>使用止血钳钝性分离右侧颈静脉，分离唾液腺和淋巴组织，以暴露并游离出约5 mm的血管段。使用4-0丝线，在血管的头端和尾端分别放置松结，以最大程度地暴露血管。使用显微外科剪刀在两个结扎线之间沿血管方向剪开一个足够大的切口，以便插入导管，并将头端结扎线结扎于血管上。</li>
	<li>在显微解剖钩和镊子的辅助下，将静脉导管沿血管向心脏方向插入，并推进导管，直至PU 3F段完全进入血管内。使用头端和尾端的结扎线将导管固定于血管上。</li>
</ol>
7. 左颈总动脉插管
<ol>
	<li>使用止血钳纵向钝性分离肩胛舌骨肌，以暴露左侧颈动脉并分离出血管约5 mm的节段。确保完全分离迷走神经（呈白色），注意不要撕裂或损伤该神经。</li>
	<li>使用4-0丝线，在血管尾端放置一个松结，结扎血管头端，并在该结扎线远端上方放置一个动脉夹，以阻断血流。使用显微外科剪刀在两根结扎线之间的血管纵轴上剪开一个足够插入导管的切口。在显微解剖钩和镊子的辅助下，将动脉导管向心脏方向插入血管内。</li>
	<li>使用无锁扣的平滑持针器夹住导管位于血管内的部分，在移除动脉夹前将其固定。一边用镊子推进导管，一边缓慢松开持针器，直至导管的整个PU 2F段完全进入血管内。将尾端的松结收紧并围绕导管和血管打结固定，注意结扎力度不宜过紧，以免造成导管阻塞。</li>
</ol>
8. 使用直血管钳，在耳后皮下穿入一段5 cm长的导管，并穿过肩胛骨之间的切口。将导管经导管引出，然后移除导管。
9. 使用三个不锈钢伤口夹闭合腹侧切口，并使用4-0丝线缝合线缝合背侧切口，以固定外置的导管。
10. 术后监测与护理
<ol>
	<li>导管插入术后，停止麻醉，并将大鼠置于铺有纤维素垫料的笼中，侧卧位恢复。至少观察4小时，每2小时观察一次，或直至大鼠无疼痛表现，之后每日观察一次。术后立即给予酮洛芬 [5 mg/kg，皮下注射 (SQ)]，若大鼠出现疼痛或痛苦迹象，则每12小时给药一次。根据我们的经验，初始注射后无需额外镇痛的大鼠未出现疼痛。可能提示需要追加镇痛剂量的观察特征包括但不限于：异常姿势；呼吸频率增加或减少；体况差或毛发凌乱；切口部位感染或炎症；眼部分泌物；竖毛（“毛发直立”）；对声音或触觉刺激的活动反应减弱。 
	注意：术后恢复72小时且体重较置管前增加&#62;10 g的大鼠将被纳入研究。</li>
</ol>
11. 与血流动力学系统的连接
<ol>
	<li>恢复后，将健康的大鼠（体重增加 &#62; 10 g）纳入研究。将大鼠放入亚克力 chamber 中，并按照先前所述方法进行麻醉。</li>
	<li>在手术台上铺无菌巾，放置无菌止血钳、显微镊子以及连接钝针的 1 ml 注射器。 
	注意：止血钳尖端应套上橡胶帽，以避免损伤导管。将麻醉后的大鼠仰卧位置于手术台上，鼻部插入鼻罩以维持麻醉（3–5%），并保持自主呼吸。</li>
	<li>使用一对带橡胶帽的止血钳夹闭动脉和静脉导管，位置位于金属插销下方。用镊子取下导管末端的金属插销，连接装有肝素生理盐水并带有钝针的 1 ml 注射器。随后松开止血钳，回抽 0.1 ml 液体，以确认导管通畅。</li>
	<li>重新夹闭导管，取下针头，并将该端连接至一段更长的导管（预先用肝素生理盐水冲洗），该导管连接至旋转接头，并固定于鞋盒式笼具上方。将这些导管连接至传感器，用于数据采集与记录、取样或输注。 
	注意：所有导管均用弹簧状护管保护，长度足以允许动物在笼内自由活动。</li>
	<li>连接导管后，停止麻醉，将动物置于铺有纤维素垫料的笼中，以胸卧位恢复。为维持动脉导管通畅，每小时手动冲洗一次，每次使用 0.05 ml 肝素生理盐水（50 IU/ml），持续 24 小时，此操作与动物的常规观察评估同步进行。</li>
</ol>
12. 血液采样、压力监测与药物给药
<ol>
	<li>将空注射器连接至与动脉导管相连的三通阀，抽出0.6 ml管内冲洗液。连接采样注射器，采集样本，然后回注0.6 ml管内冲洗液，再注入0.7 ml肝素化生理盐水冲洗液。</li>
	<li>使用数据采集硬件和软件持续测量并记录平均动脉压（MAP）和心率。</li>
	<li>将自动给药系统（ADDS）连接至静脉导管。 
	注意：ADDS根据检测到的平均动脉压（MAP）自动调节血管加压药输注速率（高剂量、低剂量或零剂量），以维持血压在正常生理范围内。</li>
</ol>

