Name: 在新生小鼠静脉注射 (视频) | JoVE Journal
Uploaded: 2014-11-11T13:00:00.000+00:00
Duration: 5 min 17 s
Description: 学习新生小鼠静脉注射技术，用于儿科疾病模型研究中的药物递送。该方法适用于一至两天龄幼鼠，通过颞静脉注射实现非侵入性给药，便于评估治疗效果并推进神经科学领域的早期干预研究。

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作者谨此感谢 NINDS、FightSMA 和 Families of SMA 提供的经费支持。SEGL 获得 NINDS 培训资助项目 #5T32NS077984-02 的支持。

本方案中列出的所有操作步骤均已获得俄亥俄州立大学动物使用与护理研究所委员会（IACUC）的批准。
1. 实验室工作区的准备
<ol>
	<li>准备湿冰以麻醉小鼠幼崽，准备一个空笼子用于将母鼠与幼崽隔开，准备一台解剖显微镜，一个可调节至注射角度的光源（使用与注射部位呈90°&#160;的光源会遮挡静脉），准备一个清洁的操作台面用于放置动物进行注射，另备棉签、3/10 cc胰岛素注射器（每只动物使用一支）配3/8” 30 G&#160;针头，以及用于训练的1%伊文思蓝染料溶液（用磷酸盐缓冲液（PBS）配制）。</li>
	<li>在操作幼崽时，将母鼠移至另一个笼子中。</li>
</ol>
2. 注射操作步骤
<ol>
	<li>将一只幼鼠直接置于湿冰上 30–60 秒&#160;以麻醉动物。由于长时间置于冰上可能导致低体温相关并发症（包括心室颤动、组织缺氧和代谢性酸中毒），切勿使动物在冰上停留过久。 
	注意：根据我们的经验，30–60 秒&#160;足以减缓幼鼠活动，便于进行注射。如需更深程度的麻醉，可使用吸入性麻醉剂，例如 1–2% 异氟烷。</li>
	<li>在动物处于冰上的同时，用注射器吸取 30 μl 伊文思蓝染料。</li>
	<li>当动物已完全麻醉（表现为在冰上无任何运动但仍保持呼吸）时，将其移至显微镜下。若为右手注射，应使动物的吻部朝向右侧。用左手食指按住吻部，左手中指置于耳芽后方，使耳芽位于食指与中指之间（图 1）。</li>
	<li>在耳芽前方稍前处寻找一条表浅毛细血管，该血管在皮肤移动时会随之移动。此毛细血管并非注射目标，但其识别对定位颞静脉至关重要。接下来，在该毛细血管下方寻找一条颜色较深、呈阴影状的静脉，该静脉位置固定，不随皮肤移动而改变。颞静脉呈暗影状，由背侧向腹侧走行，并汇入颈静脉（图 1）。</li>
	<li>将针头斜面向上刺入颞静脉。若进针正确，可通过皮肤观察到针头斜面被血液充盈。随后缓慢推动针栓，并观察到颜面部静脉出现褪色现象。</li>
	<li>让针头在静脉内额外保留 10–15 秒&#160;，以防止注入物反流。</li>
</ol>
3. 注射后处理
<ol>
	<li>注射成功后，幼鼠应几乎立即变为蓝色。拔出针头，并轻轻按压棉签于注射部位，直至血液凝固。</li>
	<li>密切观察幼鼠是否有痛苦迹象。让幼鼠恢复并复温 2–3 分钟&#160;，待其意识恢复、能够直立并自主活动后，再放回笼中。必要时，可将幼鼠置于实验人员戴着手套的手中，用手掌温度提供适当保暖以促进恢复。或者，在母鼠所在的笼子下方放置加热垫，以帮助被注射的幼鼠升温。通常在注射伊文思蓝染料后，需对幼鼠实施安乐死。注射实验物质时，不应加入染料。</li>
	<li>将幼鼠放回原笼，并确保其身上沾有垫料和/或筑巢材料，以保证母鼠重新接受该幼鼠。</li>
	<li>每只幼鼠均应使用新的注射器和棉签，以维持无菌操作。</li>
</ol>

