Name: 血管球囊损伤和腔内管理在大鼠颈动脉 (视频) | JoVE Journal
Uploaded: 2014-12-23T13:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 41 s
Description: 了解大鼠颈动脉球囊损伤与腔内管理技术，用于研究血管重塑机制和新内膜增生。该方法为心血管疾病治疗策略提供重要的体内研究平台。

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我们感谢 Clowes 博士首次开发并描述了该方法。同时感谢 Tulis 博士提供的详细实验方案，该方案对我们的既往、当前及未来工作具有重要帮助。本研究工作得到了美国国立卫生研究院（NIH）授予 M.T. 的资助项目 R01HL097111 和 R01HL123364，以及美国心脏协会授予 M.T. 的资助项目 14GRNT18880008 的支持。
我们感谢 Rachel Newton 在拍摄过程中提供的专业技术支持和宝贵帮助。

注意：以下实验所涉及的动物使用已通过机构动物照护与使用委员会（IACUC）的审查与批准。
1. 术前准备
<ol style="margin-left: 40px;">
	<li>使用前对手术器械进行灭菌。
	<ol>
		<li>所有手术器械在手术前 24 小时或更短时间内进行高压蒸汽灭菌。若同一天进行多次手术，两次手术之间须使用干珠灭菌器对器械进行灭菌。</li>
	</ol>
	</li>
	<li>使用前对生理盐水溶液进行过滤除菌。</li>
	<li>称量大鼠体重，并计算麻醉药物剂量（氯胺酮 80 mg/kg 和赛拉嗪 7 mg/kg）。</li>
	<li>通过腹腔内注射（i.p.）给予麻醉药物。
	<ol>
		<li>注射后 5–10 分钟通过夹捏足趾检查镇静程度。若镇静不充分，可追加小剂量药物（氯胺酮 7 mg/kg 和赛拉嗪 0.6 mg/kg）。</li>
		<li>确保针头插入足够深度以实现腹腔内给药，因为未能将全部药液注入腹腔会导致镇静不足。 
		注意：若药物意外注入皮下（s.c.），术后数天可在注射部位观察到皮肤溃疡和脱毛现象。</li>
	</ol>
	</li>
	<li>皮下注射（s.c.）3 ml 无菌生理盐水溶液。使用无菌棉签，将少量眼用软膏涂抹于双眼，以防止角膜干燥。</li>
	<li>准备加热设备。通过微波炉或水浴预先加热保温垫。</li>
	<li>将动物仰卧位放置于手术台上。
	<ol>
		<li>去除颈部腹侧区域的毛发。用棉签涂抹脱毛剂，等待 30 秒后用纱布彻底擦净。</li>
		<li>用聚维酮碘溶液和 70% 乙醇擦拭颈部皮肤进行消毒。</li>
	</ol>
	</li>
	<li>穿戴个人防护装备，包括手术衣、头套、外科口罩和护目镜。在接触无菌手术器械和用品前最后戴上无菌外科手套。</li>
	<li>用无菌手术单覆盖大鼠，仅暴露颈部区域。</li>
</ol>
2. 手术操作
<ol style="margin-left: 40px;">
	<li>手术过程中，每15分钟通过夹捏足趾检查动物的麻醉深度。若动物对足趾夹捏有反应，追加给予少量（初始剂量的10%）氯胺酮和赛拉嗪。</li>
	<li>解剖左侧颈总动脉（CCA）
	<ol>
		<li>使用手术刀在颈部中线处做一条纵向直线切口。&#160;皮肤切口的长度约为1.5–2 cm，目的是分离出1.5–2 cm长的一段动脉。具体长度可根据研究目的进行调整。</li>
		<li>用钝性分离法将皮肤上的结缔组织剥离。保持镊子尖端朝上，注意不要刺穿皮肤或其下的组织。</li>
		<li>沿气管左侧纵向解剖肌肉层。</li>
		<li>打开肌层时，辨认左侧颈总动脉（CCA），迷走神经紧贴其旁。沿左侧颈动脉小心钝性分离，谨慎操作以充分保护迷走神经，避免过度牵拉。</li>