<ol><li>Buckingham, R. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Indwelling+catheters+for+direct+recording+of+arterial+blood+pressure+and+intravenous+injection+of+drugs+in+the+conscious+rat%5BTitle%5D)+AND+%22J+Pharm.+Pharmacol%22%5BJournal%5D)">Indwelling catheters for direct recording of arterial blood pressure and intravenous injection of drugs in the conscious rat.</a> J Pharm. Pharmacol. 28 (5), 459-461 (1976).</li>
<li>Buckle, J. W., Nathaniels, P. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Proceedings%3A+A+dual+catheter+system+for+the+simultaneous+infusion+and+sampling+of+the+vascular+system+of+the+unrestrained+rat%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Physiol%22%5BJournal%5D)">Proceedings: A dual catheter system for the simultaneous infusion and sampling of the vascular system of the unrestrained rat.</a> J. Physiol. 242 (2), 55P-56P (1974).</li>
<li>Solomon, S. B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effective+dosing+of+lipid+A+analogue+E5564+in+rats+depends+on+the+timing+of+treatment+and+the+route+of+Escherichia+coli+infection%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Infect.+Dis%22%5BJournal%5D)">Effective dosing of lipid A analogue E5564 in rats depends on the timing of treatment and the route of Escherichia coli infection.</a> J. Infect. Dis. 193 (5), 634-644 (2006).</li>
<li>Cui, X., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Bacillus+anthracis+cell+wall+produces+injurious+inflammation+but+paradoxically+decreases+the+lethality+of+anthrax+lethal+toxin+in+a+rat+model%5BTitle%5D)+AND+%22Intensive+Care+Med%22%5BJournal%5D)">Bacillus anthracis cell wall produces injurious inflammation but paradoxically decreases the lethality of anthrax lethal toxin in a rat model.</a> Intensive Care Med. 36 (1), 148-156 (2010).</li>
<li>Quezado, Z. M., Natanson, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Systemic+hemodynamic+abnormalities+and+vasopressor+therapy+in+sepsis+and+septic+shock%5BTitle%5D)+AND+%22Am.+J.+Kidney+Dis%22%5BJournal%5D)">Systemic hemodynamic abnormalities and vasopressor therapy in sepsis and septic shock.</a> Am. J. Kidney Dis. 20 (3), 214-222 (1992).</li>
<li>Perdue, P. W., Kazarian, K. K., Nevola, J., Law, W. R., Williams, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+use+of+local+and+systemic+antibiotics+in+rat+fecal+peritonitis%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Surg.+Res%22%5BJournal%5D)">The use of local and systemic antibiotics in rat fecal peritonitis.</a> J. Surg. Res. 57 (3), 360-365 (1994).</li>
<li>Qiu, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+individual+survival+benefits+of+tumor+necrosis+factor+soluble+receptor+and+fluid+administration+are+not+additive+in+a+rat+sepsis+model%5BTitle%5D)+AND+%22Intensive+Care+Med%22%5BJournal%5D)">The individual survival benefits of tumor necrosis factor soluble receptor and fluid administration are not additive in a rat sepsis model.</a> Intensive Care Med. 37 (10), 1688-1695 (2011).</li>
<li>Cui, X., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Severity+of+sepsis+alters+the+effects+of+superoxide+anion+inhibition+in+a+rat+sepsis+model%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Appl.+Physiol%22%5BJournal%5D)">Severity of sepsis alters the effects of superoxide anion inhibition in a rat sepsis model.</a> J. Appl. Physiol. 97 (4), 1349-1357 (2004).</li>
<li>Karzai, W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Protection+with+antibody+to+tumor+necrosis+factor+differs+with+similarly+lethal+Escherichia+coli+versus+Staphylococcus+aureus+pneumonia+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Anesthesiology%22%5BJournal%5D)">Protection with antibody to tumor necrosis factor differs with similarly lethal Escherichia coli versus Staphylococcus aureus pneumonia in rats.</a> Anesthesiology. 99 (1), 81-89 (2003).</li>
<li>Jespersen, B., Knupp, L., Northcott, C. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Femoral+Arterial+and+Venous+Catheterization+for+Blood+Sampling%2C+Drug+Administration+and+Conscious+Blood+Pressure+and+Heart+Rate+Measurements%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Vis.+Exp%22%5BJournal%5D)">Femoral Arterial and Venous Catheterization for Blood Sampling, Drug Administration and Conscious Blood Pressure and Heart Rate Measurements.</a> J. Vis. Exp. (59), e3496(2012).</li>
</ol>