<ol><li>Foust, K. D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Intravascular+AAV9+preferentially+targets+neonatal+neurons+and+adult+astrocytes%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Intravascular AAV9 preferentially targets neonatal neurons and adult astrocytes.</a> Nature. 27, 59-65 (2009).</li>
<li>Dominguez, E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Intravenous+scAAV9+delivery+of+a+codon-optimized+SMN1+sequence+rescues+SMA+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Human+molecular+genetics%22%5BJournal%5D)">Intravenous scAAV9 delivery of a codon-optimized SMN1 sequence rescues SMA mice.</a> Human molecular genetics. 20, 681-693 (2011).</li>
<li>Rahim, A. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Intravenous+administration+of+AAV2%2F9+to+the+fetal+and+neonatal+mouse+leads+to+differential+targeting+of+CNS+cell+types+and+extensive+transduction+of+the+nervous+system%5BTitle%5D)+AND+%22FASEB+journal+%3A+official+publication+of+the+Federation+of+American+Societies+for+Experimental+Biology%22%5BJournal%5D)">Intravenous administration of AAV2/9 to the fetal and neonatal mouse leads to differential targeting of CNS cell types and extensive transduction of the nervous system.</a> FASEB journal : official publication of the Federation of American Societies for Experimental Biology. 25, 3505-3518 (2011).</li>
<li>Foust, K. D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Rescue+of+the+spinal+muscular+atrophy+phenotype+in+a+mouse+model+by+early+postnatal+delivery+of+SMN%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Biotechnol%22%5BJournal%5D)">Rescue of the spinal muscular atrophy phenotype in a mouse model by early postnatal delivery of SMN.</a> Nat Biotechnol. 28, 271-274 (2010).</li>
<li>Duque, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Intravenous+administration+of+self-complementary+AAV9+enables+transgene+delivery+to+adult+motor+neurons%5BTitle%5D)+AND+%22Mol+Ther%22%5BJournal%5D)">Intravenous administration of self-complementary AAV9 enables transgene delivery to adult motor neurons.</a> Mol Ther. 17, 1187-1196 (2009).</li>
<li>Bostick, B., Ghosh, A., Yue, Y., Long, C., Duan, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Systemic+AAV-9+transduction+in+mice+is+influenced+by+animal+age+but+not+by+the+route+of+administration%5BTitle%5D)+AND+%22Gene+Ther%22%5BJournal%5D)">Systemic AAV-9 transduction in mice is influenced by animal age but not by the route of administration.</a> Gene Ther. 14, 1605-1609 (2007).</li>
<li>Miyake, N., Miyake, K., Yamamoto, M., Hirai, Y., Shimada, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Global+gene+transfer+into+the+CNS+across+the+BBB+after+neonatal+systemic+delivery+of+single-stranded+AAV+vectors%5BTitle%5D)+AND+%22Brain+research%22%5BJournal%5D)">Global gene transfer into the CNS across the BBB after neonatal systemic delivery of single-stranded AAV vectors.</a> Brain research. 1389, 19-26 (2011).</li>
<li>Porensky, P. N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+single+administration+of+morpholino+antisense+oligomer+rescues+spinal+muscular+atrophy+in+mouse%5BTitle%5D)+AND+%22Human+molecular+genetics%22%5BJournal%5D)">A single administration of morpholino antisense oligomer rescues spinal muscular atrophy in mouse.</a> Human molecular genetics. 21, 1625-1638 (2012).</li>
<li>Hua, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Peripheral+SMN+restoration+is+essential+for+long-term+rescue+of+a+severe+spinal+muscular+atrophy+mouse+model%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Peripheral SMN restoration is essential for long-term rescue of a severe spinal muscular atrophy mouse model.</a> Nature. 478, 123-126 (2011).</li>
<li>Kienstra, K. A., Freysdottir, D., Gonzales, N. M., Hirschi, K. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Murine+neonatal+intravascular+injections%3A+modeling+newborn+disease%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+the+American+Association+for+Laboratory+Animal+Science+%3A+JAALAS%22%5BJournal%5D)">Murine neonatal intravascular injections: modeling newborn disease.</a> Journal of the American Association for Laboratory Animal Science : JAALAS. 46, 50-54 (2007).</li>
<li>Glascock, J. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Delivery+of+therapeutic+agents+through+intracerebroventricular+%28ICV%29+and+intravenous+%28IV%29+injection+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22J.+vis.+Exp%22%5BJournal%5D)">Delivery of therapeutic agents through intracerebroventricular (ICV) and intravenous (IV) injection in mice.</a> J. vis. Exp. (56), (2011).</li>
<li>Sands, M. S., Barker, J. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Percutaneous+intravenous+injection+in+neonatal+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Laboratory+animal+science%22%5BJournal%5D)">Percutaneous intravenous injection in neonatal mice.</a> Laboratory animal science. 49, 328-330 (1999).</li>