		<li>向远端解剖颈总动脉至分叉处。仔细解剖分叉部位及其两个分支——颈内动脉（ICA）和颈外动脉（ECA）。</li>
		<li>继续解剖颈总动脉（CCA）周围组织，直至分离出约1.5–2 cm长的动脉段，使其与周围组织完全分开。</li>
	</ol>
	</li>
	<li>球囊损伤
	<ol>
		<li>在颈外动脉（ECA）分叉处远端约 5 mm 处永久结扎。在靠近 ECA 与颈内动脉（ICA）分叉处的位置，永久结扎 ECA 的枕支。同时，若存在位于分叉处与 ECA 结扎点之间的其他分支（例如甲状腺上支），亦需进行永久结扎。所有结扎均使用 4-0 黑色丝线。在颈总动脉（CCA）近端和 ICA 远端放置夹子。 
		注意：现在，通过结扎（ECA）永久性阻断血流，或通过夹闭（CCA 和 ICA）暂时性阻断血流。分叉区域管腔内的内容物已与体循环隔离。</li>
		<li>使用小型显微剪刀在颈外动脉（ECA）上做动脉切开切口，确保切口靠近远端结扎线。用生理盐水和棉签清除血液。</li>
		<li>将未充气的2F球囊导管插入ECA管腔，将球囊导管向近端推进至CCA管腔，继续向近端推进导管，直至其顶端到达夹闭部位所在位置。</li>
		<li>将球囊充气装置连接至三通旋塞的雌性鲁尔锁接口，并将三通旋塞的雄性鲁尔锁接口连接至球囊导管。</li>
		<li>以约1.5 atm的压力缓慢充胀球囊，使颈动脉扩张至其原始直径的1.5倍。</li>
		<li>轻轻地将球囊旋转回至分叉处。</li>
		<li>放气后将球囊退回至近端，再次充气，并重复回撤操作共三次。</li>
		<li>从动脉腔内撤出球囊导管。</li>
	</ol>
	</li>
	<li>管腔内给药试剂（例如， siRNA、药物 
	注意：此处使用的试剂为含有编码靶向基质相互作用分子1（STIM1）的shRNA或非靶向shRNA对照的慢病毒颗粒的溶液。STIM1是一种单次跨膜内质网（ER）蛋白，为内质网Ca2+ 控制质膜钙激活的传感器2+ 通道，并在血管平滑肌向增殖迁移表型去分化过程中上调12,30-33.
	<ol>
		<li>将血管内套管针连接至注射器（24 G，1.6 cm），吸取30 µl待测试剂溶液，通过同一ECA切口插入导管。</li>
		<li>将导管尖端推进至颈总动脉（CCA），并在颈外动脉（ECA）上用缝线打单结固定导管，暂时关闭切口。</li>
		<li>将测试试剂溶液注入CCA管腔内，使溶液在血管腔内保留30分钟。用生理盐水保持暴露组织湿润，并以一块湿纱布覆盖。</li>
		<li>孵育后，吸除残余溶液。松开单结，拔出导管。</li>
		<li>在动脉切口近端用一段缝线结扎ECA。打结位置应尽可能靠近分叉处。</li>
	</ol>
	</li>
	<li>缝合伤口。
	<ol>
		<li>由于球囊损伤和导管插入可能导致血管泄漏或穿孔，应移除颈内动脉上的夹子并检查是否有渗漏。若观察到出血，应用一块纱布轻压以止血。</li>
		<li>移除CCA上的另一个夹子。</li>
		<li>确保无出血迹象后，移除所有止血钳和其他外科器械。剪除多余的缝线。</li>
		<li>使用皮肤缝线（4-0黑色丝线）缝合伤口。用聚维酮碘或其他抗菌/杀菌/杀病毒试剂在闭合伤口四周进行擦拭。皮下注射3 ml无菌生理盐水。</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
3. 术后操作
<ol style="margin-left: 40px;">
	<li>术后将大鼠置于加热垫上。通过肌肉注射（i.m.）给予大鼠一剂0.05 mg/kg的丁丙诺啡。在恢复过程中，保持动物的眼睛和口腔湿润。持续监测动物，直至其清醒并能自主活动。</li>
	<li>将动物放置于无垫料的清洁笼具中，直至其完全恢复。恢复后，将动物送回动物房，并进行单只单独饲养。</li>
</ol>