作者无潜在利益冲突。

研究疾病临床模型的治疗方案需要能够准确进行血流动力学监测，因此必须建立血管通路。在我们的脓毒症模型中，动脉插管可实现全身血压监测，静脉插管则可用于实施标准临床治疗。脓毒症的标准治疗包括输注抗生素以治疗细菌感染，以及输注液体和血管加压药以维持动脉血压在目标范围内。两条导管均可用于采血。本实验设计中，采用可编程输液泵，并根据实时平均动脉压自动触发血管加压药的输注速率，这一方法较临床环境中依赖医护人员手动滴定更为先进，同时在临床前研究中使得该治疗模式能够应用于大量动物的研究。
在模型开发初期出现了一些并发症，包括因结扎过紧导致动脉和静脉导管部分堵塞，PU2和PU3组件上的结扎线（1-2％）；颈静脉导管误插入小分支血管，（&#60;1%）；恢复后原因不明的猝死（无肺血栓或其他器官损伤迹象），（1-2%）通过维持异氟烷浓度为2-3.5%并配合O₂可避免2 流速为2 L/min。未观察到出血、局部感染和自伤等其他常见手术并发症。一旦手术技术熟练，每次操作应在15分钟内完成。以健康恢复和导管通畅为指标的成功率，在完全掌握技术后可超过90%。每项研究额外增加一只动物，以减少数据丢失和所需动物总数，并应对导管失败（仅用于输注）或因并发症导致的死亡情况。
该操作中最关键的步骤是导管的设计与放置。导管尖端的材料需要足够柔软，以避免刺破血管壁，同时又不能过于容易发生压痕变形。导管主体部分则需比尖端更坚硬，以便能够充分推进至血管内，并固定在适当位置。图1展示了动脉导管所连接的三种不同直径的管路，以及静脉导管所连接的两种不同直径的管路。这些组件相互套接，以减小导管尖端的直径，并使用胶水粘合，同时添加锚定结构，以确保导管在血管或心脏内的位置得以维持。
恢复并连接至旋转连接器和导管后，平均动脉压（MAP）和中心静脉压（CVP）波形应与图2所示数据相似。监测期间为维持动脉导管通畅，应每小时用肝素盐水冲洗一次（0.05 ml）。持续输注可保持静脉导管通畅。在连接导管和冲洗过程中，必须密切注意确保管路中无气泡。体积≥0.1 ml的气泡可能导致肺、脑或其他器官的栓塞。血流动力学波形将在研究过程中持续记录并分析。当压缩x轴时间时，图3展示了1小时内MAP和CVP的变化，以及血管加压药输注对心率和效应的影响。
该操作方法存在若干潜在的局限性。在我们的研究中，导管可保持通畅长达11天。目前尚不清楚导管在此时间之后仍能维持通畅多久。为使导管按所述方式置入，血管需达到一定最小尺寸，该尺寸大致与啮齿类动物的体重相关，因此要求参与本研究的动物体重超过200 g。使用更小直径的导管将导致流阻增加，从而降低通畅性。&#160;获取中心静脉压测量值需要将导管精确放置于心房内，且必须充分考虑研究期间动物体型增长所带来的影响，这可能具有挑战性。
一旦掌握，动脉和血管插管技术可为多种需要血流动力学监测、采血以及输注液体或治疗药物的大鼠模型奠定基础，同时在动物恢复后，可最大程度减少操作和抓取过程中可能引起的疼痛与不适。事实上，结合此前《JoVE》发表的一篇关于股静脉插管技术的文章10，我们已成功建立具有3根植入式导管的动物模型。