<li>Bevan, A. K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Early+heart+failure+in+the+SMNDelta7+model+of+spinal+muscular+atrophy+and+correction+by+postnatal+scAAV9-SMN+delivery%5BTitle%5D)+AND+%22Human+molecular+genetics%22%5BJournal%5D)">Early heart failure in the SMNDelta7 model of spinal muscular atrophy and correction by postnatal scAAV9-SMN delivery.</a> Human molecular genetics. 19, 3895-3905 (2010).</li>
<li>Valori, C. F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Systemic+delivery+of+scAAV9+expressing+SMN+prolongs+survival+in+a+model+of+spinal+muscular+atrophy%5BTitle%5D)+AND+%22Science+translational+medicine%22%5BJournal%5D)">Systemic delivery of scAAV9 expressing SMN prolongs survival in a model of spinal muscular atrophy.</a> Science translational medicine. 2, (2010).</li>
<li>Foust, K. D., Poirier, A., Pacak, C. A., Mandel, R. J., Flotte, T. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Neonatal+intraperitoneal+or+intravenous+injections+of+recombinant+adeno-associated+virus+type+8+transduce+dorsal+root+ganglia+and+lower+motor+neurons%5BTitle%5D)+AND+%22Hum+Gene+Ther%22%5BJournal%5D)">Neonatal intraperitoneal or intravenous injections of recombinant adeno-associated virus type 8 transduce dorsal root ganglia and lower motor neurons.</a> Hum Gene Ther. 19, 61-70 (2008).</li>
<li>Guggenbuhl, P., Grosbois, B., Chales, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Gaucher+disease%5BTitle%5D)+AND+%22Joint%2C+bone%2C+spine+%3A+revue+du+rhumatisme%22%5BJournal%5D)">Gaucher disease.</a> Joint, bone, spine : revue du rhumatisme. 75, 116-124 (2008).</li>
<li>Daly, T. M., Vogler, C., Levy, B., Haskins, M. E., Sands, M. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Neonatal+gene+transfer+leads+to+widespread+correction+of+pathology+in+a+murine+model+of+lysosomal+storage+disease%5BTitle%5D)+AND+%22Proc+Natl+Acad+Sci+U+S+A%22%5BJournal%5D)">Neonatal gene transfer leads to widespread correction of pathology in a murine model of lysosomal storage disease.</a> Proc Natl Acad Sci U S A. 96, 2296-2300 (1999).</li>
<li>Daly, T. M., Ohlemiller, K. K., Roberts, M. S., Vogler, C. A., Sands, M. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Prevention+of+systemic+clinical+disease+in+MPS+VII+mice+following+AAV-mediated+neonatal+gene+transfer%5BTitle%5D)+AND+%22Gene+Ther%22%5BJournal%5D)">Prevention of systemic clinical disease in MPS VII mice following AAV-mediated neonatal gene transfer.</a> Gene Ther. 8, 1291-1298 (2001).</li>
<li>Wang, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Juvenile+neuronal+ceroid+lipofuscinoses%5BTitle%5D)+AND+%22Advances+in+experimental+medicine+and+biology%22%5BJournal%5D)">Juvenile neuronal ceroid lipofuscinoses.</a> Advances in experimental medicine and biology. 724, 138-142 (2012).</li>
<li>Forsythe, E., Beales, P. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Bardet-Biedl+syndrome%5BTitle%5D)+AND+%22European+journal+of+human+genetics%22%5BJournal%5D)">Bardet-Biedl syndrome.</a> European journal of human genetics. 21, 8-13 (2013).</li>
<li>Bevan, A. K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Systemic+gene+delivery+in+large+species+for+targeting+spinal+cord%2C+brain%2C+and+peripheral+tissues+for+pediatric+disorders%5BTitle%5D)+AND+%22Mol+Ther%22%5BJournal%5D)">Systemic gene delivery in large species for targeting spinal cord, brain, and peripheral tissues for pediatric disorders.</a> Mol Ther. 19, 1971-1980 (2011).</li>
<li>Yardeni, T., Eckhaus, M., Morris, H. D., Huizing, M., Hoogstraten-Miller, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Retro-orbital+injections+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Lab+animal%22%5BJournal%5D)">Retro-orbital injections in mice.</a> Lab animal. 40, 155-160 (2011).</li>
<li>Saunders, N. R., Joakim Ek, C., Dziegielewska, K. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+neonatal+blood-brain+barrier+is+functionally+effective%2C+and+immaturity+does+not+explain+differential+targeting+of+AAV9%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+biotechnology%22%5BJournal%5D)">The neonatal blood-brain barrier is functionally effective, and immaturity does not explain differential targeting of AAV9.</a> Nature biotechnology. 27, 804-805 (2009).</li>
<li>Foust, K. D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Therapeutic+AAV9-mediated+suppression+of+mutant+SOD1+slows+disease+progression+and+extends+survival+in+models+of+inherited+ALS%5BTitle%5D)+AND+%22Mol+Ther%22%5BJournal%5D)">Therapeutic AAV9-mediated suppression of mutant SOD1 slows disease progression and extends survival in models of inherited ALS.</a> Mol Ther. 21, 2148-2159 (2013).</li>
</ol>