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<li>Zhang, W., Trebak, M. Balloon Injury in Rats as a Model for Studying TRP Channel Contribution to Vascular Smooth Muscle Remodeling. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aZhang%2C+W+%22T+TRP+Channels+in+Drug+DiscoveryMethods+in+Pharmacology+and+Toxicology%22">T TRP Channels in Drug DiscoveryMethods in Pharmacology and Toxicology</a>. Szallasi, A., Bíró, T. , Humana Press. 101-111 (2012).</li>
<li>Tulis, D. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Histological+and+morphometric+analyses+for+rat+carotid+balloon+injury+model%29%5BTitle%5D)+AND+%22Methods+In+Molecular+Medicine%22%5BJournal%5D)">Histological and morphometric analyses for rat carotid balloon injury model).</a> Methods In Molecular Medicine. 139, 31-66 (2007).</li>
<li>Advanced Sterilization Products. How to use Cidex OPA solution. , Available at: 
 <a target="_blank" href="http://www.hopkinsmedicine.org/hse/forms/cidexopa/OPAHowToUse.pdf">http://www.hopkinsmedicine.org/hse/forms/cidexopa/OPAHowToUse.pdf</a> (2014).</li>
</ol>

作者声明不存在任何竞争性经济利益。

大鼠颈动脉球囊损伤模型在2007年由Tulis进行了详细描述34。Tulis博士对该手术操作的各个细节均作了全面阐述。建议有意开展该实验操作的读者仔细阅读Tulis的实验方案。然而，我们在一点上与Tulis博士的建议不同：我们建议使用空气而非生理盐水或其他液体来充盈球囊。根据我们的实践经验，使用液体充盈时几乎难以避免气泡的产生。此外，在损伤过程中更难灵活调节压力，可能对动脉造成额外的应力和损伤。另一个&#160;技术要点是在手术期间使用一个小“垫枕”（可用纸巾或纱布制成）支撑动物的颈部。
根据既往文献报道以及作者多年大鼠球囊损伤手术的经验，本文作者建立了一种稍作修改并简化的实验方案35。此外，本文还展示了在损伤后立即进行腔内给药治疗的技术。该操作使该存活手术的总时长增加了一倍左右，因此需要操作者具备更丰富的实际操作经验。手术时间延长后的主要关注点在于麻醉深度的维持。初始麻醉剂量通常可维持大鼠镇静状态30–45分钟，因此在30分钟的灌注期间应频繁通过夹趾反射检查动物的麻醉状态。本手术选择注射类麻醉药物而非吸入性麻醉的主要原因在于大鼠头部的摆放方向。根据作者经验，当大鼠头部朝向术者仰卧时，球囊导管插入颈动脉的操作更为简便。手...

球囊导管是一种用于血管成形术的医疗器械，旨在扩张血管中由动脉粥样硬化斑块或血栓引起的阻塞部位。通过球囊的膨胀迫使狭窄的血管管腔扩张，从而逐步恢复血流，缓解下游缺血症状，如心绞痛、心肌梗死和腿部疼痛。然而，尽管血管成形术取得了显著成功，但术后并发症仍限制了其疗效，例如因机械力导致的血管气压损伤（球囊损伤），进而引起血管壁重构，以及在许多情况下出现血管管腔再次狭窄（再狭窄）1。
为了帮助研究人员理解球囊损伤相关血管壁重塑的潜在机制，已开发出多种模拟血管成形术过程的动物模型2。在所有用于建模的动物物种中，大鼠是最常使用的一种。与兔、犬和猪相比，大鼠的优势在于成本低、操作相对简便，以及目前对大鼠生理学已有较为充分的认识。尽管小鼠因拥有大量基因修饰品系而具备额外优势，但其血管过细，难以插入球囊导管。在过去三十年中，实验用大鼠使研究人员得以更深入地了解新生内膜形成和血管重塑背后的分子与细胞机制3-6。除了球囊损伤外，血管重塑还参与大多数主要血管疾病的发生发展，例如动脉粥样硬化7,8、高血压9和动脉瘤10。因此，通过球囊损伤模型获得的知识通常有助于整体血管壁疾病的研究。
大鼠球囊损伤模型的总体目标不仅是进一步理解血管疾病，而且是检验新型药物在疾病控制中的有效性11,12目前，临床治疗再狭窄主要通过血管成形术后经管腔置入药物洗脱支架来实现。在动物模型中，一种高效且更为经济的新药测试方法是已建立的局部管腔内灌注技术。通过该方法已测试的候选药物包括小分子药物。13,14细胞因子或生长因子15,16基因操作试剂（cDNA 克隆，siRNA， 等等。)17-20，以及新型药物制剂21,22.
迄今为止，大鼠球囊损伤模型仍然是研究血管疾病/紊乱最有用的模型之一。它是从基础研究走向临床应用的基本步骤，通常是从体外（in vitro）研究转向体内（in vivo）研究的第一步，但不应是最后一步。由于人类与大鼠在血管床、血管解剖结构以及固有的物种差异方面存在不同，大鼠实验的结果在转化为人类临床应用之前，需要经过审慎评估和进一步表征23-26。尽管如此，它仍是转化医学研究中不可或缺的工具。过去，这类研究曾受限于缺乏基因修饰大鼠，但随着锌指核酸酶27、TALENs28和CRISPR-Cas29等新型基因组技术的出现，构建基因敲除大鼠已变得易于实现。