大鼠的动脉和静脉插管技术长期以来一直用于实验室研究。1, 2 插管可用于监测血流动力学参数，包括收缩压、舒张压和平均动脉压（MAP）、心率（HR）以及中心静脉压（CVP）。3,4 此外，这些导管还可用于输注标准治疗药物或潜在疗法，以及采集血液样本，以进一步分析疾病或治疗的潜在机制。因此，在小型动物模型中建立血管通路对于研究临床性能指标和治疗效果至关重要。
为了研究危重疾病的潜在病因，首先需要建立一个能够模拟人类病情的模型。通过气管内接种已知数量的细菌，已成功用于复制肺炎的发病过程，这是一种严重的肺部感染，可进一步发展为脓毒症。3, 5 监测血流动力学指标并提供标准临床治疗对于模拟常规支持性治疗至关重要。标准临床治疗包括输注抗生素，以帮助清除基础感染，以及输液和使用血管加压药，这两种疗法均用于脓毒症患者以维持血压。5-7 血管通路，特别是通畅导管的植入，在研究脓毒症的实验性疗法时尤为重要。
多年来，由于缺乏具备所需特性的材料来制造可植入导管，以及输注技术难以长时间精确输送小体积液体，导致在啮齿类动物中实施标准临床治疗的能力受到限制。此外，当使用啮齿类研究中典型的较大样本量时，能够根据对特定血流动力学指标的连续监测来触发输注，有助于建立一致且可重复的标准治疗模型8, 9。尽管目前在材料和精密硬件方面的技术局限已得到克服，但若要同时进行常规治疗并监测血流动力学参数，则必须同时具备动脉和静脉血管通路。
本视频详细介绍了在麻醉大鼠中植入颈动脉和颈外静脉导管的手术技术。经过72小时恢复期后，动物将被再次麻醉，并连接至固定装置和旋转连接器系统，该系统与啮齿类动物饲养笼相连，用于将已植入的导管连接至血流动力学监测系统。在实验过程中，该系统可根据预设输注速率输送特定体积的液体，或通过自动化系统根据检测到的平均动脉压动态调节输注速率，以维持目标血压范围。液体输注系统采用可编程注射泵，通过与数据采集系统的数字输出接口连接，并由监测平均动脉压（MAP）的软件进行控制。固定装置与旋转连接器系统可在不干扰动物的情况下，实现实验期间大鼠自由活动，同时持续监测血压、输注液体和血管加压药物，并进行血液采样。借助该硬件系统，可同时监测最多12只实验动物（每只植入2根导管，在本实验设置中），系统还可扩展至监测24只实验动物，从而为在单次实验中研究多个分层分组提供了极大的灵活性。
该导管插入术可为使用类似啮齿类动物模型的研究机构带来益处，这些模型需要血管通路以进行长达11天的监测、采样和治疗。如果考虑采用此操作的研究机构已具备啮齿类动物操作经验以及适当的动物维持支持体系，则掌握此项技术可显著节约成本，将每只导管植入大鼠的总成本从超过180美元降低至50美元以下（包括未处理大鼠、导管组件和技术成本），并提高实验安排的灵活性（未处理大鼠可随时获得，而植入导管大鼠则受限于公司供货周期）。该操作的成功与否取决于执行导管插入人员的技术水平。为熟练掌握此技术所需训练用动物数量通常为20至40只大鼠，最终导管通畅率可达&#62;90%。