作者无任何利益冲突需要披露。

在新生小鼠疾病模型中，向中枢神经系统（CNS）或全身进行血管内给药具有较大难度。本文所述方案是一种快速、相对无创的静脉注射方法，可在设备需求最少的条件下对新生小鼠进行给药。尽管颞面部静脉肉眼可见，但在显微镜和光纤光源辅助下注射可提高准确性，尤其适用于缺乏经验的操作者。新生小鼠的血管内注射成功率较高12，即使部分药液被注入皮下，早期幼鼠中仍可观察到腺相关病毒（AAV）的转导效果。该注射操作对幼鼠耐受性良好，FVB/N 或 C57BL/6 背景的母鼠对幼鼠的操作也耐受良好。然而，极少数情况下母鼠可能毁弃整窝幼崽。本方法可在体重低至 0.8 g 至 1.6 g 的小鼠中成功实施。我们及其他研究者已发表过其他新生小鼠给药途径，包括眶后静脉、颈静脉及腹腔注射10,15,22。我们更倾向于采用此处描述的注射途径，因其具有临床相关性，仅需单名实验人员操作且无需特殊设备，同时可容纳较宽范围的给药体积。
进行注射时常见的问题是难以观察到颞静脉，从而导致针头位置错误。使用光纤光源时，应将其置于小于&#60;90°的角度，并向下照射头部，以获得最佳的静脉视野。...

在儿童疾病的小鼠模型中，将治疗剂递送至中枢神经系统（CNS）仍是一项挑战。用于模拟新生儿疾病状态的小鼠体型较小且发育不成熟，因此难以直接向CNS内适当结构进行注射。血管内注射治疗剂是一种非侵入性且耐受性良好的方法，可将细胞、药物或病毒载体递送至全身，包括中枢神经系统1-5和视网膜3,5-9。先前的研究报道了使用透射光源经颞面部静脉注射的方法10,11，但无需解剖显微镜11,12，或需要两人协作完成注射10。本方案所描述的注射技术具有优势，因其仅需一人即可完成仔鼠注射，且用于观察颞静脉的光源不接触仔鼠，从而无需使用手术胶带或将仔鼠固定于透射光源等固定表面11。在小鼠中递送9型腺相关病毒载体血清型（AAV9）可在全脑及脊髓的神经元和星形胶质细胞中实现高效表达（图1）。通过浅表颞面部静脉进行病毒载体的血管内递送已在多种新生小鼠研究中被可靠应用，用于治疗儿童神经肌肉疾病脊髓性肌萎缩症（SMA）2,4,13,14，并最终延长了治疗小鼠的寿命。
对新生小鼠进行血管内注射也能有效靶向周围神经系统和外周器官（图2）。注射腺相关病毒（AAV）后，已观察到背根神经节、肝脏、心脏、骨骼肌、肺以及肠道肌间神经丛的转导1,3,6,7,15。由于该注射方法可实现中枢神经系统和外周组织的广泛转导，因此特别适用于需要转基因全身性表达的疾病，例如高雪氏病16及其他溶酶体贮积症17,18、巴滕病及相关神经元蜡样脂褐质沉积症19，以及症状始于幼儿期的多系统遗传病——巴德-比德尔综合征20。新生小鼠血管内注射还应被视为一种模拟全身性儿科疾病的新型建模方法。该技术已被拓展至更大的动物模型5,21，且血管内注射本身已是临床上可接受的治疗递送方式。
本方案描述了一种简单且高效的方法，可在出生后第2天或之前通过幼鼠的浅表颞面部静脉递送试剂。该注射操作可由一名经过训练的人员独立完成，对幼鼠及其母鼠均具有良好的耐受性。幼鼠所经历的不适极小，并能迅速恢复。重要的是，成功的注射可实现所给予试剂的全身性分布。本方案适用于向新生小鼠递送病毒载体、药物制剂或细胞。