<table><tbody><tr><td>2 法式 Fogarty 球囊取栓导管&amp;nbsp;</td><td>Edwards Lifesciences，德国</td><td>&amp;nbsp;120602F</td><td></td></tr><tr><td>Deltaphase 操作板 - 包含 2 个垫片 &amp;和 2 种绝缘体</td><td>Braintree Scientific, Inc.</td><td>39OP</td><td></td></tr><tr><td>LED光源</td><td>Fisher Scientific</td><td>12-563-501&amp;nbsp;</td><td></td></tr><tr><td>哈特曼蚊式止血钳 4&amp;rdquo; 弯曲的</td><td>Apiary Medical, Inc. 美国加利福尼亚州圣地亚哥</td><td>gS 22.1670</td><td></td></tr><tr><td>克里尔牵开器 4&amp;rdquo; 双端</td><td>Apiary Medical, Inc.</td><td>gS 34.1934</td><td></td></tr><tr><td>其他外科器械</td><td>Roboz外科器械公司，美国马里兰州盖瑟斯堡</td><td></td><td></td></tr><tr><td>外周静脉留置针，24 G</td><td>BD</td><td>381312</td><td></td></tr><tr><td>盐酸氯胺酮，100 mg/ml，10 ml</td><td>Ketaset- Patterson Vet</td><td>07-803-6637&amp;nbsp;</td><td></td></tr><tr><td>赛拉嗪（AnaSed），20 mg/ml，20 ml</td><td>Ketaset- Patterson Vet</td><td>07-808-1947</td><td></td></tr><tr><td>布托啡诺，0.3 mg/1 ml（5支/盒）</td><td>Ketaset- Patterson Vet</td><td>07-850-2280</td><td></td></tr><tr><td>Nair 婴儿润肤油脱毛乳液 - 9 盎司</td><td>亚马逊/沃尔玛/CVS</td><td>N/A</td><td></td></tr><tr><td>充气装置</td><td>Demax Medical</td><td>DID30</td><td></td></tr><tr><td>D300 三通止流夹</td><td>B.Braun Medical Inc.</td><td>4599543</td><td></td></tr><tr><td>人工泪液软膏&amp;nbsp;</td><td>Rugby Laboratories，美国佐治亚州杜鲁斯</td><td>N/A</td><td></td></tr></tbody></table>

大鼠颈动脉血管球囊损伤与管腔内给药

Vascular Balloon Injury and Intraluminal Administration in Rat Carotid Artery

大鼠颈动脉球囊损伤模型已建立二十余年，现仍为研究血管平滑肌去分化、新生内膜形成及血管重塑过程中分子与细胞机制的重要方法。雄性Sprague-Dawley大鼠是该模型最常用的实验动物，雌性大鼠因雌激素对血管疾病具有保护作用，可能引入实验变异，故不推荐使用。通常对左侧颈动脉进行损伤处理，右侧颈动脉则作为阴性对照。左侧颈动脉损伤由球囊扩张所致，球囊扩张可剥脱血管内皮并扩张血管s 血管壁。在损伤后，可评估潜在的治疗策略，例如使用药理学化合物，或进行基因或shRNA转移。通常在基因或shRNA转移过程中，将受损的血管腔局部暴露于编码特定蛋白或shRNA的病毒颗粒中，持续30分钟，以实现向受损血管壁的递送与表达。新生内膜增厚（代表增殖性血管平滑肌细胞）通常在损伤后2周达到高峰。此时点通常为收获血管组织的最佳时机，用于对细胞信号通路以及基因和蛋白表达进行细胞与分子水平的分析。根据实验目的，也可在更早的时间点收获血管，以确定特定蛋白或通路的表达起始或激活情况。可通过组织学染色、免疫组织化学、蛋白/mRNA检测以及活性检测对血管进行表征与评估。同一动物的完整右侧颈动脉是理想的内部对照。通过将受损动脉与内部右侧对照动脉进行比较，可评估损伤诱导的分子与细胞参数变化。同样，通过将经治疗的受损动脉与仅受损的对照动脉进行比较，可评估不同治疗方式的效果。