<table><tbody><tr><td>直显微解剖镊</td><td>Roboz</td><td>RS-8102</td><td>手术器械</td></tr><tr><td>精细直止血镊</td><td>Roboz</td><td>RS-7114</td><td>手术器械</td></tr><tr><td>精细弯止血镊</td><td>Miltex</td><td>&amp;nbsp;7-4</td><td>手术器械</td></tr><tr><td>弯曲型超精细微型止血夹</td><td>Roboz</td><td>RS-5471</td><td>手术器械</td></tr><tr><td>微型解剖钩</td><td>Miltex</td><td>19-220</td><td>手术器械</td></tr><tr><td>带角度刃口微型解剖弹簧剪</td><td>Roboz</td><td>RS-5618</td><td>手术器械</td></tr><tr><td>轻型手术剪</td><td>Roboz</td><td>RS-6750</td><td>手术器械</td></tr><tr><td>手术刀柄及刀片（#10）</td><td>Cincinnati Surgical</td><td>RS-9843</td><td>手术器械</td></tr><tr><td>4-0 丝线缝合包（带弯针）</td><td>Ethicon</td><td>FS-2</td><td>手术器械</td></tr><tr><td>直显微缝合针持</td><td>Roboz</td><td>RS-6410</td><td>手术器械</td></tr><tr><td>伤口夹</td><td>Stoelting</td><td>59027</td><td>手术器械</td></tr><tr><td>无菌纱布 2&quot;x2&quot;&amp;nbsp;</td><td>Dynarex</td><td>3362</td><td>耗材</td></tr><tr><td>纱布 4&quot;x4&quot;&amp;nbsp;</td><td>Covidien</td><td>2556</td><td>耗材</td></tr><tr><td>麻醉蒸发器</td><td>Surgivet</td><td>V703001</td><td>设备</td></tr><tr><td>亚克力箱</td><td>Custom</td><td></td><td>设备</td></tr><tr><td>异氟烷</td><td>Baxter</td><td></td><td>设备</td></tr><tr><td>下吸式工作台</td><td>Airscience</td><td></td><td>设备</td></tr><tr><td>台式手术平台</td><td>Custom</td><td></td><td>设备</td></tr><tr><td>动脉导管</td><td>Custom - Scientific Commodities Inc.</td><td></td><td>耗材</td></tr><tr><td>静脉导管</td><td>Custom - Scientific Commodities Inc.</td><td></td><td>耗材</td></tr><tr><td>数据采集系统</td><td>ADInstruments</td><td>Powerlab 16/30</td><td>设备</td></tr><tr><td>数据分析软件</td><td>ADInstruments</td><td>LabChart v7.3</td><td>设备</td></tr><tr><td>可编程输注泵</td><td>Harvard Apparatus</td><td>PHD Ultra</td><td>设备</td></tr></tbody></table>

清醒大鼠模型中经颈动脉和颈静脉插管用于血流动力学测量、输注及采血

关键词：颈动脉插管，颈静脉插管，血流动力学，输注，采血，清醒动物模型，大鼠

Catheterization of the Carotid Artery and Jugular Vein to Perform Hemodynamic Measures, Infusions and Blood Sampling in a Conscious Rat Model

用于研究危重疾病的动物小模型的成功程度，在一定程度上取决于该模型模拟人类疾病状态的能力。通过气管内接种已知数量的细菌，已成功用于复制肺炎的发病过程，继而发展为脓毒症。监测血流动力学参数并提供标准临床治疗（包括输注抗生素、液体以及维持血压的药物）对于在该模型中模拟常规支持性治疗至关重要；但实现这些干预需要同时建立动脉和静脉通路。本视频详细展示了在麻醉大鼠体内植入颈动脉和颈外静脉导管的外科手术技术。经过72小时恢复期后，动物将被再次麻醉，并连接至与笼具相连的悬吊式导管转轴装置，该装置将植入的导管与血流动力学监测系统相连接。此装置可在研究期间允许大鼠自由活动，同时持续监测血压、输注液体和药物（如抗生素、血管加压药），并进行血液采样。