<table><tbody><tr><td>Thinpro 胰岛素注射器</td><td>Terumo</td><td>SS30M3009</td><td>3/10 cc，3/8&quot; 针头，30 G，每只小鼠使用 1 支</td></tr><tr><td>伊文思蓝染料</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>E2129</td><td>用 1× 磷酸盐缓冲液稀释至 1%</td></tr><tr><td>棉签</td><td>Fisher Scientific</td><td>23-400-101</td><td></td></tr><tr><td>光纤光源</td><td>Fisher Scientific</td><td>12-562-36</td><td></td></tr><tr><td>解剖显微镜</td><td></td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

新生小鼠静脉注射

Intravenous Injections in Neonatal Mice

静脉注射是一种临床上可应用的治疗递送方式。对于成年啮齿类动物和较大的动物，静脉注射在技术上是可行且常规的操作。然而，某些小鼠模型可能在早期即出现疾病并迅速进展，使得潜在疗法的给药变得困难。小鼠耳芽前方即为颞静脉（或称面部静脉），在出生后前两天内，使用解剖显微镜可在头部两侧清晰观察到该静脉。在此时间窗口内，可向颞静脉注射体积达50 μl的液体。该注射操作安全，幼鼠及其母鼠均能良好耐受。一次典型的注射操作可在1-2分钟内完成，之后即可将幼鼠放回原笼。出生后第三天起，该静脉难以观察，注射操作的技术可靠性也随之下降。该技术已被用于递送腺相关病毒（AAV）载体，根据所选病毒血清型的不同，可实现几乎全身体性且稳定的转基因表达，并持续至动物整个生命周期。

在正确注射过程中，静脉应暂时变得透明或发白。若注射染料，幼鼠全身应在数秒内变蓝。若发生错误注射，常可见头部或颈部皮下出现集中的药液团块，且注射物可能从注射部位渗出。错误注射还可能导致咽喉周围出现瘀斑。接受皮下注射的幼鼠（即 注射未完全进入静脉的小鼠通常不会出现不良副作用，并且对治疗的反应与正确注射的小鼠一样正常。
根据所采用的治疗方式，成功的注射可实现向中枢神经系统及外周器官的广泛递送。当注射表达绿色荧光蛋白（GFP）的自互补腺相关病毒9型（scAAV9），其携带鸡β-肌动蛋白杂合启动子（CB）（合称为“scAAV9 CB GFP”）时，可在多个脑区以及脊髓中的胶质细胞和神经元中检测到外源基因的表达（图2A-2C）。通过血管内注射scAAV9 CB GFP也可在外周组织中实现广泛表达，在心脏和肝脏组织中尤为明显（图3A-3D）。
<img alt="小鼠幼崽标记与操作...