损伤后两周，取颈动脉进行切片并进行形态学分析。颈动脉横切后采用苏木精-伊红（H&amp;E）染色（图1、图2B、C和图3）。大鼠颈动脉管壁包含四层弹性膜，染色后呈粉红色条带。最外层为外弹性膜（EEL），最内层为内弹性膜（IEL），二者之间的区域为中膜平滑肌层（图1）。IEL内侧区域为内膜，在完整血管中为单层内皮细胞；而在损伤血管中则表现为内膜增生。在损伤的颈动脉中，由于平滑肌细胞增殖，中膜厚度较对照血管增加。新生内膜的厚度等于或大于同一动脉中膜的厚度。外膜也因大量胶原沉积而增厚（图1B、D）。对于使用待检测试剂处理以评估其抑制新生内膜形成能力的动脉（本例中为STIM1 shRNA），其横切面的新生内膜面积较对照损伤动脉更小（图2）。STIM1 shRNA介导的STIM1基因敲低效果明确，与对照损伤血管相比，损伤血管新生内膜及中膜中的STIM1表达水平显著降低。
正如讨论部分将提到的，外科医生应谨慎避免过度扩张球囊而导致血管过度损伤。这会造成血管壁破...

本方案采用球囊导管对大鼠颈动脉造成管腔内损伤，从而诱导新生内膜增生。这是一种研究血管损伤后重塑机制的成熟模型，也广泛用于评估潜在治疗策略的有效性。

大鼠颈动脉球囊损伤模型已建立二十多年，至今仍是一种研究分子和……的重要方法。

本实验的总体目标是提供一种在大鼠体内研究血管疾病分子机制的活体平台。首先暴露左侧颈总动脉并暂时阻断其血流；第二步是将球囊导管插入血管腔内并实施球囊损伤。接下来，将测试试剂灌注到受损血管的管腔中。最后一步是结扎颈外动脉并恢复血流。最终，在损伤两周后收集受损动脉，用于研究损伤引起的形态学和细胞反应，以及测试试剂的相对作用效果。该方法有助于解答有关平滑肌重塑分子机制的关键问题，这种重塑发生在再狭窄、动脉粥样硬化和高血压等心血管疾病过程中。通常，初次接触该方法的研究人员会遇到困难，因为他们难以定位锁骨下颈动脉。在将球囊导管插入动脉腔时，务必采用无菌技术。所有手术器械应通过高压灭菌器或干珠灭菌器进行灭菌，生理盐水应通过过滤法灭菌。用麻醉剂麻醉大鼠后，通过脚趾夹捏法确认其已达到手术麻醉水平，随后皮下注射3毫升生理盐水以补充水分。然后用棉签将眼用软膏涂抹于双眼。现在，将大鼠置于手术平台上的温热垫上，使其呈仰卧位。使用脱毛膏彻底去除颈部腹面的毛发。30秒后擦去脱毛膏，并交替使用碘酒和70%乙醇擦拭皮肤，使其清洁。现在，穿戴好防护装备。准备好工具并覆盖大鼠。随后开始手术，每15分钟进行一次操作。在手术过程中，定期通过脚趾夹捏检查动物的反应。若有任何反应，给予10%剂量的麻醉混合物。开始手术，分离颈总动脉。首先，使用手术刀在颈部做一切口。然后钝性分离皮肤下的结缔组织，注意避免刺破深层组织。接着，沿气管左侧分离肌肉层，以暴露左侧颈总动脉及其附着的迷走神经。随后小心地将神经与动脉分离，避免损伤或牵拉神经。现在，继续向远端解剖至动脉分叉处。然后沿两条分支继续分离，直至游离出1.5至2厘米的动脉段。准备进行球囊损伤操作，首先在甲状腺上动脉分支的近端侧结扎ECA。接着，结扎 ECA 的枕支。该分支位于 ECA 与 ICA 分叉处附近。然后夹闭 CCA 的近端和 ICA 的远端。此时，应通过结扎实现永久性阻断血流，通过夹闭实现暂时性阻断血流。因此，分叉区域的管腔内容物已被隔离。现在根据需要，使用小型显微剪刀在颈外动脉靠近远端结扎线处做一切口，用生理盐水和棉签清理血液。请确保已游离出足够长的一段颈外动脉，因为当你向前推送和向后牵拉球囊导管时，切口会被扩大。下一步是将一个未充气的2F球囊导管插入ECA管腔。将导管向近端推进至CCA管腔，直至其顶端到达夹闭位置。然后将球囊充气装置连接到三通旋塞阀的雌性鲁尔锁接头，并将三通旋塞阀的雄性鲁尔锁接头连接至球囊导管。现在使用约1.5个大气压的压力，缓慢扩张球囊，使颈动脉扩张至初始直径的约1.5倍。扩张完成后，一边轻轻回撤球囊，一边旋转至分叉处。随后使球囊放气，并将其重新推进至近端位置。重复此充气-牵拉-放气过程两次。然后将球囊导管从动脉管腔中撤出。本演示中。使用编码短发夹RNA的慢病毒颗粒进行实验时，通过血管内套管针导管连接注射器，抽取30微升测试试剂。