血管压力的变化通过充满液体的导管传递（图1），并被转换为由血流动力学波形表示的电信号（图2、图3）。若无血管通路，这些测量将无法实现。波形的实时流式传输可实现逐搏检测与分析（图2）。压缩波形的时间尺度，则可量化较长时间内（数分钟至数天）发生的变化（图3，上方4条波形），这些变化可与血管加压药物输注速率的调整相关联（图3，下方4条波形）。
<img alt="显示带有锚点的PU、PE和乙烯基段的动脉和静脉导管示意图。" src="/files/ftp_upload/51881/51881fig1.jpg" data-altupdatedat="1787630408000" data-alt="图1"> 
图1. 导管设计：动脉和静脉导管各组件的详细说明。PU，聚氨酯；PE，聚乙烯（段长度）<a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/51881/51881fig1highres.jpg" target="_blank">请点击此处查看此图的放大版本。</a>
<img alt="心率监测图；心电图信号分析；随时间变化的数据追踪；诊断图表。" src="/files/ftp_upload/51881/51881fig2.jpg" data-altupdatedat="1787630408000" data-alt="图 2"> 
图 2. 导管植入后第7天，4种典型啮齿类动物持续7秒的实时平均动脉压（MAP）波形。 <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/51881/51881fig2highres.jpg" target="_blank">请点击此处查看此图的高清版本。</a>
<img alt="生理信号分析，多通道图，数据监测，生物医学研究。" src="/files/ftp_upload/51881/51881fig3.jpg" data-altupdatedat="1787630408000" data-alt="图3"> 
图3. 四只典型啮齿类动物在导管植入术后第7天1小时内的时间压缩平均动脉压（MAP）波形（上方4条波形）。 当对MAP进行平均（下方4条波形）后，该数值将用于触发输注泵的ADDS高流量（&lt; 90 mmHg）、低流量（&lt;100 mmHg）或停止（&gt;110 mmHg）响应。<a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/51881/51881fig3highres.jpg" target="_blank">请点击此处查看该图的高清版本。</a>

在小型动物模型研究中，建立血管通路以测量血流动力学参数、输注液体和采集血样至关重要。本文介绍了一种在麻醉大鼠的颈动脉和颈外静脉中植入导管的技术，用于连接监测系统，实现持续监测、输液和采样。