儿科疾病的动物模型可能出现早期发病和快速进展的病情。对幼年小鼠模型进行具有临床相关性的治疗给药在技术上可能较为困难。本方案描述了一种针对出生后前两天内的新生小鼠进行的无创静脉注射方法。

静脉注射是一种临床上可应用的治疗剂递送方式。对于成年啮齿类动物和较大的动物，静脉注射是……

本实验的总体目标是将待测物质通过静脉注射的方式递送至新生小鼠体内。首先需确定需处理的一至二日龄小鼠，第二步是准备注射所需材料。接下来进行注射操作。最后一步是将处理完毕且已清醒的小鼠放回母鼠身边。最终，需要通过下游检测来确定测试物质是否产生了预期的效果。通常，初次使用该方法的人最难掌握的是识别和定位合适的静脉。开始前，应准备好注射过程所需的所有设备。此外，还需配制1%伊文思蓝染料（溶于PBS中），并为每只待注射动物准备一支带有30号针头的胰岛素注射器。接下来，在处理仔鼠时，将母鼠移至另一个笼子中。准备好后，将一只仔鼠直接置于冰上 30 至 60 秒。进行麻醉。由于动物在冰上时存在低体温相关并发症的风险，因此不要将动物在冰上放置过久。使用装有30微升伊文思蓝染料的莲花注射器。当动物已完全麻醉，通过观察其在冰上无活动但仍保持呼吸来确认后，将其移至显微镜下进行右手注射，并将动物的吻部置于正确位置。用左手食指按住吻部，左手中指托住耳廓，使耳廓位于食指与中指之间。检查耳廓前方稍靠前的区域，寻找一条表浅的毛细血管，该血管在皮肤移动时会随之移动。该毛细血管并非目标血管。然而，其识别对于颞静脉的辨认具有重要意义。接下来，寻找位于该毛细血管下方的一条颜色较深、呈阴影状的静脉，该静脉在皮肤位置改变时仍保持固定不动。颞静脉呈阴影状，由背侧向腹侧走行，并汇入颈静脉。进针时针尖斜面朝上，进入颞静脉。若插入正确。可以通过皮肤观察到针头斜面充满血液。然后缓慢按压针栓，并注意静脉沿面部一侧出现的苍白现象。让针头在静脉内再保留额外的10至15秒，以防止注射液回流。注射得当后，幼鼠应几乎立即变为蓝色。拔出针头，并用棉签轻轻按压注射部位，直至血液凝固。让幼崽恢复并回暖两到三分钟。确认幼崽意识清醒、体位正常且能够活动。在放回笼子之前，可将幼崽置于研究人员戴着手套的手中轻轻捧住，以提供适当的 warmth，帮助其恢复。或者，可在母鼠的饲养笼下方放置加热垫，以帮助保温已注射的幼鼠。将幼鼠放回饲养笼后，用垫料覆盖。为确保母鼠接受幼鼠，每次处理每只幼鼠时均应使用新的注射器和棉签，以在新生鼠静脉注射 AAV9 Inod GFP 转基因后维持无菌状态。在全脑中均可观察到 GFP 基因表达，包括前部纹状体、脑桥和小脑。在脊髓中也检测到GFP表达，可见于脊髓运动神经元和背根神经节神经元。在新生小鼠静脉注射自互补AAV9-GFP后，成年小鼠的心脏和肝脏中可检测到GFP免疫荧光信号。相比之下，未注射小鼠的心脏和肝脏中则无GFP表达。每只动物的操作时间应为三到五分钟。观看本视频后，您应能够充分掌握如何对新生小鼠进行静脉注射。

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科研

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Biology

生物学

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本方案详细介绍了在新生小鼠中进行鞘内注射以实现基因编辑和药物递送的逐步操作步骤。...

新生小鼠鞘内注射用于基因组编辑与药物递送

本方案展示了通过颞静脉注射将儿童肿瘤细胞经静脉递送至新生小鼠，从而实现对生命早期抗肿瘤免疫反应的精确且可重复的建模。该方法可用于评估在新生儿期施加干预措施（如免疫调节或治疗）所产生的影响。...

一种用于评估生命早期免疫活性抗肿瘤细胞的新生儿静脉移植模型

学习新生小鼠静脉注射技术，用于儿科疾病模型研究中的药物递送。该方法适用于一至两天龄幼鼠，通过颞静脉注射实现非侵入性给药，便于评估治疗效果并推进神经科学领域的早期干预研究。

新生小鼠静脉注射

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