vascular-balloon-injury-intraluminal-administration-rat-carotid

Research

科研

JoVE Journal

Medicine

医学

血管球囊损伤和腔内管理在大鼠颈动脉

新生内膜增生是动静脉化静脉狭窄的主要原因。我们提出一种新方案，采用套管技术将Sprague...

训练一种复杂的显微外科技术：大鼠颈总动脉中植入颈外静脉移植物

在本视频中，我们演示了一种在大鼠模型中对左侧颈总动脉进行插管的外科手术操作。...

大鼠模型中颈动脉插管术

双侧颈动脉阻断联合全身性低血压可在大鼠中诱导全脑缺血，导致海马区出现可重复的严重损伤。动物模型表现出可预测的脑损伤模式，恢复迅速，且死亡率相对较低。...

双血管阻断/低血压：大鼠全脑缺血模型

这些研究报道了腺病毒基因载体可逆性地附着于支架及模型网状圆盘的无涂层金属表面。通过水解用于固定载体的交联剂，实现具有转导活性的病毒颗粒的持续释放，从而在血管细胞和置入支架的动脉中产生持久的位点特异性转基因表达。...

利用通过可水解交联剂连接的腺病毒载体从金属支架表面进行血管基因转导

下述大鼠颈动脉球囊损伤模型可使研究人员评估能够抑制损伤诱导的动脉增生的药物或治疗方法。文中详细描述了术前准备、手术操作步骤以及动物的术后护理。...

一种用于测试抗血管重塑治疗药物的大鼠颈动脉球囊损伤模型

本研究描述了一种在小鼠中诱导加速动脉粥样硬化的侵入性操作方法。与使用电损伤或冷冻损伤的其他方法相比，机械性损伤更接近人类血管重建治疗后发生再狭窄的病理状况，因此非常适合用于研究相关分子机制。...

小鼠加速动脉粥样硬化诱导：“导丝损伤”模型

了解动脉去内皮损伤后重新内皮化过程的细胞和分子机制，对于预防动脉血栓形成和再狭窄至关重要。本文介绍了一种可重复的肾下腹主动脉去内皮损伤造模方案。该方法旨在利用小鼠模型研究调控内皮再生的潜在机制。...

通过小鼠肾下腹主动脉夹闭实现可重复的动脉去内膜损伤

本研究展示了在大鼠中建立微创且易于重复的脊髓缺血模型的技术。通过控制主动脉阻断时间，可产生不同程度的后肢运动功能障碍。...

脊髓缺血大鼠模型中主动脉阻断后可重复的运动功能障碍

本实验的总体目标是提供一种高度可重复的技术，用于在缺血性脑卒中大鼠模型中进行血脑屏障破坏的体内评估。...

一个 在体 内 缺血性中风大鼠模型中血脑屏障破坏的评估

大鼠颈动脉球囊损伤模型模拟了临床上为恢复动脉粥样硬化血管血流而实施的血管成形术。该模型通过扩张动脉壁并剥脱内膜层的内皮细胞，诱发动脉损伤反应，最终导致血管重塑和内膜增生性反应。...

大鼠颈动脉压力控制节段性球囊损伤联合血管外膜周围治疗应用

本方案介绍了一种用于在非血栓性、血栓性和血栓后深静脉中测试静脉成形术球囊（VB）干预的存活啮齿动物模型。...

啮齿类动物下腔静脉球囊血管成形术模型

了解大鼠颈动脉球囊损伤与腔内管理技术，用于研究血管重塑机制和新内膜增生。该方法为心血管疾病治疗策略提供重要的体内研究平台。

大鼠颈动脉血管球囊损伤与管腔内给药

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