小型动物模型在研究危重疾病方面的成功，在一定程度上取决于该模型模拟人类疾病状态的能力。

本实验的总体目标是介绍一种在可自由活动的大鼠中，将导管植入颈动脉和颈外静脉的技术，用于测量血流动力学参数、输注液体以及采集血样。该技术首先将导管插入右侧颈静脉，随后将另一导管插入左侧颈动脉。两条导管经皮下隧道引出，并从肩胛骨之间穿出体外。最终，将导管连接至套管和旋转装置，使大鼠能够自由活动。在此期间，实验人员可测量压力、输注液体并采集血样。由于该方法的多个步骤较难掌握，因此对其进行可视化演示至关重要。导管通畅性取决于精确的放置，而这一操作具有很强的技术性，因此在手术前观察操作过程显得尤为重要。所有器械和导管必须经过气体灭菌。使用肝素化甘油检查导管是否泄漏，方法是将每根导管充满肝素化甘油，并用金属堵头封住。使用70%乙醇清洁工作台及所有表面。然后用无菌手术单覆盖操作台，并在器械托盘上另加一层手术单。大鼠失去意识后，剃除其颈部前面和后面的毛发。剃毛后，将润滑剂涂抹于大鼠的眼睛。现在将动物转移至手术区域，放置在加热垫上以维持其体温。然后安装鼻罩，输送 3.5% 异氟烷。使用聚维酮碘和 70% 乙醇交替擦拭清洁皮肤，完成术前准备。通过夹捏足趾确认大鼠无反应。 然后首先使用剪刀开始手术，在肩胛骨之间沿中线做一道0.5厘米长的皮肤切口。接着将大鼠翻转至仰卧位，用橡皮筋轻轻将其四肢向两侧固定，并在其颈部下方放置一些卷起的纱布，以改善手术区域的暴露。现在使用手术刀在锁骨水平位置、紧邻正中线右侧的颈部腹侧皮肤做一处两厘米长的切口，以插管右颈静脉。首先，使用止血钳钝性分离右颈静脉，游离出唾液腺和淋巴组织，分离并暴露颈静脉约五毫米的一段区域。然后使用4-0丝线缝合，在颈静脉的头端和尾端分别放置松结，以最大程度暴露颈静脉。接着，用显微外科剪刀在两结扎线之间沿纵轴方向剪开一个切口，长度与导管相适应。然后在切开后，将头端结扎线围绕血管打结固定。使用显微解剖钩和镊子将导管沿颈静脉向心脏方向插入，直至聚氨酯三F段完全进入血管内。然后收紧头端和尾端的结扎线以固定导管。接下来，对左侧颈动脉进行插管。首先，使用止血钳钝性分离胸骨舌骨肌，暴露左侧颈总动脉约五毫米的血管段。确保迷走神经已完全与动脉分离，切勿撕裂或损伤神经。接下来，在血管的尾端用四号丝线打一个松结。然后结扎血管的头端，并关键性地在结扎线尾侧上方放置一个 bulldog 夹，以阻断切口后的血流。使用显微外科剪刀，在两条结扎线之间沿纵轴做一切口，以便插入导管。然后使用显微解剖钩和镊子将动脉导管向心脏方向插入。现在，在不锁定的情况下，用小型持针器紧紧夹住导管在血管内的部分。然后移除动脉夹。然后使用镊子，一边缓慢松开持针器，一边推进导管，将整个PU 2F段置入颈动脉。此步骤需要练习以尽量减少失血。现在收紧导管周围的结扎线，但不要过紧以免造成阻塞。最后，使用直型止血钳在皮下进行隧道式穿引，将一根长五厘米的导管经耳后并通过耳杆之间的切口穿出。然后将导管经该导管引出体外，随后移除导管。现在用三个不锈钢伤口夹闭合脑室切口，同时固定已引出体外的导管。然后使用4-0丝线缝合背侧切口。此时终止麻醉，术后将大鼠置于侧卧位的纤维素垫料上使其恢复。每两小时观察大鼠一次，持续至少四小时，或直至其不再表现出疼痛迹象。然后每天检查大鼠。如果大鼠需要镇痛，应每12小时给予一次酮洛芬作为准备。使用肝素生理盐水预冲洗盘绕的长导管。使用转轴将这些导管连接到鞋盒式笼子的顶部，并将大鼠体外导管连接好，以先前相同的方法麻醉大鼠，并通过鼻罩持续给予麻醉气体，确保大鼠耐受该操作。现在使用带橡胶帽的止血钳，在金属插销下方夹住动脉和静脉导管，橡胶帽可防止导管受损。然后用一把镊子取下导管末端的金属插销，并用钝头针连接一支装有一毫升肝素生理盐水的注射器。依次移除止血钳，抽出 0.1 毫升液体以确认导管通畅。随后重新夹闭导管，取出针头并连接较长的导管。然后将长导管连接至换能器。操作完成后，将大鼠置于仰卧位，在纤维素垫料上恢复。为维持动脉导管通畅，需每小时用0.05毫升肝素化生理盐水冲洗导管，此操作应与动物的常规评估同时进行。如需采集血样，首先将一个空注射器连接至与动脉导管相连的三通阀上。抽取0.6毫升管内冲洗液。然后将采样注射器连接至管路并采集血样。接着，回注管内冲洗液，并随后注入0.7毫升肝素化生理盐水。同时，软件会记录平均动脉压（MAP）和心率，并可通过连接至静脉导管的自动化系统给药，该系统利用实时压力数据维持生理状态。血管压力的变化通过液体传导的导管传递，并转换为电信号。数据以血流动力学波形的形式呈现。如果没有血管通路，这些测量将无法进行。实时数据流使实验人员能够逐搏检测并分析变化。通过压缩波形的时间尺度，可对长时间内发生的变化进行量化。正如预期，该数据将与血管加压药输注速率的变化相关。只要操作得当，掌握此技术后可在不到15分钟内完成。

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